Um die Immunantwort auf Hirnerkrankungen zu untersuchen, ist ein gängiger Ansatz die Analyse von Veränderungen in Immunzellen. Hier werden zwei einfache und effektive Protokolle für die Isolierung von Immunzellen aus murinem Hirngewebe und Schädelknochenmark bereitgestellt.
Es gibt immer mehr Hinweise darauf, dass die Immunantwort, die durch Erkrankungen des Gehirns (z. B. Hirnischämie und autoimmune Enzephalomyelitis) ausgelöst wird, nicht nur im Gehirn, sondern auch im Schädel auftritt. Ein wichtiger Schritt zur Analyse von Veränderungen in Immunzellpopulationen sowohl im Gehirn als auch im Schädelknochenmark nach einer Hirnschädigung (z. B. Schlaganfall) ist die Gewinnung einer ausreichenden Anzahl hochwertiger Immunzellen für nachgelagerte Analysen. Hier werden zwei optimierte Protokolle für die Isolierung von Immunzellen aus dem Gehirn und dem Schädelknochenmark zur Verfügung gestellt. Die Vorteile beider Protokolle spiegeln sich in ihrer Einfachheit, Geschwindigkeit und Wirksamkeit bei der Gewinnung einer großen Menge lebensfähiger Immunzellen wider. Diese Zellen können für eine Reihe von Downstream-Anwendungen geeignet sein, wie z. B. Zellsortierung, Durchflusszytometrie und Transkriptomanalyse. Um die Wirksamkeit der Protokolle zu demonstrieren, wurden Immunphänotypisierungsexperimente an Schlaganfallgehirnen und normalem Hirnschädelknochenmark mittels Durchflusszytometrie durchgeführt, und die Ergebnisse stimmten mit den Ergebnissen veröffentlichter Studien überein.
Das Gehirn, der zentrale Knotenpunkt des Nervensystems, wird durch den Schädel geschützt. Unter dem Schädel befinden sich drei Schichten Bindegewebe, die als Hirnhäute bekannt sind – die Dura mater, die Arachnoidea mater und die Pia mater. Im Subarachnoidalraum zwischen Arachnoidalflüssigkeit und Pia mater zirkuliert der Liquor cerebrospinalis, der das Gehirn abfedert und auch Abfallstoffe über das glymphatische System abtransportiert 1,2. Zusammen bietet diese einzigartige Architektur eine sichere und unterstützende Umgebung, die die Stabilität des Gehirns aufrechterhält und es vor möglichen Verletzungen schützt.
Das Gehirn galt lange Zeit als immunprivilegiert. Diese Vorstellung wurde jedoch teilweise aufgegeben, da sich die Beweise häufen, dass neben den residenten Mikroglia im Parenchym auch die Grenzen des Gehirns, einschließlich des Plexus choroideus und der Hirnhäute, eine Vielzahl von Immunzellen beherbergen3. Diese Zellen spielen eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der Homöostase, der Überwachung der Gehirngesundheit und der Initiierung der Immunantwort auf Hirnverletzungen. Jüngste Erkenntnisse deuten darauf hin, dass der Schädel an der Immunität der Hirnhäute beteiligt ist und zur Immunantwort im Gehirn nach einer Verletzung beitragen kann. Im Jahr 2018 machten Herisson et al. eine bahnbrechende Entdeckung von direkten Gefäßkanälen, die das Schädelknochenmark mit den Hirnhäuten verbinden, und etablierten damit einen anatomischen Weg für die Leukozytenmigration 4,5. Später zeigten Cugurra et al., dass viele myeloische Zellen (z.B. Monozyten und Neutrophile) und B-Zellen in den Hirnhäuten nicht aus dem Blut stammen6. Mit Techniken wie der Transplantation von Knochenlappen der Kalvaria und selektiven Bestrahlungsschemata lieferten die Autoren überzeugende Beweise dafür, dass das Schädelknochenmark als lokale Quelle für myeloische Zellen in den Hirnhäuten sowie als ZNS-Parenchym nach ZNS-Verletzung dient6. Darüber hinaus schlug eine andere Studie vor, dass meningeale B-Zellen ständig vom Schädelknochenmark versorgt werden7. In jüngerer Zeit wurde eine neuartige Struktur, der sogenannte Arachnoidalmanschettenausgang (ACE), als direktes Tor zwischen der Dura mater und dem Gehirn für den Transport von Immunzellen identifiziert8.
Diese aufregenden Erkenntnisse haben wichtige Implikationen für die Entstehung der Infiltration von Immunzellen in das verletzte Gehirn (z. B. nach einem ischämischen Schlaganfall). Eine Vielzahl von Beweisen deutet darauf hin, dass nach einem Schlaganfall viele Immunzellen das Gehirn infiltrieren und sowohl zu akuten Hirnschäden als auch zu chronischer Gehirnerholung beitragen. Die gängige Vorstellung ist, dass es sich bei diesen Zellen um zirkulierende Leukozyten im Blut handelt, die das Gehirn infiltrieren, was weitgehend durch eine durch einen Schlaganfall verursachte Schädigung der Blut-Hirn-Schranke erleichtert wird. Diese Vorstellung wurde jedoch in Frage gestellt. In einer Studie wurden Immunzellen im Schädel und in der Tibia von Mäusen unterschiedlich markiert, und 6 Stunden nach dem Schlaganfall wurde eine signifikant stärkere Abnahme der Neutrophilen und Monozyten im Schädel im Vergleich zum Schädel festgestellt. Die Tibia und weitere vom Schädel stammende Neutrophile waren im ischämischen Gehirn vorhanden. Diese Daten deuten darauf hin, dass in der akuten Schlaganfallphase die Neutrophilen im ischämischen Gehirn hauptsächlich aus dem Schädelknochenmark stammen4. Interessanterweise kann CSF diese Migration leiten. In der Tat zeigten zwei kürzlich erschienene Berichte, dass Liquor Signalsignale vom Gehirn über Schädelkanäle direkt an das Schädelknochenmark weiterleiten und die Zellmigration und Hämatopoese im Schädelknochenmark nach einer ZNS-Verletzung anweisenkann 9,10.
Angesichts dieser jüngsten Erkenntnisse ist es wichtig geworden, Veränderungen in Immunzellen sowohl im Gehirn als auch im Schädelknochenmark zu analysieren, um die Immunantwort auf Hirnerkrankungen zu untersuchen. Für solche Untersuchungen wird eine ausreichende Anzahl hochwertiger Immunzellen für nachgelagerte Analysen wie Zellsortierung, Durchflusszytometrie und Einzelzell-RNA-Sequenzierung (scRNA-seq) benötigt. Hier geht es darum, zwei optimierte Verfahren zur Herstellung von Einzelzellsuspensionen aus Hirngewebe und Schädelknochenmark vorzustellen. Es ist wichtig zu beachten, dass die Schädeldecke (Stirnbein, Hinterhauptbein und Scheitelknochen) des Schädels typischerweise zur Entnahme von Knochenmark verwendet wird, und dieses Knochenmark wird in dieser Studie ausdrücklich als Schädelknochenmark bezeichnet.
Hier werden zwei einfache, aber effektive Protokolle zur Isolierung von Immunzellen aus dem Gehirn und dem Schädelknochenmark vorgestellt. Diese Protokolle können zuverlässig eine große Menge lebensfähiger Immunzellen liefern, die für verschiedene nachgelagerte Anwendungen, insbesondere für die Durchflusszytometrie, geeignet sein können.
Um die Neuroinflammation bei verschiedenen Erkrankungen des Gehirns zu untersuchen, wurden viele Protokolle für Immunzellpräparate aus dem Gehirn et…
The authors have nothing to disclose.
Wir danken Kathy Gage für ihren hervorragenden redaktionellen Beitrag. Die Illustrationsfiguren sind mit BioRender.com entstanden. Diese Studie wurde mit Mitteln der Abteilung für Anästhesiologie (Duke University Medical Center) und NIH-Zuschüssen NS099590, HL157354 und NS127163 unterstützt.
0.5 mL microcentrifuge tubes | VWR | 76332-066 | |
1.5 mL microcentrifuge tubes | VWR | 76332-068 | |
15 mL conical tubes | Thermo Fisher Scientific | 339651 | |
18 G x 1 in BD PrecisionGlide Needle | BD Biosciences | 305195 | |
1x HBSS | Gibco | 14175-095 | |
50 mL conical tubes | Thermo Fisher Scientific | 339653 | |
96-well V-bottom microplate | SARSTEDT | 82.1583 | |
AURORA flow cytometer | Cytek bioscience | ||
BSA | Fisher | BP9706-100 | |
CD11b-AF594 | BioLegend | 101254 | 1:500 dilution |
CD19-BV785 | BioLegend | 115543 | 1:500 dilution |
CD19-FITC | BioLegend | 115506 | 1:500 dilution |
CD3-APC | BioLegend | 100312 | 1:500 dilution |
CD3-PE | BioLegend | 100206 | 1:500 dilution |
CD45-Alex 700 | BioLegend | 103128 | 1:500 dilution |
CD45-BV421 | Biolegend | 103133 | 1:500 dilution |
Cell Strainer 70 um | Avantor | 732-2758 | |
Dressing Forceps | V. Mueller | NL1410 | |
EDTA | Invitrogen | 15575-038 | |
Fc Block | Biolegend | 101320 | 1:100 dilution |
Forceps | Roboz | RS-5047 | |
LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit | Thermo Fisher Scientific | N7167 | 1:500 dilution |
Ly6G-BV421 | BioLegend | 127628 | 1:500 dilution |
Ly6G-PerCp-cy5.5 | BioLegend | 127615 | 1:500 dilution |
NK1.1-APC-cy7 | BioLegend | 108723 | 1:500 dilution |
Percoll (density gradient medium) | Cytiva | 17089101 | |
Phosphate buffer saline (10x) | Gibco | 70011-044 | |
RBC Lysis Buffer (10x) | BioLegend | 420302 | |
Scissors | SKLAR | 64-1250 | |
WHEATON Dounce Tissue, 15 mL Size | DWK Life Sciences | 357544 |