Pour étudier la réponse immunitaire aux troubles cérébraux, une approche courante consiste à analyser les changements dans les cellules immunitaires. Ici, deux protocoles simples et efficaces sont fournis pour isoler les cellules immunitaires du tissu cérébral murin et de la moelle osseuse du crâne.
De plus en plus de preuves indiquent que la réponse immunitaire déclenchée par les troubles cérébraux (par exemple, l’ischémie cérébrale et l’encéphalomyélite auto-immune) se produit non seulement dans le cerveau, mais aussi dans le crâne. Une étape clé vers l’analyse des changements dans les populations de cellules immunitaires dans le cerveau et la moelle osseuse du crâne après des lésions cérébrales (p. ex., un accident vasculaire cérébral) consiste à obtenir un nombre suffisant de cellules immunitaires de haute qualité pour les analyses en aval. Ici, deux protocoles optimisés sont fournis pour isoler les cellules immunitaires du cerveau et de la moelle osseuse du crâne. Les avantages des deux protocoles se reflètent dans leur simplicité, leur rapidité et leur efficacité à produire une grande quantité de cellules immunitaires viables. Ces cellules peuvent convenir à une gamme d’applications en aval, telles que le tri cellulaire, la cytométrie en flux et l’analyse transcriptomique. Pour démontrer l’efficacité des protocoles, des expériences d’immunophénotypage ont été réalisées sur des cerveaux d’AVC et de la moelle osseuse normale du crâne du cerveau à l’aide d’une analyse par cytométrie en flux, et les résultats ont été alignés avec les résultats des études publiées.
Le cerveau, plaque tournante centrale du système nerveux, est protégé par le crâne. Sous le crâne se trouvent trois couches de tissu conjonctif appelées méninges : la dure-mère, l’arachnoïde et la pie-mère. Le liquide céphalo-rachidien (LCR) circule dans l’espace sous-arachnoïdien entre l’arachnoïde et la pie-mère, amortissant le cerveau et éliminant également les déchets via le système glymphatique 1,2. Ensemble, cette architecture unique fournit un environnement sûr et favorable qui maintient la stabilité du cerveau et le protège contre les blessures potentielles.
Le cerveau a longtemps été considéré comme immuno-privilégié. Cependant, cette notion a été partiellement abandonnée car de plus en plus de preuves de plus en plus de la microglie résidente dans le parenchyme, les frontières du cerveau, y compris le plexus choroïde et les méninges, hébergent un large éventail de cellules immunitaires3. Ces cellules jouent un rôle essentiel dans le maintien de l’homéostasie, la surveillance de la santé du cerveau et l’initiation de la réponse immunitaire aux lésions cérébrales. Notamment, des découvertes récentes indiquent que le crâne est impliqué dans l’immunité des méninges et peut contribuer à la réponse immunitaire dans le cerveau après une blessure. En 2018, Herisson et al. ont fait une découverte fondamentale des canaux vasculaires directs qui relient la moelle osseuse du crâne aux méninges, établissant ainsi une voie anatomique pour la migration des leucocytes 4,5. Plus tard, Cugurra et al. ont démontré que de nombreuses cellules myéloïdes (par exemple, les monocytes et les neutrophiles) et les lymphocytes B dans les méninges ne proviennent pas du sang6. À l’aide de techniques telles que la transplantation par lambeau osseux calvaria et les régimes d’irradiation sélective, les auteurs ont fourni des preuves convaincantes que la moelle osseuse du crâne sert de source locale de cellules myéloïdes dans les méninges ainsi que le parenchyme du SNC après une lésion du SNC6. De plus, une autre étude a suggéré que les lymphocytes B méningés sont constamment alimentés par la moelle osseuse du crâne7. Plus récemment, une nouvelle structure, appelée sortie de la coiffe arachnoïdienne (ACE), a été identifiée comme une passerelle directe entre la dure-mère et le cerveau pour le trafic des cellules immunitaires8.
Ces découvertes passionnantes ont des implications importantes sur l’origine de l’infiltration des cellules immunitaires dans le cerveau blessé (par exemple, après un accident vasculaire cérébral ischémique). De nombreuses preuves ont indiqué qu’après un AVC, de nombreuses cellules immunitaires s’infiltrent dans le cerveau, contribuant à la fois à des lésions cérébrales aiguës et à une récupération cérébrale chronique. L’idée conventionnelle est que ces cellules sont des leucocytes circulants dans le sang qui s’infiltrent dans le cerveau, ce qui est largement facilité par les dommages à la barrière hémato-encéphalique induits par les accidents vasculaires cérébraux. Cependant, cette notion a été remise en question. Dans une étude, les cellules immunitaires du crâne et du tibia des souris ont été étiquetées différemment, et 6 heures après l’AVC, une diminution significativement plus importante des neutrophiles et des monocytes a été observée dans le crâne par rapport à l’AVC. Le tibia et d’autres neutrophiles dérivés du crâne étaient présents dans le cerveau ischémique. Ces données suggèrent que dans la phase aiguë de l’AVC, les neutrophiles dans le cerveau ischémique proviennent principalement de la moelle osseuse du crâne4. Il est intéressant de noter que le LCR peut guider cette migration. En effet, deux rapports récents ont démontré que le LCR peut relayer directement les signaux de signalisation du cerveau dans la moelle osseuse du crâne via les canaux crâniens, et instruire la migration cellulaire et l’hématopoïèse dans la moelle osseuse du crâne après une lésion du SNC 9,10.
À la lumière de ces découvertes récentes, il est devenu important d’analyser les changements dans les cellules immunitaires du cerveau et de la moelle osseuse du crâne, lors de l’étude de la réponse immunitaire aux troubles cérébraux. Dans de telles études, un nombre suffisant de cellules immunitaires de haute qualité est nécessaire pour les analyses en aval telles que le tri cellulaire, l’analyse par cytométrie en flux et le séquençage de l’ARN sur cellule unique (scRNA-seq). Ici, l’objectif global est de présenter deux procédures optimisées pour la préparation de suspensions unicellulaires à partir de tissu cérébral et de moelle osseuse du crâne. Il est important de noter que la calvaria (os frontal, os occipital et os pariétaux) du crâne est généralement utilisée pour extraire la moelle osseuse, et cette moelle osseuse est spécifiquement appelée moelle osseuse du crâne tout au long de cette étude.
Ici, deux protocoles simples mais efficaces sont présentés pour isoler les cellules immunitaires du cerveau et de la moelle osseuse du crâne. Ces protocoles peuvent produire de manière fiable une grande quantité de cellules immunitaires viables qui peuvent convenir à diverses applications en aval, en particulier pour la cytométrie en flux.
Pour étudier la neuroinflammation dans divers troubles cérébraux, de nombreux protocoles pour la préparation de cellules immunitaires à partir d…
The authors have nothing to disclose.
Nous remercions Kathy Gage pour son excellente contribution éditoriale. Les figures d’illustration ont été créées avec BioRender.com. Cette étude a été financée par des fonds du Département d’anesthésiologie (Duke University Medical Center) et des subventions des NIH NS099590, HL157354 et NS127163.
0.5 mL microcentrifuge tubes | VWR | 76332-066 | |
1.5 mL microcentrifuge tubes | VWR | 76332-068 | |
15 mL conical tubes | Thermo Fisher Scientific | 339651 | |
18 G x 1 in BD PrecisionGlide Needle | BD Biosciences | 305195 | |
1x HBSS | Gibco | 14175-095 | |
50 mL conical tubes | Thermo Fisher Scientific | 339653 | |
96-well V-bottom microplate | SARSTEDT | 82.1583 | |
AURORA flow cytometer | Cytek bioscience | ||
BSA | Fisher | BP9706-100 | |
CD11b-AF594 | BioLegend | 101254 | 1:500 dilution |
CD19-BV785 | BioLegend | 115543 | 1:500 dilution |
CD19-FITC | BioLegend | 115506 | 1:500 dilution |
CD3-APC | BioLegend | 100312 | 1:500 dilution |
CD3-PE | BioLegend | 100206 | 1:500 dilution |
CD45-Alex 700 | BioLegend | 103128 | 1:500 dilution |
CD45-BV421 | Biolegend | 103133 | 1:500 dilution |
Cell Strainer 70 um | Avantor | 732-2758 | |
Dressing Forceps | V. Mueller | NL1410 | |
EDTA | Invitrogen | 15575-038 | |
Fc Block | Biolegend | 101320 | 1:100 dilution |
Forceps | Roboz | RS-5047 | |
LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit | Thermo Fisher Scientific | N7167 | 1:500 dilution |
Ly6G-BV421 | BioLegend | 127628 | 1:500 dilution |
Ly6G-PerCp-cy5.5 | BioLegend | 127615 | 1:500 dilution |
NK1.1-APC-cy7 | BioLegend | 108723 | 1:500 dilution |
Percoll (density gradient medium) | Cytiva | 17089101 | |
Phosphate buffer saline (10x) | Gibco | 70011-044 | |
RBC Lysis Buffer (10x) | BioLegend | 420302 | |
Scissors | SKLAR | 64-1250 | |
WHEATON Dounce Tissue, 15 mL Size | DWK Life Sciences | 357544 |