Das Institutional Animal Care and Use Committee der Medical University of South Carolina genehmigte die gesamte Pflege, Wartung und Behandlung von Tieren. Darmgewebe wurde von adulten C57BL/6J-Mäusen (Männchen und Weibchen im Alter von 3-5 Monaten, mit einem Gewicht von etwa 30 g) für die Verwendung in der vorliegenden Studie entnommen. 1. Fixierung des Darmgewebes Präparieren Sie vorsichtig den gesamten Darm einer euthanasierten Maus und legen Sie ihn in ein Waagschen oder eine Petrischale, die phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) enthält. Entferne den Darm aus dem PBS und entferne mit einer Schere sanft überschüssiges Fett und Bindegewebe. Das Schneiden des Bindegewebes hilft dabei, dass das Gewebe in den nachfolgenden Schritten flach liegt. Teilen Sie den Darm mit einer Schere in einzelne Segmente auf (z. B. Zwölffingerdarm, Jejunum, Ileum, Blinddarm und Dickdarm). Unterteilen Sie die Segmente nach anatomischen Merkmalen und/oder Länge, wobei etwa 13 % der Darmlänge auf den Zwölffingerdarm, 58 % auf das Jejunum, 8 % auf das Ileum, 6 % auf den Blinddarm und 15 % auf den Dickdarm entfallen9. Der Zwölffingerdarm folgt dem Magen, und das Ileum ist der terminale Abschnitt des Dünndarms unmittelbar vor dem Blinddarm. Befreie den Dickdarm, indem du mit einer Schere die Stelle schneidest, an der er mit dem Blinddarm zusammentrifft. Legen Sie den Zwölffingerdarm, das Jejunum, das Ileum und den Dickdarm in das Waagschen oder die Petrischale von PBS. Entsorgen Sie den Blinddarm oder reparieren Sie ihn nach anderen veröffentlichten Methoden10. Befestigen Sie eine P200-Pipettenspitze an einer 10-ml-Spritze, indem Sie das große Ende der Spitze mit einer Rasierklinge abschneiden. Füllen Sie die Spritze mit PBS. Führen Sie die Spritzenspitze mit einer Pinzette in die Öffnung eines Darmabschnitts ein. Halten Sie den Darmabschnitt mit der Pinzette auf der Spritze und spülen Sie ihn vorsichtig mit einer Geschwindigkeit von ~50 μL/s, um den Darminhalt zu entfernen. Sammeln Sie den Darminhalt in einem leeren Waagschiffchen oder einer Petrischale. Legen Sie das nasse Darmsegment in einer geraden Linie auf einen Streifen trocken etikettiertes Zellulose-Filterpapier (siehe Materialtabelle). Stellen Sie sicher, dass das Darmsegment feucht genug ist, um richtig auf dem trockenen Filterpapier zu haften. Beschriften Sie das Filterpapier mit einem Bleistift mit den Informationen für Mauszahl, Genotyp, Versuchsgruppe usw.HINWEIS: Die Verwendung eines Stifts zum Beschriften des Filterpapiers kann zum Verlust der Etiketten während der Fixierung führen. Schneiden Sie den Darm mit einer Präparierschere längs entlang der Mesenteriallinie auf. Schneiden Sie jeweils ~5 mm und legen Sie das geschnittene Gewebe mit der Unterkante der Schere oder einer Pinzette flach auf das Filterpapier. Fahren Sie fort, bis der gesamte Abschnitt des Darms abgeschnitten und flach auf das Filterpapier gelegt ist. Achten Sie darauf, den Darm so gerade wie möglich aufzuschneiden, da dies das Rollen des Gewebes erleichtert.HINWEIS: Bei diesem Schritt kann eine Kugelschere verwendet werden, um Gewebeschäden zu vermeiden. Legen Sie ein weiteres Stück Filterpapier auf das Darmsegment. Stellen Sie sicher, dass das Filterpapier das Darmsegment umschließt und verhindert, dass sich der Darm während der Fixierung kräuselt oder seine abgeflachte Form verliert. Tackern Sie die Kanten des Filterpapiers ab, um das Taschentuch an Ort und Stelle zu halten. Tackern Sie das Taschentuch nicht ab. Legen Sie genügend Klammern um das Taschentuch, um zu verhindern, dass sich das Taschentuch beim Fixieren vom Filterpapier löst. Wiederholen Sie die Schritte 1.5-1.10 für jedes der Darmsegmente (Zwölffingerdarm, Jejunum, Ileum und Dickdarm). Tauchen Sie das Gewebe über Nacht bei 4 °C in 10 % normales gepuffertes Formalin (oder ein Fixiermittel nach Wahl wie 4 % Paraformaldehyd, Carnoy-Fixiermittel usw.).ACHTUNG: Stellen Sie sicher, dass die richtige persönliche Schutzausrüstung getragen wird, da Fixiermittel wie Formalin giftig sind. 2. Rollen und Verarbeitung von Darmgewebe ACHTUNG: Führen Sie die Schritte 2.1-2.6 in einer belüfteten Haube durch. Entferne vorsichtig das obere Stück Filterpapier (dasjenige, das die luminale Seite des Darms berührt). Ziehe den Darm mit einer Pinzette vorsichtig vom unteren Stück Filterpapier ab. Entsorgen Sie das Filterpapier. Füllen Sie drei Wiegeboote mit PBS. Waschen Sie das Tuch in PBS 3x, um Formalin aus dem Gewebe zu entfernen. Nehmen Sie mit einer umgekehrten Pinzette (siehe Materialtabelle) ein Stück Darm entlang der kurzen Kante auf, wobei die luminale Seite nach oben zeigt. Drehen Sie die Pinzette, um das Gewebe zu rollen. Verwende eine normale Pinzette, um das Gewebe beim Rollen zu führen. Wenn das Taschentuch gefaltet wird, rollen Sie es ab und versuchen Sie es erneut. Legen Sie das Taschentuch in ein trockenes Waagschiffchen oder eine Petrischale. Halten Sie das Gewebe mit einer Pinzette in einer Hand an Ort und Stelle. Öffnen Sie vorsichtig die umgekehrte Pinzette und lassen Sie das Gewebe los, indem Sie die anderen Pinzetten verwenden, um das Gewebe von der umgekehrten Pinzette zu lösen. Führen Sie einen Präparierstift der Größe 00 oder einen winzigen Stift in das Gewebe ein (siehe Materialtabelle). Verwenden Sie einen Drahtschneider, um die scharfe Spitze des Stifts zu entfernen. Legen Sie das Taschentuch in eine große Kassette und legen Sie die Kassette dann in einen Behälter mit 70 % Ethanol, bis sie zur Verarbeitung bereit ist. Wiederholen Sie die Schritte 2.1-2.5 mit allen Darmsegmenten (Zwölffingerdarm, Jejunum, Ileum und Dickdarm) und legen Sie alle vier Geweberollen in dieselbe große Kassette (siehe Materialtabelle). Stellen Sie sicher, dass die Kassette mit einem Bleistift beschriftet ist, um zu verhindern, dass das Etikett in den Ethanol- und Xylollösungen (siehe Materialtabelle) abgewaschen wird. Sobald alle Proben gerollt sind, geben Sie die Proben in einen Tissue-Prozessor. Verwenden Sie die folgenden Einstellungen für das Darmgewebe: 70% Ethanol für 35 Minuten; 90% Ethanol für 35 min; 95% Ethanol für 35 min; 100% Ethanol für 35 min, 3x; Xylol für 35 min, 3x; Paraffin für 60 min, 3x. Die Kassetten können über einen längeren Zeitraum in geschmolzenem Paraffinwachs belassen werden.ACHTUNG: Stellen Sie sicher, dass die richtige Schutzausrüstung getragen wird, da Xylol eine giftige Chemikalie ist. 3. Einbettung des Darmgewebes Heizen Sie große Einbettformen vor, um das Paraffin geschmolzen zu halten. Nehmen Sie die Kassetten aus dem Tissue-Prozessor und legen Sie sie in ein Becherglas mit geschmolzenem Paraffin. Geben Sie an einer Einbettstation eine kleine Menge Paraffin in eine Form. Nehmen Sie die vier Schweizer Rollen aus der Kassette und legen Sie sie alle so flach wie möglich in eine Form. Füge mehr Paraffin hinzu, um die Form zu füllen. Schieben Sie die Form auf die Kühlplatte und stellen Sie sicher, dass alle Schweizer Rollen flach auf dem Boden der Form liegen. Legen Sie einen beschrifteten kleinen Kassettendeckel (siehe Materialtabelle) auf die Form und fügen Sie bei Bedarf mehr Paraffin hinzu. Sobald das Wachs erstarrt ist, entferne den Block aus der Form. Das Gewebe ist nun bereit, in 5-μm-Scheiben geschnitten und für die Immunfärbung auf geladene Glasobjektträger aufgewirbelt zu werden11. 4. Gewebeadhärenz und Vorbereitung des Objektträgers Um sicherzustellen, dass der vorbereitete 5 μm Paraffingewebeschnitt auf dem Objektträger haftet, erhitzen Sie die Objektträger auf einem Objektträgerwärmer oder Heizblock auf 60 °C für 15-30 min. Die Rutschen können auch länger beheizt werden; Dieser Schritt ist nicht zeitkritisch. Lassen Sie die Dias auf Raumtemperatur abkühlen (~15 min). 5. Entparaffinisierung Wenn Sie mit der Entparaffinisierung der Objektträger beginnen, stellen Sie sicher, dass das Gewebe während des gesamten Verlaufs der Immunfärbung in einer Lösung verbleibt und nicht austrocknet. Verwenden Sie ein Objektträgergestell (siehe Materialtabelle), um die Objektträger zu halten, und legen Sie sie in eine lösungsmittelbeständige Schale (siehe Materialtabelle), die mit einem Reinigungs-/Entparaffinisierungsreagenz gefüllt ist (siehe Materialtabelle). Stellen Sie sicher, dass das Reagenz das Gewebe auf jedem Objektträger vollständig bedeckt. Bevor Sie die Objektträger vollständig in das Clearing-Reagenz eintauchen, tauchen oder stoßen Sie das Objektträgergestell mehrmals in die Clearing-Lösung. Lassen Sie die Objektträger 10 Minuten oder länger unter Wasser.HINWEIS: Dieser Schritt muss je nach gewähltem Klärmittel aufgrund gefährlicher Dämpfe möglicherweise in einer belüfteten Haube durchgeführt werden. Die Entparaffinisierung des Gewebes ist in diesem Schritt nicht zeitkritisch, wenn ein ungiftiges Klärmittel verwendet wird. Entfernen Sie das Objektträgergestell und rühren Sie es, um überschüssiges Reinigungsreagenz zu entfernen. In einer neuen lösungsmittelbeständigen Schale Schritt 5.2 wiederholen. In einer neuen lösungsmittelbeständigen Schale Schritt 5.3 wiederholen. Lassen Sie die Objektträger 15 Minuten oder länger unter Wasser. Dieser Schritt ist nicht zeitkritisch. 6. Rehydrierung Entfernen Sie das Objektträgergestell und rühren Sie es, um überschüssiges Reinigungsreagenz zu entfernen. Tauchen oder stoßen Sie den Objektträger mehrmals in eine neue, lösungsmittelbeständige Schale, die mit 100 % Ethanol gefüllt ist, und lassen Sie die Objektträger 5 Minuten lang eintauchen. Dieser Schritt ist zeitkritisch. 2x wiederholen. Entfernen Sie das Schiebegestell und rühren Sie es, um überschüssiges 100%iges Ethanol zu entfernen. Tauchen oder stoßen Sie den Objektträger mehrmals in eine neue, lösungsmittelbeständige Schale, die mit 95 % Ethanol gefüllt ist, und lassen Sie die Objektträger 5 Minuten lang eintauchen. Dieser Schritt ist zeitkritisch. 1x wiederholen. Entfernen Sie das Schiebegestell und rühren Sie es, um überschüssiges 95%iges Ethanol zu entfernen. Tauchen oder stoßen Sie den Objektträger mehrmals in eine neue, lösungsmittelbeständige Schale, die mit 70 % Ethanol gefüllt ist, und lassen Sie die Objektträger 5 Minuten lang eintauchen. Dieser Schritt ist zeitkritisch. Entfernen Sie das Schiebegestell und rühren Sie es um, um überschüssiges 70%iges Ethanol zu entfernen. Tauchen oder stoßen Sie den Objektträger mehrmals in eine neue, lösungsmittelbeständige Schale, die mit 50 % Ethanol gefüllt ist, und lassen Sie die Objektträger 5 Minuten lang eintauchen. Dieser Schritt ist zeitkritisch. Entfernen Sie das Schiebegestell und rühren Sie es um, um überschüssiges 50%iges Ethanol zu entfernen. Tauchen oder stoßen Sie den Objektträger mehrmals in eine neue, lösungsmittelbeständige Schale, die mit deionisiertem (DI) Wasser gefüllt ist, und lassen Sie die Objektträger 5 Minuten lang eintauchen. Dieser Schritt ist zeitkritisch.Um hier eine Pause einzulegen, legen Sie die Objektträger in einen Behälter mit PBS, bis die Immunfärbung nach dem 5-minütigen Wasserrehydratisierungsschritt fortgesetzt werden kann. 7. Antigen-Rückgewinnung Füllen Sie eine neue lösungsmittelbeständige Schale mit einem geeigneten Antigen-Retrieval-Puffer. Übertragen Sie das Objektträgergestell direkt in diese Lösung. Stellen Sie sicher, dass die Objektträger vollständig in die Antigen-Entnahmelösung eingetaucht sind und das Gewebe vollständig bedeckt.HINWEIS: Die optimalen Lösungen zur Antigengewinnung können je nach verwendetem Antikörper variieren. Die für einzelne Antikörper erforderliche Antigen-Entnahme muss möglicherweise vom Forscher festgelegt werden.Um 1x Citrat-Antigen-Retrieval-Puffer herzustellen, fügen Sie 2,94 g Natriumcitrat-Dihydrat (siehe Materialtabelle) pro 1 l deionisiertes Wasser hinzu. Sobald das Natriumcitrat-Dihydrat aufgelöst ist, fügen Sie Chlorwasserstoff hinzu (siehe Materialtabelle), bis die Lösung einen pH-Wert von 6 erreicht. Zum Schluss fügen Sie 500 μl Tween20 (siehe Materialtabelle) pro 1 l deionisiertes Wasser hinzu. Um 1x Tris-EDTA-Antigen-Retrieval-Puffer herzustellen, fügen Sie 1,211 g Tris Base und 0,292 g EDTA in 1 L deionisiertes Wasser hinzu. Sobald es aufgelöst ist, stellen Sie es auf pH 9 ein. Decken Sie die lösungsmittelbeständige Schale mit der Antigen-Rückgewinnungslösung und den Objektträgern mit einem Deckel ab und sichern Sie den Deckel mit Gummibändern. Stellen Sie die sichere, lösungsmittelbeständige Schüssel in einem Schnellkochtopf (siehe Materialtabelle) auf den Metallrost oder Untersetzer. Stellen Sie sicher, dass sich genügend Wasser im Schnellkochtopf befindet, um das Metallgestell oder den Untersetzer zu erreichen, damit sich Druck aufbauen kann. Setze den Deckel auf den Schnellkochtopf und drehe ihn im Uhrzeigersinn, um ihn zu verriegeln. Drehen Sie das Druckbegrenzungsventil, das sich auf dem Deckel befindet, auf die Druckeinstellung. Wählen Sie in der Menüeinstellung den Schnellkochtopf mit hohem Druck und dann unter der Zeiteinstellung den Schnellkochtopf auf 30 Minuten ein. Wählen Sie Start. Nach 30 Minuten piept der Schnellkochtopf und stellt sich automatisch auf die Warmhalteeinstellung. Warten Sie, bis sich der Druck auf natürliche Weise gelöst hat und sich der Deckel frei abschrauben lässt. Verwenden Sie hitzebeständige Handschuhe (siehe Materialtabelle), um die lösungsmittelbeständige Schale aus dem Schnellkochtopf zu nehmen und das Gummiband und den Deckel zu entfernen. Stellen Sie die Schale für ~30 Minuten in ein Eisbad, damit die Objektträger auf Raumtemperatur abkühlen können. Dieser Schritt ist nicht zeitkritisch. Nach dem Abkühlen auf Raumtemperatur nehmen Sie den Objektträger aus der lösungsmittelbeständigen Schale und legen Sie ihn in eine neue, lösungsmittelbeständige Schale, die mit DI-Wasser gefüllt ist, um die restliche Antigen-Rückhollösung zu entfernen. Stellen Sie sicher, dass die Folien vollständig untergetaucht sind. Nehmen Sie den Schieber aus dem DI-Wasser und legen Sie ihn für 5 Minuten in eine neue, lösungsmittelbeständige Schale, die mit PBS gefüllt ist. Stellen Sie sicher, dass die Folien vollständig untergetaucht sind. Dieser Schritt ist nicht zeitkritisch. 8. Blockieren von unspezifischen Hintergrundflecken Bereiten Sie eine befeuchtete Kammer vor, indem Sie eine große Objektträgerbox nehmen und die am Deckel haftende Pappabdeckung entfernen. Legen Sie an den Boden der Schiebebox feuchte Papiertücher senkrecht nach unten. Stellen Sie sicher, dass die feuchten Papiertücher flach liegen. Entnehmen Sie eine Folie nacheinander aus dem in PBS getauchten Folienhalter. Wischen Sie überschüssiges PBS auf dem Objektträger vorsichtig ab und vermeiden Sie dabei das Gewebe. Bilden Sie mit einem hydrophoben Stift (siehe Materialtabelle) eine Barriere, die das Gewebe umgibt, indem Sie mit dem hydrophoben Stift einen Kasten um das Gewebe ziehen. Achten Sie darauf, das Taschentuch zu meiden und den hydrophoben Stift nicht zu nah am Taschentuch zu verwenden. Lege die umrandete Folie waagerecht über die feuchten Papiertücher. Fügen Sie Blockierungspuffer hinzu, um das Gewebe (~100 μL) abzudecken.Um einen Blockierungspuffer herzustellen, fügen Sie 100 μl Kaltwasser-Fischhautgelatine (Teleostein-Gelatine; siehe Materialtabelle) zu 9,85 ml PBS hinzu. Zum Schluss 50 μl 20 % Triton X-100 (siehe Materialtabelle) hinzufügen und mischen, bis es sich aufgelöst hat. Wiederholen Sie die Schritte 8.2 bis 8.4 für jede Folie. Schließen Sie die Befeuchtungskammer und inkubieren Sie die Objektträger 90 Minuten lang bei Raumtemperatur. 9. Blockieren von Maus auf Maus Wenn Sie einen primären Maus-Antikörper zur Immunfärbung von Mausgewebe verwenden, führen Sie einen zusätzlichen Blockierungsschritt durch. Maus-auf-Maus-Blockierungsreagenzien (Maus-auf-Maus-Block; siehe Materialtabelle) sind im Handel erhältlich; Befolgen Sie die kommerziellen Anweisungen, wenn Sie den Maus-auf-Maus-Block vorbereiten. Klopfen Sie die Blockierungslösung vorsichtig ab und fügen Sie sofort den vorbereiteten Maus-auf-Maus-Block hinzu, um das Gewebe (~100 μL) zu bedecken. Wiederholen Sie den Vorgang für jeden Objektträger, der Mausgewebe enthält und mit einem primären Antikörper gefärbt wird, der in Mäusen gezüchtet wurde. Inkubieren Sie die Gewebeschnitte in der befeuchteten Kammerbox bei Raumtemperatur für 15 min. Nehmen Sie die Objektträger aus der befeuchteten Kammer und legen Sie sie direkt in ein in PBS getauchtes Objektträgergestell. Lassen Sie die Folien 5 Minuten lang in PBS, um den Maus-auf-Maus-Block abzuwaschen. 10. Primäre Antikörper Wählen Sie für jeden Objektträger primäre Antikörper von Interesse aus, die in verschiedenen Spezies gezüchtet wurden. Verdünnen Sie die Primärantikörper in Antikörperverdünnungsmittel gemäß den Anweisungen des Herstellers. Folgende Primärantikörper wurden verwendet: E-CADHERIN (1:100), MUC2 (1:200), PCNA (1:500), LAMININ (1:200), β-CATENIN (1:200) und LAMP1 (1:50).HINWEIS: Wenn der Hersteller die empfohlenen Verdünnungen nicht angibt, ist eine Verdünnung von 1:100 ein guter Ausgangspunkt. Wenn der primäre Antikörper von Interesse an ein Fluorophor konjugiert ist, siehe Schritt 12.2.Um das Antikörperverdünnungsmittel herzustellen, fügen Sie PBS einen Blockierungspuffer 1:20 hinzu, wenn Sie den oben beschriebenen Fischgelatine-Blockierungspuffer verwenden. Entnehmen Sie die Objektträger aus dem PBS oder aus der Befeuchtungskammer, klopfen Sie die überschüssige Blockierungslösung oder PBS vorsichtig ab und legen Sie sie horizontal zurück in die Befeuchtungskammer. Stellen Sie sicher, dass die mit dem hydrophoben Stift in Schritt 8.3 erstellte Barriere erhalten bleibt. Umreißen Sie das Gewebe bei Bedarf erneut. Fügen Sie entsprechend verdünnte Primärantikörper von Interesse hinzu, um das Gewebe (~100 μL) zu bedecken. Schließen Sie die Befeuchtungskammer und inkubieren Sie die Objektträger auf einer ebenen Fläche bei 4 °C im Dunkeln über Nacht. 11. Waschen der Dias Nehmen Sie die Objektträger aus der befeuchteten Kammer, klopfen Sie die primären Antikörper vorsichtig ab und legen Sie die Objektträger für 5 Minuten in ein Objektträgergestell, das in PBS getaucht ist. Nehmen Sie den Schieber heraus und legen Sie ihn für 5 Minuten in eine neue, lösungsmittelbeständige Schüssel, die mit PBS gefüllt ist. Wiederholen Sie Schritt 1x. 12. Gegenfärbung von Sekundärantikörpern und Zellkernen Wählen Sie für jeden Objektträger Sekundärantikörper-Fluorophore aus, die an die Primärantikörperspezies binden sollen. Verdünnen Sie Sekundärantikörper-Fluorophore oder konjugierte Primärantikörper in Sekundärantikörper-Verdünnungsmittel. Die verwendeten Sekundärantikörper waren Esel Anti-Ziege 488 (1:200), Esel Anti-Kaninchen cy3 (1:200), Esel Anti-Maus 647 (1:200), Esel Anti-Kaninchen 647 (1:200) und Esel Anti-Ratte cy3 (1:200). Der primäre Antikörper γ-ACTIN, konjugiert mit Fluorophor 647, wurde in einer Verdünnung von 1:100 verwendet.Um ein Sekundärantikörper-Verdünnungsmittel herzustellen, fügen Sie PBS einen Blockierungspuffer 1:100 hinzu, wenn Sie wie oben beschrieben Fischgelatine-Blockpuffer verwenden. Entnehmen Sie die Objektträger aus PBS, klopfen Sie überschüssiges PBS vorsichtig ab und legen Sie sie horizontal zurück in die befeuchtete Kammer. Stellen Sie sicher, dass die mit dem hydrophoben Stift in Schritt 8.3 erstellte Barriere erhalten bleibt. Umreißen Sie das Gewebe bei Bedarf erneut. Fügen Sie entsprechend verdünnte Sekundärantikörper-Fluorophore oder konjugierte Primärantikörper von Interesse hinzu, um das Gewebe (~100 μL) zu bedecken. Schließen Sie die Befeuchtungskammer und inkubieren Sie die Objektträger bei Raumtemperatur im Dunkeln für 1 h. Verdünnen Sie 10 mg/mL Hoechst (siehe Materialtabelle) oder DAPI mit PBS für eine Endkonzentration von 1 μg/mL, Hoechst oder DAPI mit PBS und geben Sie es direkt in das Gewebe (~100 μL). 5 min bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubieren. Nehmen Sie die Objektträger aus der befeuchteten Kammer und legen Sie sie in ein Objektträgergestell, das 5 Minuten lang im Dunkeln in PBS getaucht ist. Entfernen Sie den Schieberost und stellen Sie ihn in eine neue, lösungsmittelbeständige Schüssel, die mit PBS gefüllt ist, für 5 Minuten im Dunkeln. Wiederholen Sie Schritt 1x. 13. Montage und Vorbereitung für die Mikroskopie Entfernen Sie jeweils einen Objektträger aus dem in PBS getauchten Objektträgerhalter, und lassen Sie die restlichen Objektträger im Dunkeln in PBS getaucht. Klopfen Sie überschüssiges PBS vorsichtig ab und wischen Sie bei Bedarf mit einem fusselfreien Tuch überschüssiges PBS vorsichtig auf dem Objektträger ab, wobei Sie das Taschentuch vermeiden. Geben Sie ein bis zwei Tropfen Antifading-Eindeckmittel (siehe Materialtabelle) in die Mitte des Gewebes. Halten Sie ein sauberes Deckglas (siehe Materialtabelle ) an den Rändern fest und senken Sie es langsam in einem Winkel von 45° auf den Objektträger. Stellen Sie sicher, dass sich das Einbettmedium gleichmäßig über das Gewebe verteilt. Beginnen Sie in der Mitte des Gewebes und drücken Sie mit zwei Fingern vorsichtig auf das Deckglas, um Luftblasen und überschüssiges Eindeckmedium zu entfernen. Bei Bedarf weiter in Richtung der Ränder drücken und durchgehend leichten Druck ausüben. Schneiden Sie das kleine Ende einer ungefilterten P200-Pipette ab und befestigen Sie es an der Spitze einer serologischen Pipette, die an ein Vakuum angeschlossen ist. Entlang der Ränder des Deckglases das überschüssige Eindeckmedium mit dem Staubsauger entfernen. Legen Sie den Objektträger in einer neuen Objektträgerbox waagerecht flach hin und lassen Sie den Objektträger im Dunkeln bei Raumtemperatur trocknen. Wiederholen Sie diesen Vorgang für jede Folie.