국소 엘라스타제와 구강 ß-아미노프로피오니트릴의 조합에 의한 마우스의 고급 복부 대동맥류 모델링
Summary
이 프로토콜은 엘라스타제를 대동맥에 직접 적용하고 음용수를 통해 ß-아미노프로피오니트릴을 투여하는 조합을 통해 마우스의 진행성 복부 대동맥류를 모델링하는 체계적인 외과적 접근 방식을 설명합니다.
Abstract
복부 대동맥류(AAA)의 국소 엘라스타제 쥐 모델은 ß-아미노프로피오니트릴(BAPN) 보충제 음용수와 결합하여 인간의 AAA를 모방하는 행동으로 진정한 뇌동맥류를 안정적으로 생성할 때 향상됩니다. 엘라스타제를 대동맥 내막에 국소적으로 적용하면 대동맥 벽의 탄성층에 구조적 손상이 발생하고 동맥류 확장이 시작됩니다. lysyl oxidase 억제제인 BAPN을 함께 투여하면 콜라겐과 엘라스틴 가교를 줄여 지속적인 벽 퇴행을 촉진합니다. 이 조합은 점진적으로 팽창하고 내강 내 혈전을 형성하며 파열될 수 있는 큰 AAA를 생성합니다. 전체 대동맥 분절을 원주형으로 격리하는 것과 같은 수술 기법을 개선하면 마우스 간의 다양한 작업자와 해부학적 차이에도 불구하고 돼지 췌장 엘라스타제를 일관되고 철저하게 적용하기 위한 절차를 표준화하는 데 도움이 될 수 있습니다. 따라서 엘라스타아제/BAPN 모델은 마우스에서 AAA를 외과적으로 유도하는 정교한 접근 방식으로, 인간 동맥류를 더 잘 요약하고 동맥류 성장 및 파열 위험을 연구할 수 있는 추가 기회를 제공할 수 있습니다.
Introduction
동맥류는 혈관이 건강한 혈관 직경의 50%를 초과하는 병리학적 확장으로 정의된다1. 복부 대동맥류(AAA)는 65세 > 남성의 약 >5%에서 발병률이 있는 고령 인구에서 흔히 발생하는 질환이지만 AAA1을 치료하기 위한 직접적인 치료 전략은 없습니다. 현재 AAA의 관리는 대동맥 직경 또는 성장 속도에 근거한 개복 또는 혈관 내 수술을 통한 위험 요인 감소 및 외과적 치료로 제한되어 있다2. AAA의 가장 큰 위험은 동맥류 파열로, 치료하지 않으면 치명적이며, 이 응급 상황에서 수리하면 사망 위험이 90% 이상 발생할 수 있습니다1.
AAA의 병태생리학은 복잡하고 다요인적이며 완전히 이해되지 않습니다3. 인간 AAA의 특징으로는 염증 세포의 침투에 의한 대동맥 벽의 진성 동맥류 확장, 내강 내 혈전의 존재 및 최종 파열로 이어지는 점진적 확장이 포함됩니다 3,4. 또한, AAA는 고령과 관련이 있고, 9:1의 남성:여성 우세를 가지며, 가장 흔하게 발생하는 것은 대동맥 내측 대동맥5이다. 동물에서 인간 AAA의 모든 특징과 행동을 모델링하는 것은 지속적인 과제로 남아 있다6.
현재 AAA 모델링은 주로 마우스에서 수행되며, 동맥류는 일반적으로 피하 이식 삼투압 펌프를 통한 안지오텐신 II(AngII) 주입과 대동맥에 염화칼슘(CaCl2) 또는 엘라스타제를 직접 적용하는 세 가지 방법 중 하나를 사용하여 유발됩니다7. 후자의 방법에서, 돼지 췌장 엘라스타제(PPE)는 대동맥 내측 대동맥의 분절에 적용되어 튜니카 매체의 탄성 라멜라 내에서 엘라스틴 섬유의 효소 분해를 유발합니다. 이러한 구조적 손상은 대동맥 벽의 약화와 외부 동맥류 확장을 초래합니다. 그러나 국소 엘라스타제를 단독으로 사용하면 상대적으로 작은 크기의 동맥류가 생성되며, 시간이 지남에 따라 점진적으로 커지거나 파열되지 않습니다. 보다 최근에, Lu 등은 라이실 산화효소의 비가역적 억제제인 β-아미노프로피오니트릴(BAPN)을 엘라스타제 처리된 마우스에 추가로 투여함으로써 이 모델을 개선했다8. BAPN 보충제는 엘라스틴 섬유와 콜라겐 섬유의 교차결합을 방지함으로써 엘라스타아제로 손상된 대동맥이 파열 지점까지 점진적으로 확장되도록 합니다. 엘라스타제/BAPN 모델은 국소 엘라스타제 모델보다 AAA 발생률이 더 높으며, 생성된 동맥류도 더 크고 내강 내 혈전8을 포함하고 있습니다.
엘라스타제/BAPN 모델에서 외과적 박리 정도와 대동맥이 엘라스타제에 노출되는 정도는 이 모델의 성공과 복제성에 영향을 미칠 수 있습니다. 이 원고에서는 BAPN 음용수와 국소 엘라스타제를 대동맥에 동시 투여하여 전체 대동맥 분절을 원주 격리한 후 대동맥에 적용하면 복제성이 향상되고 동물 간의 해부학적 차이를 설명하며 AAA 유도율, 동맥류 크기 및 파열 발생률이 증가한다고 설명합니다. 이 기사에서는 국소 엘라스타제 및 BAPN 보충 물의 조합을 사용하여 마우스에서 진행성 복부 대동맥류를 안정적으로 유도하는 표준화된 접근 방식을 설명합니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
AAA의 복잡한 병태생리학을 이해하는 것은 대동맥류 질환의 관리를 개선하는 데 매우 중요합니다. 수술 결과를 개선하기 위해 새로운 전략이 적극적으로 개발되고 있지만, AAA는 고령화 사회에서 여전히 만연해 있으며 동맥류 파열은 여전히 미국에서 주요 사망 원인으로 남아 있습니다10. 따라서 AAA 검출, 예방 및 치료 전략에 대한 충족되지 않은 요구는 추가적인 기초 동맥류 연구를 필요로 한다11.
인간 AAA의 특징과 행동을 정확하고 효율적으로 요약하는 동물 모델은 동맥류 병태생리학의 기계론적 연구와 잠재적인 치료 표적을 식별하는 데 필수적입니다. 현재의 동물 모델은 인간 질병에서 발생하는 동맥류 변화의 주요 측면을 모방할 수 있지만, 인간 AAA의 실제 복잡성을 완전히 나타내는 단일 모델은 없습니다. 현재 마우스는 동물 AAA 모델링에 가장 널리 사용되는 종입니다. 연구자들은 Daugherty et al. 및 Busch et al.12,13의 리뷰에서 전문적으로 설명된 것과 같이 특정 동맥류 연구를 위해 각 쥐 모델의 다양한 강점과 약점을 고려해야 합니다.
설치류에서 AAA를 유도하기 위한 엘라스타제의 사용은 1990년 Anidjar et al.에 의해 처음으로 기술되었다14. 주사기 펌프를 사용하여 대동맥에 돼지 췌장 엘라스타제를 관류하면 대략 50%에서 70% 사이의 초기 확장이 생성되며, 확장된 분절은 내측 변성 및 내래성 염증과 같은 인간 AAA의 유사한 병리학적 특징을 유리하게 보여줍니다. 그러나 고전적인 관류 모델은 틀림없이 기술적으로 가장 어려운 동맥류 모델이며, 일반적으로 두 번째 주에 형성되는 동맥류는 그 후 점차 해결되기 시작합니다. 2012년 Bhamidipati et al.은 엘라스타제의 우발적 적용이 크기15에서 더 재현성이 높은 유사한 동맥류를 성공적으로 유도할 수 있음을 입증했습니다. 훨씬 덜 도전적인 모델인 국소 엘라스타제 모델은 동맥류 연구에서 널리 채택되었습니다. 국소 엘라스타제 모델의 추가 방법론 및 장점은 Xue와 동료들의 방법 논문16에서 논의됩니다.
쥐 AAA의 엘라스타제/BAPN 모델은 2017년 Lu와 동료들에 의해 개발되었다8. 0.2% BAPN 음용수의 도입은 고전적인 국소 엘라스타제 모델에 대한 많은 비판을 개선했으며, 현재 AAA 파열 지점까지 지속적으로 확장되는 동맥류를 생성합니다. 2017년 연구에서 연구진은 엘라스타제/BAPN 처리군의 마우스가 엘라스타제 투여군에 비해 AAA 형성률이 유의하게 높았으며(93% 대 65%, P 800%까지 계속 팽창하고 내강 내 혈전(53.8%)을 형성했으며 46.2%는 실험이 끝나기 전에 자연 파열되었습니다. 이 모델을 통해 연구자들은 시간이 지남에 따라 동맥류의 진행과 안정성에 영향을 미칠 수 있는 요인을 조사할 수 있었습니다.
Berman et al.은 국소 엘라스타제의 농도, 연구 기간, BAPN 투여 시기, 동물 성별의 영향을 변화시켜 엘라스타제/BAPN 모델을 추가로 탐구했다9. 5μL의 고농축 엘라스타제(5mg/mL 또는 10mg/mL)로 처리한 결과 56일 동안 2.5mg/mL보다 더 큰 동맥류가 생성되었습니다. 내강 내 혈전 형성의 유병률은 또한 5mg/mL를 처리한 마우스의 28.6%와 10mg/mL를 처리한 마우스의 62.5%에서 발생한 엘라스타제 농도에 따라 달라졌다. 그들은 또한 엘라스타제/BAPN 모델이 암컷 마우스에서 동맥류를 유발할 수 있음을 입증했습니다. 비록 소수의 암컷 생쥐만이 연구되었지만(n=5), 그들은 암컷의 동맥류가 파열되기 더 쉽고(5마리 중 2마리) 56일째에 수컷 AAA보다 훨씬 더 크다는 것을 발견했습니다.
이 논문에서는 수술 모델링의 가장 큰 한계 중 하나인 수술 절차의 변형을 해결하는 방법을 제공하는 것을 목표로 합니다. 엘라스타제로 치료된 대동맥의 박리 정도와 면적에 대한 명확한 합의가 없다면 이 모델의 결과는 동물, 연구자 및 기관에 따라 크게 달라질 수 있습니다. 우리는 요추 동맥과 정맥의 수와 크기, IMA의 위치, 좌측 생식선 정맥의 이륙 등을 포함하여 쥐 사이의 수많은 해부학적 변화를 관찰했으며, 이는 대동맥 내측 대동맥의 일부 또는 특정 부분만 치료하려고 할 때 제한될 수 있습니다. 여기에서는 좌측 신장 동맥에서 대동맥 분기점까지 원위부로 대동맥 내 대동맥의 전체 길이를 원위별로 절개하면 해부학적 차이에도 불구하고 재현 가능한 정도의 대동맥 노출을 제공하는 동시에 동맥류 유도의 성공률을 높이고 작업자에게 명확한 경계를 제공하는 데 도움이 된다는 것을 보여줍니다. 또한 IVC의 크기와 더 앞쪽 위치는 대동맥의 대부분을 덮는 경향이 있으며, 이는 IVC에서 분리되지 않은 경우 치료되는 대동맥의 양에 영향을 미칠 수 있습니다. 대동맥을 노출시키기 위해 후복막 근막을 제거하는 것이 필요하지만, 일반적으로 5분의 엘라스타제 잠복기 동안 파열이 발생하므로 대동맥 외막의 결합 조직을 완전히 절개하지 않고 매체층을 노출시키지 않는 것이 중요합니다. 이것은 이 모델의 해부 정도에 대한 추가 내부 통제 역할을 할 수 있지만 이 모델을 채택할 때 실망스러운 학습 곡선이 될 수 있습니다. 시술자는 수술 중 쉽게 부상을 입고 통제할 수 없는 출혈로 이어질 수 있는 고위험 영역(그림 4)을 추가로 배우게 됩니다.
이 모델의 절차적 단계가 일관되는 것이 중요하지만 연구 기간과 간격 초음파의 시기는 연구 목표에 따라 달라질 수 있습니다. 대동맥 확장은 엘라스타제 투여와 함께 즉시 시작되지만, 이 모델을 사용한 연구는 일반적으로 수술 후 28일 동안 마우스를 추적한다7, 이 예시 실험에서와 같이 말이다. 진행성 AAA, 장기 성장, 내강 내 혈전 형성 또는 파열을 연구할 때 연구 기간 연장을 고려해야 합니다.
동물의 체온 및 수분 상태를 유지하는 것과 같은 추가적인 수술 전후 조치는 이 침습적 시술로부터 동물의 생존을 향상시키는 데 도움이 될 수 있습니다. 수술 중 발열 패드를 사용하고 따뜻한 회복 케이지에 넣으면 저체온증을 피하는 데 도움이 될 수 있습니다. 식염수는 복강을 관개하는 데 사용하기 전에 따뜻하게 해야 합니다. 수술 직후 피하액 덩어리는 수술 중 무감각한 체액 손실을 설명할 수 있으며 동물이 즉각적인 회복 단계에서 적절한 수분을 유지하는 데 도움이 될 수 있습니다. 신중한 조직 처리와 일관되고 체계적인 접근 방식을 통해 숙련된 작업자가 마우스당 30분에서 45분 사이에 엘라스타제/BAPN 모델을 수행할 수 있으며 수술 전후 합병증이 매우 낮은 AAA를 안정적으로 생성할 수 있습니다.
우리의 결과는 엘라스타제 적용 전에 대동맥의 원주 절리와 BAPN의 조합이 더 짧은 기간에 더 큰 직경과 파열 발생률을 가진 크고 지속적으로 확장되는 AAA를 생성한다는 것을 보여줍니다. 이 실험에서, 활성 엘라스타제로 처리된 모든 수컷(6/6) 및 암컷(6/6) 마우스에서 AAA를 성공적으로 유도하였다. 5분 동안 엘라스타제에 노출된 결과 대동맥 직경이 약 30-40% 즉각적으로 증가했으며, 이는 치료군 간에 성공적이고 일관된 엘라스타제 적용을 확인하는 데 도움이 됩니다. Berman et al.과 유사하게, 우리는 이 모델이 암컷 마우스에서 AAA를 유도할 수 있음을 보여주었으며, 이는 또한 수컷보다 더 큰 파열 반응을 가지고 있습니다. 암컷 쥐의 절반(6마리 중 3마리)이 28일 이내에 파열된 반면, 수컷 쥐는 6마리 중 0마리가 파열되었지만, 암컷 쥐는 수컷보다 체중이 가볍습니다. 수컷 마우스는 수컷 대조군의 -4%에 비해 AAA 직경이 257% 증가한 반면, 생존한 암컷은 암컷 대조군의 -16%에 비해 417%의 직경 증가를 보였습니다. 대동맥 직경은 암컷 그룹에서 파열 횟수가 더 많았기 때문에 28일째에 생존한 수컷과 암컷 처리 마우스 간에 유의한 차이가 없었습니다. 우리는 가짜 쥐가 초기 박리 중에 대동맥이 약간 확장되는 경향이 있고 28일까지 흉터 조직을 형성하는 경향이 있기 때문에 연구가 끝날 때까지 대동맥 직경이 더 작을 것이라고 추측합니다.
엘라스타제/BAPN 모델에는 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 대동맥의 원주 절개는 미세한 수술 기술이 필요하지만 복제성과 동맥류 유도 정도를 개선하는 데 도움이 됩니다. 국소 엘라스타제 모델과 유사하게, 엘라스타제 효소 활성에도 배치 효과가 있으며, 이는 앞서 언급한 바와 같이 주어진 실험에서 모든 동물에 대해 동일한 엘라스타제 병을 사용하는 것이 중요합니다. AAA 내강 내 혈전 및 파열의 발생률은 시간과 동맥류의 중증도에 따라 증가하지만, 이 모델에서는 이러한 현상이 보장되거나 완전히 예측할 수 없습니다.
요약하면, 엘라스타제/BAPN 모델은 수컷과 암컷 마우스 모두에서 크고 진정한 내장 AAA를 생성하며, 이는 시간이 지남에 따라 점진적으로 확장되고 내강 내 혈전을 형성하며 파열될 수 있습니다. 이 쥐 모델의 이러한 강점은 인간 동맥류의 일부 행동과 특성을 더 잘 요약하는 데 도움이 됩니다. 기술적으로 어렵지만, 대동맥을 신중하고 철저하게 절제하면 동맥류 반응을 증가시킬 수 있습니다. 현재 elastase/BAPN 방법은 내측 복부 대동맥류를 연구하기 위한 고급 모델입니다.
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 연구는 미국 국립보건원(NIH) 산하 국립심장폐혈액연구소(National Heart Lung and Blood Institute, NHLBI)의 지원을 받아 1R01HL149404-01A1(BL)에 수여되었으며, 위스콘신대학교 매디슨 심혈관 연구센터(University of Wisconsin-Madison Cardiovascular Research Center, JB)에 수여된 루스 L. 커쉬스타인 국립연구서비스상(Ruth L. Kirschstein National Research Service Award) T32 HL 007936. 그림은 Biorender.com 로 생성되거나 편집되었습니다. 통계 분석은 GraphPad Prism 10 소프트웨어를 사용하여 수행되었습니다.
Materials
| 0.5 L induction chamber | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0530XXS | anesthesia induction chamber |
| 0.9% sodicum chloride injection, USP, 20 mL | Hospira | NDC 0409-4888-03 | normal saline |
| 3 mL syringe Luer-Lok Tip with BD PrecisionGlide Needle 22 G x 3/4 | BD | REF 309569 | syringe, 22 G needle |
| 3-Aminopropionitrile Fumarate | TCI | A0796 | BAPN |
| 3-Aminopropionitrile Fumarate salt | Sigma-Aldrich | A3134-25G | BAPN |
| Avant Delux gauze sponges, 2" x 2" 4-Ply | Medline | NON26224 | gauze sponges |
| Balding clipper | Whal Clipper Corporation | 8110 | hair clippers |
| betadine surgical scrub (povidone-iodine, 7.5%) | Avrio | NCD 67618-154-16 | betadine surgical scrub |
| blunt forceps | ROBOZ | RS-5130 | blunt forceps |
| Buprenorphine ER-lab | ZooPharm | BERLAB0.5 | buprenorphine |
| carprofen | Norbrook | NDC 55529-131-11 | carprofen |
| CASTROVIEJO 5.75" straight with lock | ROBOZ | RS-6412 | Castroviejo needle driver |
| cotton tipped wood applicators, 6" | Dynarex | No. 4302 | cotton tipped wood applicators |
| DESMARRES 5.5' rectractor | ROBOZ | RS-6672 | skin rectractor |
| digital caliper, 0-150 mm | World Precision Instruments | 501601 | digital caliper |
| DPBS (1x) | Gibco | 14190-144 | DPBS |
| Elastase from porcine pancrease Type I | Sigma-Aldrich | E1250-10MG | elastase >4.0 units/mg protein |
| Ethanol 200 proof | Decon Labs, Inc | 2701 | ethanol diluted to 70% |
| eye lube | Optixcare | 14716 | eye lube |
| Germinator 500 dry sterilizer | CellPoint Scientific, Inc | 5-1450 | dry bead sterilizer |
| heat therapy mat | Adroit Medical Systems | V016 | heat therapy mat |
| heat therapy pump | Adroit Medical Systems | HTP-1500 | heat therapy pump |
| isoflurane, USP | Akorn Animal Health | NCD 59399-106-01 | isoflurane |
| L-10 pipette | Rainin | LTS 0.5-10 uL | pipette |
| Low profile anesthesia mask, small | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0801 | anesthesia nose cone |
| micro dissector scissors | ROBOZ | RS-5619 | micro dissector scissors |
| microscope | Leica | S9i | microscope |
| Nii-LED high intensity LED illuminatorLED exertnal light | Nikon Instruments, Inc | 83359 NII-LED | external dissection light |
| nylon 5-0 monofilament, black non-absorbable suture | Oasis | MV-661-V | 5-0 nylon suture |
| polyisoprene surgical gloves, GAMMEX Non-Latex PI Micro, size 7.5 | Ansell | 20685975 | non-latex surgical gloves |
| Reflex 7 mm stainless steel wound clips | CellPoint Scientific, Inc | 203-1000 | wound clips |
| scale | Ohaus | Compass CR2200 | scale |
| SomnofFlo Accessory Kit | Kent Scientific Corporation | 10-8000-71 | tubing for electronic vaporizer |
| SomnoFlo electronic vaporizer | Kent Scientific Corporation | SF2992 | low-flow electronic vaporizer |
| SomnoPath Flow Diverter | Kent Scientific Corporation | SP1016 | flow diverter for electronic vaporizer |
| SS/45 sharp forceps | ROBOZ | RS-4941 | sharp forceps |
| surgical scissors | ROBOZ | RS-6010SC | surgical scissors |
| vessel forceps | Dumont | VES 0.35 | vessel forceps |
Referenzen
- Kent, K. C. Clinical practice. Abdominal aortic aneurysms. New Engl J Med. 371 (22), 2101-2208 (2014).
- Wanhainen, A., et al. European Society for Vascular Surgery Guidelines on the management of aorto-iliac abdominal aortic aneurysms. Eur J Vasc Endocasc Surg. 57 (1), 8-93 (2019).
- Shimizu, K., Mitchell, R. N., Libby, P. Inflammation and cellular immune responses in abdominal aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 26 (5), 987-994 (2006).
- Shen, Y. H., et al. Aortic aneurysms and dissections series. ArteriosclerThromb Vasc Biol. 40 (3), e37-e46 (2020).
- Stanley, J. C., Veith, F., Wakefield, T. W. . Current Therapy in Vascular and Endovascular Surgery E-Book. , (2014).
- Morgan, S., et al. Identifying novel mechanisms of abdominal aortic aneurysm via unbiased proteomics and systems biology. Front Cardiovasc Med. 9, 889994 (2022).
- Yin, L., Kent, E. W., Wang, B. Progress in murine models of ruptured abdominal aortic aneurysm. Front Cardiovasc Med. 9, 950018 (2022).
- Lu, G., et al. A novel chronic advanced stage abdominal aortic aneurysm murine model. J Vasc Surg. 66 (1), 232-242.e4 (2017).
- Berman, A. G., et al. Experimental aortic aneurysm severity and growth depend on topical elastase concentration and lysyl oxidase inhibition. Sci Rep. 12 (1), 99 (2022).
- . Disease Control and Prevention Deaths, percent of total deaths, and death rates for the 15 leading causes of death in 5-year age groups, by race, and sex Available from: https://www.cdc.gov/nchs/nvss/mortality/lcwk1.htm (2015)
- Dansey, K. D., et al. Epidemiology of endovascular and open repair for abdominal aortic aneurysms in the United States from 2004 to 2015 and implications for screening. J Vasc Surg. 74 (2), 414-424 (2021).
- Daugherty, A., Cassis, L. A. Mouse models of abdominal aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (3), 429-434 (2004).
- Busch, A., et al. Translating mouse models of abdominal aortic aneurysm to the translational needs of vascular surgery. JVS Vasc Sci. 2, 219-234 (2021).
- Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
- Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
- Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen, Y. E., Zhang, J. Mouse abdominal aortic aneurysm model induced by perivascular application of elastase. J Vis Exp. (180), 63608 (2022).
.