Dieses Manuskript stellt ein Protokoll für die chirurgische Entfernung der postganglionären lumbalen sympathischen Neuronen bei einer Maus vor. Dieses Verfahren wird eine Vielzahl von Studien ermöglichen, die darauf abzielen, die Rolle der sympathischen Innervation in distalen Gewebezielen zu untersuchen.
Periphere Nervenverletzungen sind häufig, und nur bei 10 % der Patienten wird eine vollständige funktionelle Wiederherstellung nach einer Verletzung erreicht. Das sympathische Nervensystem spielt viele entscheidende Rollen bei der Aufrechterhaltung der körperlichen Homöostase, aber es wurde selten im Zusammenhang mit peripheren Nervenverletzungen untersucht. Das Ausmaß der postganglionären sympathischen neuronalen Funktionen in distalen Zielen in der Peripherie ist derzeit unklar. Um die Rolle der sympathischen Innervation peripherer Ziele besser untersuchen zu können, bietet ein chirurgisches “Knock-out”-Modell einen alternativen Ansatz. Obwohl dies chemisch erreicht werden kann, kann die chemische Zerstörung von postganglionären sympathischen Neuronen unspezifisch und dosisabhängig sein. Die Anwendung einer chirurgischen lumbalen Sympathektomie bei Mäusen, die einst als “praktisch nicht praktikabel” bei Kleintieren galt, ermöglicht ein spezifisches Targeting von postganglionären sympathischen Neuronen, die die Hintergliedmaßen innervieren. Dieses Manuskript beschreibt, wie die L2-L5 lumbalen Sympathikusganglien einer Maus als Überlebensoperation chirurgisch entfernt werden können, wodurch die Schweißreaktion der Hinterpfote und die Anzahl der sympathischen Axone im Ischiasnerv zuverlässig verringert werden.
Periphere Nervenverletzungen (PNIs) können zu motorischen, sensorischen und sympathischen Defiziten bei distalen Gewebezielen führen, die sich selten voll funktionsfähig erholen1. Die PNI-Forschung hat sich oft auf die motorische und sensorische Regeneration konzentriert; Fast ein Viertel des Ischiasnervs der Ratte besteht jedoch aus unmyelinisierten sympathischen Axonen2. Die Rolle der sympathischen Innervation in den peripheren Geweben ist jedoch nicht vollständig geklärt3. Das sympathische Nervensystem spielt eine wichtige Rolle bei der Aufrechterhaltung der körperlichen Homöostase und ist an der Immunregulation, der Thermoregulation, dem Gefäßtonus, der mitochondrialen Biogenese und mehr beteiligt 4,5,6,7,8,9,10,11 . Wenn die sympathische Innervation an der neuromuskulären Verbindung verloren geht, werden trotz Aufrechterhaltung der Motoneuron-Innervation eine anhaltende Muskelschwäche und synaptische Instabilität beobachtet12. Es wurde gezeigt, dass diese sympathische Regulation der synaptischen Übertragung an der neuromuskulären Verbindung mit zunehmendem Alter abnimmt13,14, was zur Sarkopenie beiträgt, die als altersabhängige Verringerung von Muskelmasse, Kraft und Kraft definiertist 15. Ein besseres Verständnis der Rolle der sympathischen Innervation peripherer Gewebe ist notwendig für die Entwicklung von Therapien, die die funktionellen Ergebnisse für Patienten mit PNIs und anderen Formen der sympathischen Dysfunktion optimieren.
Die Sympathektomie ist ein leistungsfähiges experimentelles Instrument, mit dem die Rolle der sympathischen Innervation im distalen Zielgewebe untersucht werden kann. Insbesondere entfernt die Entfernung der sympathischen Ganglien auf L2-L5-Ebene einen Großteil der sympathischen Innervation zu den unteren Gliedmaßen, was besonders nützlich für Forscher ist, die sich für den Ischiasnerv interessieren.
Dieses Protokoll beschreibt die Entnahme von postganglionären sympathischen Neuronen im L2-L5-Spiegel aus einer Maus als Überlebensoperation. Dieses Verfahren erfordert mikrochirurgische Fähigkeiten von Nagetieren und Vertrautheit mit der Anatomie von Mäusen und verursacht bei effektiver Durchführung keine sichtbaren phänotypischen Unterschiede. Eine chirurgische lumbale Sympathektomie wurde in der Nagetierforschung eingesetzt, mehr bei Ratten als bei Mäusen 16,17,18,19,20,21; Ein detailliertes Protokoll, das das Protokoll beschreibt, existiert derzeit jedoch nicht. Frühere Studien, in denen die lumbale Sympathektomie angewendet wurde, konzentrierten sich hauptsächlich auf die Rolle der sympathischen Innervation bei der Schmerzreaktion, die im Allgemeinen durch Sympathektomie bei verschiedenen Nervenverletzungsmodellen abgeschwächt wird. In weniger Studien wurde diese Technik bei Mäusenangewendet 22, wahrscheinlich aufgrund der geringeren Größe der anatomischen Orientierungspunkte, da man davon ausging, dass die Anwendung einer chirurgischen Sympathektomie bei Kleintieren “praktisch nicht praktikabel” sei23,24. Lokalisierte Sympathektomien in Form von Mikrosympathektomien wurden auch in Nagetiermodellen eingesetzt, ebenfalls meist im Zusammenhang mit dem Schmerzverhalten 25,26,27. Die Mikrosympathektomie verwendet im Gegensatz zur totalen lumbalen Sympathektomie einen dorsalen Zugang, bei dem ein Segment des grauen Ramus zu einem bestimmten Spinalnerv getrennt und entfernt wird, was eine sehr gezielte Sympathektomie ermöglicht, die weitreichende Nebenwirkungen vermeidet.
Da Mausmodelle für viele Studien, die eine genetische Manipulation erfordern, von entscheidender Bedeutung sind, wird dieses Verfahren auch über die Bandbreite peripherer Nervenverletzungen hinaus vielseitige Anwendungen haben. Mit einem transabdominalen Zugang können die lumbalen sympathischen Ganglien zuverlässig sichtbar gemacht und von der Maus reseziert werden, ohne dass sichtbare Nebenwirkungen erkennbar sind. Obwohl Protokolle für die chemische Zerstörung postganglionärer sympathischer Neuronen verfügbar sind, wie z.B. die Verwendung von 6-Hydroxydopamin (6-OHDA)23,24, ermöglicht dieses chirurgische Verfahren ein anatomisch spezifisches Targeting der postganglionären lumbalen sympathischen Ganglien. Durch den Einsatz einer chirurgischen Sympathektomie werden auch die unspezifischen und dosisabhängigen Bedenken im Zusammenhang mit pharmakologischen Methoden vermieden28,29.
Die Anwendung chemischer Sympathektomien durch Verabreichung von 6-OHDA wurde 1967 als einfacher Weg zur selektiven Destruktion adrenerger Nervenenden beschrieben, da chirurgische Sympathektomien bei Kleintieren nicht bevorzugt wurden23,24. 6-OHDA ist ein katecholaminerges Neurotoxin, das endogen bei Patienten mit Parkinson-Krankheit gebildet wird, und seine Toxizität beruht auf seiner Fähigkeit, freie Radikale zu bilden und die Elektronentransportkette in den Mitochondrien zu hemmen30,31. Durch Noradrenalinaufnahme-1-Transportmechanismen ist 6-OHDA in der Lage, sich in noradrenergen Neuronen, wie z. B. postganglionären sympathischen Neuronen, anzureichern28. Schließlich wird das Neuron durch 6-OHDA zerstört; Die Endstationen im peripheren Nervensystem regenerieren sich jedoch, wobei die funktionelle Aktivität auch dann wiederhergestellt wird, wenn der Aminspiegel noch reduziert ist. Als Reaktion auf 6-OHDA gibt es auch unterschiedliche Dosisschwellen für verschiedene Organe, und es hat sich gezeigt, dass höhere Dosen von 6-OHDA unspezifischere Wirkungen zeigen, was seine neurotoxischen Folgen auf nicht-Katecholamin-haltige Neuronen und sogar nicht-neuronale Zellen ausweitet. Neben noradrenergen Neuronen sind auch dopaminerge Neuronen von 6-OHDA betroffen29, so dass die chemische Sympathektomie letztlich weniger spezifisch für postganglionäre sympathische Neuronen ist als die chirurgische Sympathektomie.
Daher ermöglicht eine chirurgische lumbale Sympathektomie die gezielte Ablation der sympathischen Innervation zu den unteren Extremitäten, die mit einer Vielzahl von experimentellen Techniken und genetischen Manipulationen bei der Maus kombiniert werden kann, um zu untersuchen, wie das sympathische Nervensystem zu verschiedenen Verletzungs- und Krankheitszuständen beiträgt.
Die lumbalen sympathischen Ganglien sind sehr kleine Strukturen, die sich hinter vielen kritischen Bauchorganen und großen Gefäßen befinden. Daher erfordert dieses Verfahren eine hohe Präzision und Genauigkeit. Ein Großteil der Schwierigkeit liegt in der intraoperativen Identifizierung der sympathischen Ganglien. Es wird vorgeschlagen, dass der Lernende zunächst in der Lage ist, die Ganglien in einem Mauskadaver zu identifizieren, bevor er dieses Verfahren an einer lebenden Maus versucht. Eine Fehlerbehebung muss h…
The authors have nothing to disclose.
Diese Arbeit wurde vom NIH National Institute of Neurological Disorders and Stroke unter der Fördernummer K01NS124912 und teilweise durch einen Entwicklungszuschuss des NIH-finanzierten Emory Specialized Center of Research Excellence in Sex Differences U54AG062334 und des Medical Scientist Training Program der Emory University School of Medicine unterstützt. Vielen Dank an David Kim, Postbakkalaureat, für die Durchtrennung von Ischiasnerven und an HaoMin SiMa, Forschungsspezialist, für den 3D-Druck einer Telefonhalterung für unser Stereomikroskop, die das Filmen des Videos ermöglichte.
5-0 absorable suture | CP Medical | 421A | |
5-0 nylon suture | Med-Vet International | MV-661 | |
70% ethanol | Sigma-Aldrich | E7023-4L | |
Anesthesia Induction Chamber | Kent Scientific VetFlo | VetFlo-0530XS | |
Anesthesia Vaporizer | Kent Scientific VetFlo | 13-005-202 | |
Betadine | HealthyPets | BET16OZ | |
C57BL/6J mice | Jackson Laboratory | #000664 | |
Chicken anti-neurofilament-heavy | Abcam | ab72996 | |
Cryostat | Leica | CM1850 | |
Data Analysis Software | Prism | ||
Eye lubricant | Refresh | Refresh P.M. | |
Fine-tipped tweezers | World Precision Instruments | 500233 | |
Fluorescent microscope | Nikon | Ti-E | |
Goat anti-chicken 488 | Invitrogen | A32931 | |
Goat anti-rabbit 647 | Invitrogen | A21245 | |
Heating pad | Braintree Scientific | 39DP | |
Image Analysis Software | Fiji | ||
Imaging Software | Nikon | NIS-Elements | |
Isoflurane | Med-Vet International | RXISO-250 | |
Meloxicam | Med-Vet International | RXMELOXIDYL32 | |
Needle driver | Roboz Surgical Store | RS-7894 | |
Normal Goat Serum | Abcam | ab7481 | |
Phox2bCre:tdTomato mutant mice | Jackson Laboratory | #016223, #007914 | |
Pilocarpine hydrochloride | Sigma-Aldrich | P6503 | |
Rabbit anti-tyrosine hydroxylase | Abcam | ab112 | |
Small straight scissors | Fine Science Tools | 14084-09 | |
Sterile cotton swabs 2×2 | Dynarex | 3252 | |
Sterile cotton tipped applicators | Dynarex | 4301 | |
Sterile drape | Med-Vet International | DR4042 | |
Sterile saline solution | Med-Vet International | 1070988-BX | |
ThCre:mTmG mutant mice | Mutant Mouse Resource and Research Centers | strain #017262-UCD | Jackson Laboratory, strain #007576 |
ThCre:tdTomato mutant mice | European Mouse Mutant Archive | strain #00254 | Jackson Laboratory, strain #007914 |
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