Summary

Ein photopolymerisierbares Hyaluronsäure-Kollagen-Modell der invasiven Gliom-Mikroumgebung mit interstitieller Strömung

Published: October 18, 2024
doi:

Summary

Wir stellen eine Methode zur Replikation der Mikroumgebung des Gliomtumors an der invasiven Front vor, die den interstitiellen Flüssigkeitsfluss einbezieht. Bei diesem Modell handelt es sich um ein Hyaluronan-Kollagen-I-Hydrogel in einem Gewebekultureinsatz, auf den ein Flüssigkeitsdruckkopf aufgebracht werden kann. Die Invasion kann quantifiziert werden, und Zellen können isoliert oder lysiert werden.

Abstract

Das Wiederauftreten von Glioblastomen ist ein großes Hindernis für den Behandlungserfolg und wird durch die Invasion von Gliom-Stammzellen (GSCs) in gesundes Gewebe angetrieben, das für eine chirurgische Resektion nicht zugänglich ist und gegen bestehende Chemotherapien resistent ist. Die Flüssigkeitsbewegung auf Gewebeebene oder der interstitielle Flüssigkeitsfluss (IFF) reguliert die GSC-Invasion in Abhängigkeit von der Tumormikroumgebung (TME), was den Bedarf an Modellsystemen unterstreicht, die sowohl IFF als auch TME enthalten. Wir stellen eine zugängliche Methode zur Replikation der invasiven TME beim Glioblastom vor: ein Hyaluronan-Kollagen-I-Hydrogel, das aus humanen GSCs, Astrozyten und Mikroglia besteht, die in einem Gewebekultureinsatz ausgesät werden. Erhöhte IFF kann durch Anlegen eines Flüssigkeitsdruckkopfes an das Hydrogel dargestellt werden. Darüber hinaus kann dieses Modell so abgestimmt werden, dass es Unterschiede zwischen oder innerhalb des Patienten in zellulären Verhältnissen, Flussraten oder Matrixsteifigkeiten repliziert. Die Invasion kann quantifiziert werden, während Gele für eine Vielzahl von Ergebnissen entnommen werden können, einschließlich GSC-Invasion, Durchflusszytometrie, Protein- oder RNA-Extraktion oder Bildgebung.

Introduction

Das Glioblastom ist eine verheerende Erkrankung, die durch eine kurze Überlebenszeitgekennzeichnet ist 1, die durch die klinisch verfügbaren Behandlungen nur moderat verlängert wird 2,3. Dieses Hindernis für eine wirksame Therapie ist weitgehend auf die hochgradig infiltrative Natur chemoresistenter Gliom-Stammzellen (GSCs) zurückzuführen, die für die Resektion und das Aussäen rezidivierender Tumoren unzugänglich sind4. Gleichzeitig sind GSCs hochplastisch und reagieren auf verschiedene Reize in der Tumormikroumgebung (TME), um zu überleben und einzudringen 5,6. Insbesondere erzeugen der dicht besiedelte Tumor und das undichte Gefäßsystem eine steile Druckdifferenz an der Tumorgrenze, die den interstitiellen Flüssigkeitsfluss (IFF) in bestimmten Regionen erhöht, die mit der GSC-Invasion korrelieren7. Diese erhöhte IFF beeinflusst 8,9,10 und verstärkt oft die 8,9 GSC-Invasion über molekulare Signalwege, die für eine pharmakologische Hemmung zugänglich sind. Dieser Prozess wird jedoch durch den Einfluss der Gliazellen in der TME auf die Gliominvasion verfälscht; In der Tat wurde beschrieben, dass Gliazellen die Gliominvasion in zahlreichen Zusammenhängen modulieren11, und vorläufige Beweise in unserem Labor deuten auf einen ähnlichen Einfluss von Gliazellen auf die IFF-verstärkte Gliominvasionhin 12. Aus diesem Grund hat unser Labor ein abstimmbares 3D-TME-Modell entwickelt, das diese invasiven Tumorgrenzregionen repliziert, indem es sowohl IFF- als auch Glia-GSC-Wechselwirkungen einbezieht, um die GSC-Invasion und andere Ergebnisse (d. h. Oberflächen- oder intrazelluläre Proteinexpression, RNA-Expression usw.) zu quantifizieren, die von IFF, Glia- und/oder Therapeutikakandidaten beeinflusst werden12 (Abbildung 1).

Das TME-Modell ähnelt anderen Gewebekultur-Insert-basierten interstitiellen Flüssigkeitsfluss-Assays (d. h. statische/Flow-Assays), die weithin veröffentlicht wurden 8,9,10,13,14,15,16,17,18. Die Hauptunterschiede dieses Modells sind die Einbeziehung einer nicht proprietären und abstimmbaren Kollagen-Hyaluronsäure-Matrix, die Einbeziehung von Astrozyten und Mikroglia in die Matrix in Verhältnissen, die für die TMEs des Patienten repräsentativsind 12, und das System ist vollständig in einer Well-Platte eingeschlossen, ohne externe Schläuche, Reservoire oder Pumpen. Hyaluronsäure gehört zu den Hauptbestandteilen der extrazellulären Matrix des Gehirns19, reicht jedoch nicht aus, um den Flüssigkeitsfluss zu ermöglichen; somit ist Kollagen I in der Mischung enthalten. Die Vernetzung erfolgt in zwei Schritten: einer durch freie Radikale initiierten Kettenwachstumspolymerisation, bei der bei Einwirkung von ultraviolettem (UV) Licht freie Radikale aus dem Photoinitiator erzeugt werden und chemische Vernetzungen zwischen methacrylierten Hyaluronsäuremolekülenerzeugen 20, und der Neutralisierung von säurekonserviertem Kollagen und der Einwirkung von Hitze zur Bildung von Kollagenfasern 21,22,23.

Verschiedene Parameter, die für diesen Assay optimiert wurden, wurden in zuvor veröffentlichten Arbeiten in Thiol-modifizierten Hyaluronan-Kollagen-Hydrogelen beschrieben 8,12. Insbesondere sind die für diesen Assay verwendeten Zellen (primäre humane GSCs24, primäre menschliche kortikale Astrozyten und immortalisierte menschliche Mikroglia) in Gelen, die aus astrobasalen Medien bestehen, die mit GSC-Wachstumsfaktoren, 0,5 % v/v N-2 und 1 % v/v B-27 ohne Vitamin A12 angereichert sind, mindestens 60 % lebensfähig. In Fällen, in denen die Gele abgebaut werden müssen (z. B. für die Proteinextraktion oder die Durchflusszytometrie), werden Kollagenase und Dispase verwendet, um eine ausreichende Lebensfähigkeit zu erhalten (Abbildung 2).

Um die Invasion zu quantifizieren, müssen GSCs fluoreszenzmarkiert werden, bevor sie mit Gliazellen in der Matrix kombiniert werden. Dies kann durch Markierung mit Hoechst 33342 (wie unten beschrieben), Zelltracker12, genetische Modifikation oder Transduktion erreicht werden. Unabhängig davon sollte die Lebensfähigkeit von Zellen, die mit neuen Markern markiert wurden, gemessen werden, bevor sie in das TME-Modell aufgenommen werden. Wenn die Invasion nicht quantifiziert werden kann, die Gele aber für Proteinextraktionen, RNA-Extraktionen oder andere Ergebnisse geerntet werden, müssen die Zellen während des Gelherstellungsprozesses oft nicht fluoreszenzmarkiert werden. In diesem Fall können Gele entweder für die Bildgebung formalinfixiert, abgebaut und Zellen für die RNA-Extraktion lysiert oder unter Verwendung von Proteasen für die Durchflusszytometrie abgebaut und anschließend mit Proteinlysepuffern für Western Blots oder andere Proteinarbeiten lysiert werden.

Hier stellen wir ein Protokoll für die Integration von humanen Astrozyten, Mikroglia und patienteneigenen GSCs in einem patientendefinierten Verhältnis von 4:1:112 in eine 1,2 mg/ml-Kollagen-I-, 4 mg/ml-Hyaluronan-Matrix unter statischen oder fließenden Bedingungen vor. Die spezifischen Parameter, die für einen Assay verwendet werden (d. h. zelluläre Verhältnisse, Steifigkeit, Zelltypen usw.), können geändert werden, um verschiedene Kontexte darzustellen, wenn die Lebensfähigkeit angemessen ist.

Figure 1
Abbildung 1: Diagramm des TME-Modells, bestehend aus GSCs, Astrozyten und Mikroglia in einem Hydrogel unter einem Flüssigkeitsdruckkopf. Die Zellen werden in ein Kollagen-Hyaluronsäure-Hydrogel in einem Gewebekultureinsatz eingebettet. Die Gravitationskraft treibt die Nettoströmung nach unten an. Poren in der Membran des Gewebekultureinsatzes ermöglichen es Zellen, die nach unten eindringen, sich an der Unterseite des Gewebekultureinsatzes zu befestigen, und diese Zellen können fixiert, abgebildet und quantifiziert werden. Erstellt mit BioRender.com. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 2
Abbildung 2: Zelluläre Lebensfähigkeit nach Hydrogelabbau. G34s (GSCs), Astrozyten und Mikroglia wurden im TME-Modell bei 4:1:1 ausgesät und 21 Stunden bei 37 °C inkubiert. Die Gele wurden mit 0,3 mg/ml Kollagenase + 0,02 mg/ml Dispase für insgesamt 30, 45 oder 60 Minuten entfernt und abgebaut, wobei alle 15 Minuten (30-Minuten-Bedingung) oder nach 30 Minuten alle 15 Minuten (45-Minuten- und 60-Minuten-Bedingungen) pipettiert wurde. Nachdem die Gele abgebaut waren, wurden die Zellen mit Acridinorange (alle Zellen) und Propidiumiodid (tote Zellen) gefärbt und mit einem automatisierten Zellzähler gezählt. Die Viabilität wird für alle Zellen innerhalb des TME-Modells berichtet. Die Zellen behielten über 30-60 Minuten eine Lebensfähigkeit von mindestens 70 % bei. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt; n = 3 biologische Replikate. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Protocol

Dieses Protokoll wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Virginia Tech Institutional Biosafety Committee entwickelt. HINWEIS: Führen Sie alle Verfahren in einem BSL-2-Zellkulturschrank durch, sofern nicht anders angegeben. Bitte wenden Sie sich an den Biosicherheitsausschuss der Institution, um Hinweise zur Verwendung menschlicher Zellen zu erhalten. 1. Berechnungen für die Gelherstellung Berec…

Representative Results

Repräsentative Daten zur Invasion (Abbildung 3), zur Viabilität und zur Expression von Ki67 und CD71 mittels Durchflusszytometrie (Abbildung 4) werden für GSC-Linien bereitgestellt, wie sie zuvor für ein thiomodifiziertes Hyaluronan-Kollagen-Hydrogel12 veröffentlicht wurden. Das Vorhandensein von Astrozyten und Mikroglia im TME-Modell hat einen unterschiedlichen Effekt auf die GSC-Invasion in Abhäng…

Discussion

Der Aufbau des TME-Modells umfasst sechs grundlegende Schritte: 1) Passieren von Zellen und Trennen der Zellen zwischen ähnlichen Bedingungen, 2) Zusammenstellen einer konzentrierten Kollagenlösung für alle Bedingungen, 3) Kombinieren der Gelkomponenten (Zellen, Kollagen, methacrylierte Hyaluronsäure und der Photoinitiator) für jede Bedingung, 4) Plattieren von Gelen, 5) Vernetzung durch UV-Strahlung und Hitze und 6) Hinzufügen des Flüssigkeitsdruckkopfes. Nach 18 Stunden oder meh…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir danken den Geldgebern für diese Arbeit: den National Institutes of Health National Cancer Institute (R37 CA222563 zu J.M.), der Coulter Foundation (J.M.) und der Virginia Tech ICTAS-CEH (J.M. & J.H.). Die in diesem Assay verwendeten GSCs wurden von Jakub Godlewski, Ph.D. (Harvard Medical School) abgeleitet.

Materials

12 Well Tissue Culture Plate, Sterile Celltreat Scientific Products  229112
250 mL Filter  System, PES Filter Material, 0.22 µm, 50 mm, Sterile DOT Scientific 667706
385 nm, 1650 mW (Min) Mounted LED, 1700 mA  Thorlabs  M385LP1-C1
75cm2 Tissue Culture Flask – Vent Cap, Sterile Celltreat Scientific Products 229341
8.0 μm Cell Culture Plate Insert 12 mm Diameter Millicell PI8P01250
Absolute Ethanol, 200 proof, Molecular Biology Grade Thermo Fisher Scientific T038181000CS Ethanol for flow cytometry dead cell control.
Astrocyte Medium (Astrofull) ScienCell Research Laboratories 1801 Contains astrobasal, FBS, and penicillin/streptomycin. 
B-27 Supplement (50x), minus vitamin A (Gibco) Thermo Fisher Scientific 12587010
BSA (MACS) Miltenyi Biotec  130-091-376
CD71 antibody (eBioscience, Invitrogen) Fisher Scientific  25-0719-41
Cell Counting Chambered Slides Nexcelom Bioscience CHT4-PD100-002
Cell Scrapers Biologix USA  70-1250
Cellometer K2 Fluorescent Cell Counter (Nexelcom Bioscience) VWR  NEXCCMK2-SK150-FCS
Centrifuge – Low-Speed Eppendorf  5702 R Centrifuge for cell culture.
Clear Polystyrene 96-Well Microplates, Corning Fisher Scientific 07-200-108 V-bottom plates for flow cytometry staining.
CO2 Incubator, 150L, Heracell 150i (Thermo Scientific) Thermo Fisher Scientific 50116047
Collagen I, High Concentration, Rat Tail Corning 354249
Collagen I, Rat Tail Corning 354236 "Low" concentration for coating adherent flasks.
Collagenase (CAS# 9001-12-1) United States Biological C7511-30
Collimation Adapter for Olympus BX & IX, AR Coating: 350 – 700 nm Thorlabs COP1-A
Cotton Swabs, Q-tips Precision Tips  Amazon B01KCJB3R2
Dispase (CAS# 9001-92-7)  United States Biological D3760
DMEM, high glucose (Gibco) Thermo Fisher Scientific 11330032
EVOS FL Invitrogen AMF4300
Fetal Bovine Serum (Gibco) Thermo Fisher Scientific 26140079 For microglia culture.
Formalin solution, neutral buffered, 10% (Sigma-Aldrich)  Millipore Sigma HT501128
Foxp3 / Transcription Factor Staining Buffer Set (eBioscience, Invitrogen) Thermo Fisher Scientific 00-5523-00
Glioma stem cells n/a n/a Can be patient derived or commercial glioma stem cell lines. 
Guava easyCyte HT System Millipore Sigma 0500-4008 Flow cytometer.
HBSS (Sigma-Aldrich)  Millipore Sigma H6648
HEPES (1 M) (Gibco) Thermo Fisher Scientific 15630080
High-Power 1-Channel LED Driver with Pulse Modulation, 10.0 A Max, 50.0 V Max  Thorlabs DC2200 Interface for UV Lamp.
Hoechst 33342 Solution (20 mM) (Thermo Scientific) Thermo Fisher Scientific 62249
Human Astrocytes ScienCell Research Laboratories 1800 Primary astrocytes derived from the cerebral cortex.
Human EGF Recombinant Protein (Gibco) Thermo Fisher Scientific PHG0311
Human FGF-basic (FGF-2/bFGF) (aa 10-155) Recombinant Protein (Gibco) Thermo Fisher Scientific PHG0021
Immortalized Human Microglia – hTERT Applied Biological Materials  T0251
Incu-mixer MP Heated Microplate Vortexer, 2 position Benchmark Scientific  H6002
Ki67 REAfinity, PerCP-Vio 700 antibody Miltenyi Biotec 130-120-420
LED UV Curing Meter Gigahertz-Optik X1-RCH-116 Optometer to measure UV light intensity.
Lithium phenyl-2,4,6-trimethylbenzoylphosphinate (LAP)  Advanced Biomatrix 5269-100MG  Photoinitiator.
LIVE/DEAD Fixable Near-IR (Invitrogen)  Thermo Fisher Scientific L24975
Methacrylated hyaluronic acid (photoHA) Advanced Biomatrix 5212-100MG
Microcentrifuge, Sorvall ST8R (Thermo Scientific) Fisher Scientific 75-997-203 Centrifuge for flow cytometry staining.
N-2 Supplement (100X) (Gibco) Thermo Fisher Scientific 17502048
Neurobasal-A Medium (Gibco) Thermo Fisher Scientific 10888022
PBS (10X), pH 7.4 without Ca & Mg Quality Biological 119-069-101
Sodium hydroxide, pellets ACS (CAS# 1310-73-2) VWR  97064-476
Synergy Ultrapure Water Purification System (MilliporeSigma) Fisher Scientific  SYNS0HFUS
Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red (Gibco) Thermo Fisher Scientific 25200056
ViaStain AOPI Staining Solution Nexcelom Bioscience CS2-0106

Referenzen

  1. Ostrom, Q. T., et al. CBTRUS statistical report: Primary brain and other central nervous system tumors diagnosed in the United States in 2016-2020. Neuro Oncol. 25, 1-99 (2023).
  2. Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. N Engl J Med. 352 (10), 987-996 (2005).
  3. Stupp, R., et al. Effect of tumor-treating fields plus maintenance temozolomide vs maintenance temozolomide alone on survival in patients with glioblastoma: A randomized clinical trial. JAMA. 318 (23), 2306-2316 (2017).
  4. Lathia, J. D., Mack, S. C., Mulkearns-Hubert, E. E., Valentim, C. L. L., Rich, J. N. Cancer stem cells in glioblastoma. Genes Dev. 29 (12), 1203-1217 (2015).
  5. Roos, A., Ding, Z., Loftus, J. C., Tran, N. L. Molecular and microenvironmental determinants of glioma stem-like cell survival and invasion. Front Oncol. 7, 120 (2017).
  6. Yabo, Y. A., Niclou, S. P., Golebiewska, A. Cancer cell heterogeneity and plasticity: A paradigm shift in glioblastoma. Neuro Oncol. 24 (5), 669-682 (2022).
  7. Geer, C. P., Grossman, S. A. Interstitial fluid flow along white matter tracts: A potentially important mechanism for the dissemination of primary brain tumors. J Neurooncol. 32 (3), 193-201 (1997).
  8. Munson, J. M., Bellamkonda, R. V., Swartz, M. A. Interstitial flow in a 3D microenvironment increases glioma invasion by a CXCR4-dependent mechanism. Cancer Res. 73 (5), 1536-1546 (2013).
  9. Kingsmore, K. M., et al. Interstitial flow differentially increases patient-derived glioblastoma stem cell invasion via CXCR4, CXCL12, and CD44-mediated mechanisms. Integr Biol. 8 (12), 1246-1260 (2016).
  10. Qazi, H., Shi, Z. -. D., Tarbell, J. M. Fluid shear stress regulates the invasive potential of glioma cells via modulation of migratory activity and matrix metalloproteinase expression. PLoS One. 6 (5), e20348 (2011).
  11. Parmigiani, E., Scalera, M., Mori, E., Tantillo, E., Vannini, E. Old stars and new players in the brain tumor microenvironment. Front Cell Neurosci. 15, 709917 (2021).
  12. Cornelison, R. C., et al. A patient-designed tissue-engineered model of the infiltrative glioblastoma microenvironment. NPJ Precis Oncol. 6 (1), 54 (2022).
  13. Tchafa, A. M., Shah, A. D., Wang, S., Duong, M. T., Shieh, A. C. Three-dimensional cell culture model for measuring the effects of interstitial fluid flow on tumor cell invasion. J Vis Exp. (65), e4159 (2012).
  14. Shields, J. D., et al. Autologous chemotaxis as a mechanism of tumor cell homing to lymphatics via interstitial flow and autocrine CCR7 signaling. Cancer Cell. 11 (6), 526-538 (2007).
  15. Shieh, A. C., Rozansky, H. A., Hinz, B., Swartz, M. A. Tumor cell invasion is promoted by interstitial flow-induced matrix priming by stromal fibroblasts. Cancer Res. 71 (3), 790-800 (2011).
  16. Miteva, D. O., et al. Transmural flow modulates cell and fluid transport functions of lymphatic endothelium. Circ Res. 106 (5), 920-931 (2010).
  17. Kingsmore, K. M., et al. MRI analysis to map interstitial flow in the brain tumor microenvironment. APL Bioeng. 2 (3), 031905 (2018).
  18. Roberts, L. M., et al. Myeloid derived suppressor cells migrate in response to flow and lymphatic endothelial cell interaction in the breast tumor microenvironment. Cancers. 14 (12), 3008 (2022).
  19. Bellail, A. C., Hunter, S. B., Brat, D. J., Tan, C., Van Meir, E. G. Microregional extracellular matrix heterogeneity in brain modulates glioma cell invasion. Int J Biochem Cell Biol. 36 (6), 1046-1069 (2004).
  20. Choi, J. R., Yong, K. W., Choi, J. Y., Cowie, A. C. Recent advances in photo-crosslinkable hydrogels for biomedical applications. Biotechniques. 66 (1), 40-53 (2019).
  21. Artym, V. V., Matsumoto, K. Imaging cells in three-dimensional collagen matrix. Curr Protoc Cell Biol. , 11-20 (2010).
  22. Gelman, R. A., Williams, B. R., Piez, K. A. Collagen fibril formation. Evidence for a multistep process. J Biol Chem. 254 (1), 180-186 (1979).
  23. Williams, B. R., Gelman, R. A., Poppke, D. C., Piez, K. A. Collagen fibril formation. Optimal in vitro conditions and preliminary kinetic results. J Biol Chem. 253 (18), 6578-6585 (1978).
  24. Mineo, M., et al. The long non-coding RNA HIF1A-AS2 facilitates the maintenance of mesenchymal glioblastoma stem-like cells in hypoxic niches. Cell Rep. 15 (11), 2500-2509 (2016).
  25. Tang, X., et al. Targeting glioblastoma stem cells: A review on biomarkers, signal pathways and targeted therapy. Front Oncol. 11, 701291 (2021).
  26. Dirkse, A., et al. Stem cell-associated heterogeneity in glioblastoma results from intrinsic tumor plasticity shaped by the microenvironment. Nat Commun. 10 (1), 1787 (2019).
  27. Sofroniew, M. V. Astrocyte reactivity: Subtypes, states, and functions in CNS innate immunity. Trends Immunol. 41 (9), 758-770 (2020).
  28. Tate, K. M., Munson, J. M. Assessing drug response in engineered brain microenvironments. Brain Res Bull. 150, 21-34 (2019).
  29. Cai, X., et al. Application of microfluidic devices for glioblastoma study: Current status and future directions. Biomed Microdevices. 22 (3), 60 (2020).
  30. Kleinman, H. K., Martin, G. R. Matrigel: Basement membrane matrix with biological activity. Semin Cancer Biol. 15 (5), 378-386 (2005).
  31. Jadin, L., et al. Hyaluronan expression in primary and secondary brain tumors. Ann Transl Med. 3 (6), 80 (2015).
  32. Cornelison, R. C., Munson, J. M. Perspective on translating biomaterials into glioma therapy: Lessons from in vitro models. Front Mater. 5, 27 (2018).
  33. Kapałczyńska, M., et al. 2D and 3D cell cultures – a comparison of different types of cancer cell cultures. Arch Med Sci. 14 (4), 910-919 (2018).
  34. Nelson, C. M., Bissell, M. J. Of extracellular matrix, scaffolds, and signaling: Tissue architecture regulates development, homeostasis, and cancer. Annu Rev Cell Dev Biol. 22, 287-309 (2006).
  35. Phon, B. W. S., Kamarudin, M. N. A., Bhuvanendran, S., Radhakrishnan, A. K. Transitioning pre-clinical glioblastoma models to clinical settings with biomarkers identified in 3D cell-based models: A systematic scoping review. Biomed Pharmacother. 145, 112396 (2022).
  36. Pampaloni, F., Reynaud, E. G., Stelzer, E. H. K. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nat Rev Mol Cell Biol. 8 (10), 839-845 (2007).
  37. Ortiz-Cárdenas, J. E., et al. Towards spatially-organized organs-on-chip: Photopatterning cell-laden thiol-ene and methacryloyl hydrogels in a microfluidic device. Organs Chip. 4, 100018 (2022).
  38. Ozulumba, T., et al. Mitigating reactive oxygen species production and increasing gel porosity improves lymphocyte motility and fibroblast spreading in photocrosslinked gelatin-thiol hydrogels. bioRxiv. , (2024).
  39. Lim, K. S., et al. Fundamentals and applications of photo-cross-linking in bioprinting. Chem Rev. 120 (19), 10662-10694 (2020).
  40. Ghosh, R. N., et al. An insight into synthesis, properties and applications of gelatin methacryloyl hydrogel for 3D bioprinting. Mater Adv. 4 (22), 5496-5529 (2023).
  41. Venkataramani, V., et al. Glutamatergic synaptic input to glioma cells drives brain tumour progression. Nature. 573 (7775), 532-538 (2019).
  42. Venkataramani, V., et al. Glioblastoma hijacks neuronal mechanisms for brain invasion. Cell. 185 (16), 2899-2917 (2022).

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Howerton, S., Liang, Y., Hammel, J., Purow, B., Munson, J. A Photopolymerizable Hyaluronic Acid-Collagen Model of the Invasive Glioma Microenvironment with Interstitial Flow. J. Vis. Exp. (212), e66604, doi:10.3791/66604 (2024).

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