Dieses Protokoll beschreibt eine Technik zur intrakameralen Injektion bei Ratten unter Verwendung eines zentralen Hornhautschnitts und eines langen Tunnels in die Vorderkammer. Diese Injektionsmethode minimiert das Risiko einer versehentlichen Gewebeschädigung und verbessert dadurch die Präzision und Reproduzierbarkeit.
Die intrakamerale Injektion ist eine Standardverabreichungsroutine in der Augenheilkunde. Die Anwendung der intrakameralen Injektion bei Nagetieren zu Forschungszwecken ist aufgrund der begrenzten Abmessungen und der Anatomie des Auges, einschließlich des kleinen Kammerwasservolumens, der Linsenkrümmung und der Linsendicke, eine Herausforderung. Mögliche Schäden während intrakameraler Injektionen führen zu unerwünschten Wirkungen und experimenteller Variabilität. Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur intrakameralen Injektion bei Ratten, das Präzision und Reproduzierbarkeit ermöglicht.
Als Versuchsmodelle wurden Sprague-Dawley-Ratten verwendet. Da die Linsenposition bei Ratten in die Vorderkammer hineinragt, ist eine Injektion aus der Peripherie, wie sie beim Menschen erfolgt, ungünstig. Daher wird mit einer 31 Gauge 0,8 mm Stilettoklinge ein Schnitt im zentralen Hornhautbereich erstellt, um einen selbstdichtenden Tunnel in die Vorderkammer zu bilden. Ein Schnitt in einem flachen Winkel ermöglicht es, einen langen Tunnel zu schaffen, der den Verlust des Kammerwassers und die Flachheit der Vorderkammer minimiert. Eine 34-Gauge-Nanonadel wird zur Injektion in den Tunnel eingeführt. Dies ermöglicht eine Durchdringung mit minimalem Reibungswiderstand und vermeidet das Berühren der Linse. Die Injektion von Trypanblau ermöglicht die Visualisierung des Vorhandenseins des Farbstoffs in der Vorderkammer durch Schlitzmikroskopie und schließt Leckagen aus. Die Bioverfügbarkeit in der Hornhautendothelschicht wird durch die Injektion von Hoechst-Farbstoff nachgewiesen, der die Kerne der Hornhautendothelzellen nach der Injektion färbte.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses Protokoll ein Verfahren zur genauen intrakameralen Injektion bei Ratten implementiert. Dieses Verfahren kann für die intrakamerale Verabreichung verschiedener Medikamente und Verbindungen in experimentellen Rattenmodellen verwendet werden, wodurch die Effizienz und Reproduzierbarkeit der ophthalmologischen Forschung erhöht wird.
Die Bioverfügbarkeit von Verbindungen, die durch topische Verabreichung an die Augenoberfläche abgegeben werden, ist stark begrenzt und liegt in der Regel <5 %1. Verbindungen, die durch Augentropfen verabreicht werden, werden hauptsächlich durch Drainage, induzierte Tränenfluss, Tränenflüssigkeitsumsatz und Bindehautabsorption ausgeschieden. Darüber hinaus wird die Permeation von Verbindungen durch die Augenoberfläche durch die Hornhaut-Konjunktiva-Barriere stark eingeschränkt 1,2,3. Die Hornhaut besteht aus drei Hauptschichten: dem äußersten Epithel, dem intermediären Stroma und dem innersten Endothel. Das oberflächliche Hornhautepithel ist durch starke Tight Junctions miteinander verbunden und erzeugt einen hohen parazellulären Widerstand, der die Hauptbarriere für die Durchlässigkeit der Substanz darstellt. Mehrere Epithelschichten begrenzen zusätzlich die Permeation von hydrophilen und großen Molekülen durch die Interzellularräume des Hornhautepithels. Das Stroma, das dem Epithel folgt, besteht aus Kollagenfasern und enthält wässrige Poren. Im Gegensatz zum Hornhautepithel ermöglicht das Stroma die Bewegung von hydrophilen Arzneimitteln; Es ist jedoch sehr undurchlässig für lipophile Verbindungen 1,2,3. Zusammen stellen das Hornhautepithel und die Stromaschichten wichtige Gewebebarrieren dar, die die Absorption von Arzneimitteln begrenzen. Es wird nicht davon ausgegangen, dass das Hornhautendothel den Medikamententransport einschränkt.
Eine Alternative zur Hornhautverabreichung ist die Bindehaut. Die Bindehaut ist eine Multiepithelschicht, die die Innenseite der Augenlider und den vorderen Teil der Sklera bedeckt. Die Bindehaut zeichnet sich durch weniger Tight Junctions als das Hornhautepithel aus, was eine bessere Permeabilität von hydrophilen Arzneimitteln ermöglicht. Die Vaskularisierung der Bindehaut führt jedoch zu einer systemischen Resorption eines großen Teils der verabreichten Moleküle, was wiederum die Bioverfügbarkeit der in die Vorderkammer abgegebenen Verbindungen stark einschränkt 1,2. Eine effiziente Möglichkeit, die Barrieren der äußeren Augenpermeabilität zu umgehen, besteht darin, das Medikament direkt in den interessierenden Bereich zu verabreichen. Zum Beispiel ist die intravitreale Injektion für die Verabreichung in den Glaskörperüblich 4. Ebenso wird die intrakamerale Injektion für die Verabreichung in die Vorderkammer5 verwendet. Die Etablierung einer effizienten Konzentration in der Vorderkammer ist entscheidend für verschiedene klinische Situationen, wie z. B. die Behandlung von Infektionen durch intrakamerale Injektion von Antibiotika und postoperative entzündungshemmende Behandlungen bei Kataraktoperationen. Trotz des Vorteils der verbesserten Bioverfügbarkeit der Substanz, die durch die intrakamerale Injektion gewährt wird, gibt es große Sicherheitsbedenken, die berücksichtigt werden sollten. Zum Beispiel kann die intrakamerale Injektion von Medikamenten einen erhöhten Augeninnendruck, ein toxisches Vordersegmentsyndrom und ein toxisches Endothelzellzerstörungssyndrom induzieren 5,6. Daher ist es wichtig, in präklinischen Studien die Wirksamkeit und Sicherheit von Arzneimitteln, die durch intrakamerale Injektionen verabreicht werden, sorgfältig zu bewerten, um die Behandlungseffizienz zu maximieren und mögliche Nebenwirkungen bei Patienten zu minimieren.
Experimentelle Tiermodelle sind in präklinischen Studien unverzichtbar, um neue Therapien zu untersuchen. Kleine Nagetiere wie Mäuse und Ratten sind die am häufigsten verwendeten Versuchstiere für solche Zwecke. Diese Tiere weisen zahlreiche Ähnlichkeiten mit der menschlichen Anatomie und Physiologie auf und liefern wertvolle Erkenntnisse. Darüber hinaus ist ihr Einsatz aufgrund ihrer geringen Größe, der einfachen Wartung, der schnellen Trächtigkeit und der Fähigkeit, eine große Anzahl von Nachkommen zu produzieren, wirtschaftlich vorteilhaft7.
Trotz der weit verbreiteten Verwendung kleiner Nagetiere in Modellen für Augenkrankheiten stellen ihre einzigartigen Augenabmessungen und ihre Anatomie erhebliche Herausforderungen bei experimentellen Manipulationen dar. So werden beispielsweise Verfahren wie intrakamerale Injektionen, die beim Menschen relativ einfach sind, bei Mäusen und Ratten technisch anspruchsvoll. Die Herausforderungen ergeben sich aus Faktoren wie dem geringen Volumen des Kammerwassers, der relativ großen und unflexiblen Linse und der obstruktiven Positionierung und Krümmung der Linse in den Augen der Nagetiere (Abbildung 1)8. Diese Herausforderungen erhöhen das Risiko von Schäden bei intrakameralen Injektionen bei Nagetieren, was zu potenziellen Nebenwirkungen führt und zu experimenteller Variabilität führt, die sich auf die Gültigkeit der Studienschlussfolgerungen auswirken kann. In unserer Forschung ist es uns gelungen, ein Verfahren zur sicheren intrakameralen Injektion bei Ratten zu entwickeln. Bei dieser Technik wird ein langer, flacher, selbstdichtender Tunnel in der Hornhaut in die Vorderkammer geschaffen. Diese Methode gewährleistet nicht nur die Präzision, sondern verbessert auch die experimentelle Reproduzierbarkeit und löst die Probleme, die mit Injektionstechniken bei kleinen Nagetieren verbunden sind.
Abbildung 1: Schematische Darstellung der anatomischen Merkmale des vorderen Augenabschnitts des Auges von Ratte und Mensch. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Präklinische Forschungsmodelle sollten eine kontrollierte und reproduzierbare Umgebung bieten, um die Zuverlässigkeit und Anwendbarkeit der Ergebnisse zu gewährleisten. In der ophthalmologischen Forschung werden Augeninjektionsmodelle häufig in verschiedenen Forschungsbereichen eingesetzt, die von der Erstellung von Krankheitsmodellen über das Testen neuer Behandlungen bis hin zur Bewertung von Gewebereaktionen und potenziellen Nebenwirkungen reichen.
Int…
The authors have nothing to disclose.
Diese Forschung wurde durch die Stipendien 2670/23 und 1304/20 der Israel Science Foundation unterstützt.
Alizarin Red | Alpha Aesar | 042040.5 | |
Buprenorphine | Richter pharma | 102047 | |
Dexamethasone 0.1% | Fisher Pharmaceutical | 393102-0413 | |
Hamilton glass syringe 10 μL | Hamilton Co. | 721711 | |
Hoeschst | Merck | B2261 | |
Ketamine | Bremer pharma GMBH (medimarket) | 17889 | |
Ofloxacin 0.3% eye drops | Allergan | E92170 | |
Oxybuprocaine Hydrochloride 0.4% | Fisher Pharmaceutical | N/A | |
Pentobarbital sodium 200 mg/mL | CTS | N/A | |
Slit microscope | Haag-streit bern | b-90019115 | |
Sprague-Dawley Rats | Envigo | N/A | |
Stiletto blade 31 G 0.8 mm | Tecfen medical (skymed) | QKN2808 | |
Surgical microscope | Zeiss | OPMI-6 CFC | |
Trypan Blue | Sartorius | 03-102-1B | |
Xylazine | Eurovet Animal Health | 615648 |
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