Summary

뎅기열 NS1 항원의 비색 및 정량적 검출을 위해 스마트폰 애플리케이션과 결합된 휴대용 종이 기반 면역분석

Published: January 26, 2024
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Summary

긴급한 뎅기열 진단 요구 사항을 해결하기 위해 임상 혈청/혈액 샘플에서 뎅기열 NS1 항원 농도를 정량화하기 위한 스마트폰 앱 통합 뎅기열 NS1 종이 기반 분석 장치(DEN-NS1-PAD)를 소개합니다. 이 혁신은 자원이 제한된 환경에서도 다양한 의료 환경에서 임상적 의사 결정을 지원함으로써 뎅기열 관리를 향상시킵니다.

Abstract

흰줄숲모기에 의해 전염되는 뎅기열 바이러스(DENV) 감염은 열대 및 아열대 국가에서 주요 공중 보건 문제입니다. 연간 약 1,000만 명의 환자가 발생하고 20,000-25,000명이 사망하는 상황에서, 특히 어린이들 사이에서 실용적인 진단 도구가 시급히 필요합니다. 초기 감염 시 뎅기열 비구조 단백질 1(NS1)의 존재는 사이토카인 방출, 혈관 누출 및 내피 기능 장애와 관련이 있어 중증 뎅기열의 잠재적 표지자가 될 수 있습니다.

측면 유동 분석(LFA) 및 미세유체 종이 기반 분석 장치(PAD)와 같은 종이 기반 면역분석법은 단순성, 신속성, 저렴성, 특이성 및 해석 용이성으로 인해 진단 테스트로 인기를 얻고 있습니다. 그러나 뎅기열 NS1 검출을 위한 기존의 종이 기반 면역분석법은 일반적으로 육안 검사에 의존하여 정성적 결과만 산출합니다. 이러한 한계를 해결하고 감도를 향상시키기 위해 스마트폰 애플리케이션을 비색 및 정량 판독기로 통합하는 종이 기반 분석 장치(PAD), 즉 DEN-NS1-PAD에서 휴대성이 뛰어난 NS1 뎅기열 검출 분석을 제안했습니다. 개발 시스템을 통해 임상 샘플에서 NS1 농도를 직접 정량화할 수 있습니다.

환자로부터 얻은 혈청 및 혈액 샘플을 사용하여 시스템 프로토타입 성능을 시연했습니다. 결과는 즉시 얻어졌으며 시설이 잘 갖춰진 의료 시설과 자원이 제한된 환경 모두에서 임상 평가에 사용할 수 있습니다. 종이 기반 면역분석법과 스마트폰 애플리케이션의 혁신적인 조합은 뎅기열 NS1 항원의 향상된 검출 및 정량화를 위한 유망한 접근 방식을 제공합니다. 육안의 능력을 넘어 감도를 높임으로써 이 시스템은 특히 외딴 지역이나 소외된 지역에서 뎅기열 관리의 임상적 의사 결정을 개선할 수 있는 큰 잠재력을 가지고 있습니다.

Introduction

뎅기열 바이러스(DENV) 감염은 가장 빠르게 퍼지는 모기 매개 질병1이며, 전 세계적으로 3억 9천만 명 이상이 9,600만 건의 증상 감염, 200만 건의 중증 질환 사례에 감염되어 있으며, 매년 25,000명 이상이 사망하고있습니다 1,2. 세계보건기구(WHO)에 따르면 약 39억 명이 뎅기열에 걸릴 위험이 있습니다. ~70%는 아시아 태평양 국가와 주로 동남아시아에 거주합니다3. 2019년 WHO에 보고된 뎅기열 발병 건수는 420만 건이며, 태국은 뎅기열 감염으로 최소 136,000건의 뎅기열 발병과 144건의 사망 사례에 기여했다4. 태국의 뎅기열 발병은 4월부터 12월까지 우기에 도시와 농촌 지역, 특히 북동부 지역에서 발생합니다.

DENV 감염은 무증상 증상인 경증 뎅기열(DF)에서 중증 뎅기 출혈열(DHF)에 이르기까지 다양한 임상 증상을 보입니다. 중증 DHF 질환의 주요 특징은 혈관 투과성 증가에 이어 쇼크와 장기 기능 장애가 뒤따른다1. 혈관 누출을 유발할 수 있는 분자 경로를 이해하는 것은 효과적인 뎅기열 치료법을 개발하는 데 매우 중요합니다. 뎅기열 비구조적 단백질 1(NS1)은 초기 바이러스 감염 시 분비되는 당단백질(glycoprotein)이다 5,6 바이러스 RNA 복제를 위한 보조인자(cofactor)로 기능한다7. NS1은 사이토카인 방출을 유발하고 톨 유사 수용체 4(TLR4) 및 내피 당칼릭스 8,9에 결합하여 혈관 누출에 기여할 수 있습니다. 체외 연구에 따르면 NS1은 내피 세포와 상호 작용하여 세포 사멸을 유도합니다. 이 상태는 내피 기능 장애와 혈관 누출의 원인이 될 수 있다10. 혈청 인터루킨(IL)-10 수치와 상관관계가 있는 NS1 항원 수치는 중증 임상질환 환자에서 유의하게 증가했다11. 뎅기열 NS1은 또한 IL-10을 유도하고 DENV 특이적 T 세포 반응을 억제하여 질병 발병에 기여합니다12,13. 또한 뎅기열 NS1 단백질은 중증 임상질환과 관련이 있었으며, 발병 후 첫 3일 동안 NS1 > 600ng mL-1의 농도는 DHF14의 발병과 관련이 있었다.

DHF 환자에서 뎅기열 NS1 항원의 지속성은 중증 뎅기열6의 표지자로 사용될 수 있습니다. 임상 샘플에서 NS1을 검출하는 방법에는 효소 결합 면역 흡착 분석(ELISA) 및 신속 검사15와 같은 여러 가지가 있습니다. 임상 환경에서 NS1 단백질의 농도를 측정하기 위한 황금 표준은 ELISA 분석법입니다. 그러나 ELISA 방법은 비용이 많이 들고 숙련된 인력과 실험실 시설이 필요합니다16. 따라서 현장 검사(POCT)에서 NS1 단백질을 검출하고 정량화하는 기술 개발은 여전히 진행 중입니다. 지난 10년 동안 측면 유동 분석법(LFA) 및 미세유체 종이 기반 분석 장치(μPAD)와 같은 종이 기반 면역분석법은 단순성, 신속성, 저렴성 및 특이성으로 인해 진단 검사로 인기를 얻었습니다 17,18,19. 종이 기반 면역분석에서는 금 나노 입자 (AuNP) 20, 자성 나노 입자21,22, 양자점23 및 형광 물질24,25와 같은 여러 표지가 신호를 생성하는 데 사용되었습니다. AuNP는 저렴한 생산 비용, 제조 용이성, 안정성 및 간단한 판독으로 인해 종이 기반 면역분석에 사용되는 가장 일반적인 라벨입니다. 현재 뎅기열 NS1에 대한 측면 유동 분석(LFA)은 임상 환경에서 널리 사용되고 있습니다26,27. 그러나 기존의 LFA 라벨 검출은 일반적으로 육안을 사용하며 정성적 결과만 제공합니다.

지난 10년 동안 전 세계적으로 50억 대 이상의 스마트폰이 널리 사용되었으며 휴대용 감지 기능을 개발할 가능성이 있습니다28,29. 스마트폰은 내장형 물리적 센서, 멀티코어 프로세서, 디지털 카메라, USB 포트, 오디오 포트, 무선 및 응용 소프트웨어와 같은 다기능 용량을 갖기 때문에 다양한 바이오센서 플랫폼(30)에서 사용하기에 적합하다. 또한, 무선 기술을 통해 데이터를 신속하게 전송할 수 있으며 실시간 및 현장 모니터링에 사용할 수 있습니다(31). Mudanyali et al.은 종이 기반 면역분석법과 스마트폰을 결합하여 말라리아, 결핵 및 HIV32에 대한 휴대용, 장비가 필요 없고 빠르고, 저렴하고, 사용자 친화적인 POCT 플랫폼을 개발했습니다. Ling et al.은 우유에서 알칼리성 인산가수분해효소 활성을 정량적으로 검출하기 위해 스마트폰 카메라와 결합된 측면 유동 분석을 보고했습니다33. Hou et al.은 또한 측면 유동 분석에서 색상 또는 형광의 정량적 신호에 대한 스마트폰 기반의 이중 양식 이미징 시스템을 개발했습니다(34). 또한, 스마트폰을 비색 및 정량 판독기로서 사용하는 것은 감도를 향상시킬 수 있는 반면, 육안으로는 표적(35)의 존재를 자신 있게 보고할 수 없다.

뎅기열 진단의 돌파구를 제시하는 DEN-NS1-PAD 36,37,38(이하 장치라고 함)은 휴대가 간편하고 효율적인 솔루션을 제공합니다. 왁스 프린팅 미세유체 종이 기반 기술을 사용하는 이 장치는 이미지 처리를 통해 높은 감도와 특이성으로 NS1을 정량화합니다. 그 유용성을 더욱 향상시키기 위해 우리는 비색 및 정량 판독을 위한 사용자 친화적인 스마트폰 앱을 개발했습니다. 태국 병원의 환자 샘플을 사용한 임상 검증은 실시간 환자 평가에 대한 즉각적인 영향을 강조합니다. 당사의 혁신은 간소화된 현장 진료 뎅기열 관리의 중추적인 발전을 의미하며, 자원이 제한된 의료 환경에서 진단에 혁명을 일으킬 것을 약속합니다.

Protocol

태국 방콕 프라몽쿳클라오 병원(Phramongkutklao Hospital, Phramongkutklao Hospital, Thailand, Royal Thai Army Medical Department, Royal Thai Army Medical Department, Institutional Review Board)의 윤리위원회(Ethics Committee of the Institutional Review Board, Royal Thai Army Medical Department, Phramongkutklao Hospital, Bangkok, Thailand (IRBRTA 1218/2562))는 승인을 승인했습니다. 이 연구를 수행함에 있어 우리는 필요한 모든 윤리 규정을 준수했습니다. <p class="jove_…

Representative Results

제조 방법을 선택하는 것은 종이 기반 면역분석 장치에서 재현 가능한 분석 성능을 보장하는 데 매우 중요합니다. 이 연구에서는 종이 기반 면역 분석을 시연하는 맥락에서 다양한 제조 공정과 재료를 탐구했습니다. 우리가 선택한 방법은 왁스 인쇄 시스템을 사용하여 종이 기반 미세 유체 장치 내에 소수성 장벽을 만듭니다. 이 접근 방식은 단순성, 속도 및 일관된 결과로 인해 두드러집니다. 참?…

Discussion

스마트폰 기반 리더 시스템의 중요한 설계 파라미터 중 하나는 샘플의 재현 가능한 이미징 처리를 제공하는 기능입니다. 이 연구에서는 단순성과 편의를 위해 이미징 박스나 액세서리를 사용하지 않고 12-13MP 카메라가 장착된 세 가지 스마트폰 브랜드에서 이미지를 캡처했습니다. 카메라의 해상도, 이미지 캡처 시간, 조명 조건 및 환경과 같은 이미지 캡처의 다양한 조건은 장치의 테스트 및 제어 …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

MHP는 Universitas Islam Indonesia (UII)의 장학금 연구 기금에 감사드립니다. 저자들은 모바일 애플리케이션 개발 전반에 걸쳐 귀중한 전문 지식과 도움을 주고 원고에 기여한 Mr. Nutchanon Ninyawee에게 감사를 표합니다. 또한 저자들은 태국 과학 연구 및 혁신(TSRI), 기초 연구 기금: 2023 회계연도(프로젝트 번호. FRB660073/0164) King Mongkut’s University of Technology Thonburi의 프로그램 Smart Healthcare에 따라.

Materials

Materials
0.1 M phosphate-buffered saline (PBS, pH 7.2) 
BBS containing 0.1% Tween 20, 10% sucrose, and 1% casein   the conjugate area treatment and blocking buffer
Borate buffered saline (BBS) (25 mM sodium borate and 150 mM sodium chloride at pH 8.2) supplemented with 1% BSA  the washing buffer during the conjugation process AuNPs with the antibody
Boric acid Merck 10043-35-3
Bovine serum albumin fraction V (BSA)   PAA Lab GmbH (Germany) K41-001 
Casein Merck 9005-46-3
Chromatography paper Grade 2  GE Healthcare 3002-911 
Clear laminate film 3M (Stationery shops)
Disodium hydrogen phosphate Merck 7558-79-4
Double tape side Stationery shops
Goat anti-mouse IgG antibody  MyBiosource (USA) MBS435013
Gold nanoparticles (40 nm)   Serve Science Co., Ltd. (Thailand)
Human IgG polyclonal antibody   Merck AG711-M
Mouse dengue NS1 monoclonal antibody  MyBiosource (USA) MBS834415
Mouse dengue NS1 monoclonal antibody  MyBiosource (USA) MBS834236
NS1 serotype 2 antigens MyBiosource (USA) MBS 568697
PBS 1X containing 0.1% Tween 20 was used as t elution buffer
Plastic backing card 10×30 cm Pacific Biotech Co., Ltd. (Thailand)
Poly-L-lysine (PLL) Sigma Aldrich P4832
Potassium Chloride Merck 104936
Potassium monophosphate Merck 104877
Sodium Chloride Merck 7647-14-5
Sodium tetraborate  Sigma Aldrich 1303-96-4
Sucrose Merck 57-50-1
Tween 20 Sigma Aldrich 9005-64-5
Instruments
CytationTM 5 multimode reader BioTek
Mobile phones Huawei Y7, iPhone 11, Samsung a20
Photo scanner Epson Perfection V30
Oven Memmert
Wax printer  Xerox ColorQube 8880-PS
Software
Could AutoML Vision Object Detection documentation Google Cloud
ImageJ National Institute of Health, Bethesda, MD, USA
Inkscape 0.91 Software

Referenzen

  1. Cattarino, L., Rodriguez-Barraquer, I., Imai, N., Cummings, D. A. T., Ferguson, N. M. Mapping global variation in dengue transmission intensity. Science Translational Medicine. 12 (528), 1-11 (2020).
  2. World Health Organization (WHO). . Treatment, prevention and control global strategy for dengue prevention and control. , 1-34 (2012).
  3. . WHO Dengue and severe dengue Available from: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/dengue-and-severe-dengue (2020)
  4. Department of Disease Control Ministry of Health Thailand. . Weekly Disease Forecast Dengue. , (2020).
  5. Malavige, G. N., Ogg, G. S. Pathogenesis of vascular leak in dengue virus infection. Immunology. 151 (3), 261-269 (2017).
  6. Paranavitane, S. A., et al. Dengue NS1 antigen as a marker of severe clinical disease. BMC Infectious Diseases. 14 (1), 570 (2014).
  7. Muller, D. A., Young, P. R. The flavivirus NS1 protein: Molecular and structural biology, immunology, role in pathogenesis and application as a diagnostic biomarker. Antiviral Research. 98 (2), 192-208 (2013).
  8. Modhiran, N., et al. Dengue virus NS1 protein activates cells via Toll-like receptor 4 and disrupts endothelial cell monolayer integrity. Science Translational Medicine. 7 (304), 304ra102 (2015).
  9. Glasner, D. R., et al. Dengue virus NS1 cytokine-independent vascular leak is dependent on endothelial glycocalyx components. PLOS Pathogens. 13 (11), e1006673 (2017).
  10. Lin, C. -. F., et al. Antibodies from dengue patient sera cross-react with endothelial cells and induce damage. Journal of Medical Virology. 69 (1), 82-90 (2003).
  11. Adikari, T. N., et al. Dengue NS1 antigen contributes to disease severity by inducing interleukin (IL)-10 by monocytes. Clinical and Experimental Immunology. 184 (1), 90-100 (2016).
  12. Malavige, G. N., et al. Suppression of virus specific immune responses by IL-10 in acute dengue infection. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (9), e2409 (2013).
  13. Malavige, G. N., et al. Serum IL-10 as a marker of severe dengue infection. BMC Infectious Diseases. 13 (1), 341 (2013).
  14. Libraty, D. H., et al. High circulating levels of the dengue virus nonstructural protein NS1 early in dengue illness correlate with the development of dengue hemorrhagic fever. The Journal of Infectious Diseases. 186 (8), 1165-1168 (2002).
  15. World Health Organization (WHO) and the Special Programme for Research and Tropical Diseases (TDR). . Dengue: guidelines for diagnosis, treatment, prevention and control — New edition. , (2009).
  16. Axelrod, T., Eltzov, E., Marks, R. S. Capture-layer lateral flow immunoassay: a new platform validated in the detection and quantification of dengue NS1. ACS Omega. 5 (18), 10433-10440 (2020).
  17. Kim, S. -. W., Cho, I. -. H., Lim, G. -. S., Park, G. -. N., Paek, S. -. H. Biochemical-immunological hybrid biosensor based on two-dimensional chromatography for on-site sepsis diagnosis. Biosensors and Bioelectronics. 98, 7-14 (2017).
  18. Fu, Q., et al. Development of a novel dual-functional lateral-flow sensor for on-site detection of small molecule analytes. Sensors and Actuators B: Chemical. 203, 683-689 (2014).
  19. Dzantiev, B. B., Byzova, N. A., Urusov, A. E., Zherdev, A. V. Immunochromatographic methods in food analysis. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 55, 81-93 (2014).
  20. Hu, J., et al. Advances in paper-based point-of-care diagnostics. Biosensors and Bioelectronics. 54 (4), 585-597 (2014).
  21. Zhong, Y., et al. Gold nanoparticles based lateral flow immunoassay with largely amplified sensitivity for rapid melamine screening. Microchimica Acta. 183 (6), 1989-1994 (2016).
  22. Figueredo, F., Garcia, P. T., Cortón, E., Coltro, W. K. T. Enhanced analytical performance of paper microfluidic devices by using Fe 3 O 4 nanoparticles, MWCNT, and graphene oxide. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (1), 11-15 (2016).
  23. Bahadır, E. B., Sezgintürk, M. K. Lateral flow assays: Principles, designs and labels. TrAC – Trends in Analytical Chemistry. 82, 286-306 (2016).
  24. He, M., Liu, Z. Paper-based micro fluidic device with upconversion fluorescence assay. Analytical Chemistry. 85, 11691-11694 (2013).
  25. Derikvand, F., Yin, D. L. T., Barrett, R., Brumer, H. Cellulose-based biosensors for esterase detection. Analytical Chemistry. 88 (6), 2989-2993 (2016).
  26. Kumar, S., Bhushan, P., Krishna, V., Bhattacharya, S. Tapered lateral flow immunoassay-based point-of-care diagnostic device for ultrasensitive colorimetric detection of dengue NS1. Biomicrofluidics. 12 (3), 034104 (2018).
  27. Sinawang, P. D., Rai, V., Ionescu, R. E., Marks, R. S. Electrochemical lateral flow immunosensor for detection and quantification of dengue NS1 protein. Biosensors and Bioelectronics. 77, 400-408 (2016).
  28. Zhang, D., Liu, Q. Biosensors and bioelectronics on smartphone for portable biochemical detection. Biosensors and Bioelectronics. 75, 273-284 (2016).
  29. Preechaburana, P., Suska, A., Filippini, D. Biosensing with cell phones. Trends in Biotechnology. 32 (7), 351-355 (2014).
  30. Laksanasopin, T., et al. A smartphone dongle for diagnosis of infectious diseases at the point of care. Science Translational Medicine. 7 (273), 273re1 (2015).
  31. Kim, J., et al. Noninvasive alcohol monitoring using a wearable tattoo-based iontophoretic-biosensing system. ACS Sensors. 1 (8), 1011-1019 (2016).
  32. Mudanyali, O., et al. Integrated rapid-diagnostic-test reader platform on a cellphone. Lab on a Chip. 12 (15), 2678 (2012).
  33. Yu, L., Shi, Z., Fang, C., Zhang, Y., Liu, Y., Li, C. Disposable lateral flow-through strip for smartphone-camera to quantitatively detect alkaline phosphatase activity in milk. Biosensors and Bioelectronics. 69, 307-315 (2015).
  34. Hou, Y., et al. Smartphone-based dual-modality imaging system for quantitative detection of color or fluorescent lateral flow immunochromatographic strips. Nanoscale Research Letters. 12 (1), 291 (2017).
  35. You, D. J., Park, T. S., Yoon, J. -. Y. Cell-phone-based measurement of TSH using Mie scatter optimized lateral flow assays. Biosensors and Bioelectronics. 40 (1), 180-185 (2013).
  36. Prabowo, M. H., Chatchen, S., Rijiravanich, P. Dengue NS1 detection in pediatric serum using microfluidic paper-based analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 412, 2915-2925 (2020).
  37. Prabowo, M. H., et al. Clinical evaluation of a developed paper-based Dengue NS1 rapid diagnostic test for febrile illness patients. International Journal of Infectious Diseases. 107, 271-277 (2021).
  38. Prabowo, M. H., et al. Preparation and detection method for the diagnostic device of dengue NS1 detection in serum, cell medium, and buffer. Thai Patent. , (2019).
  39. Kong, T., et al. Accessory-free quantitative smartphone imaging of colorimetric paper-based assays. Lab on a Chip. 19 (11), 1991-1999 (2019).
  40. Jung, Y., Heo, Y., Lee, J. J., Deering, A., Bae, E. Smartphone-based lateral flow imaging system for detection of food-borne bacteria E. coli O157:H7. Journal of Microbiological Methods. 168, 105800 (2020).
  41. Chen, G., et al. Improved analytical performance of smartphone-based colorimetric analysis by using a power-free imaging box. Sensors and Actuators B: Chemical. 281, 253-261 (2019).
  42. Kim, H., et al. Smartphone-based low light detection for bioluminescence application. Scientific Reports. 7 (1), 40203 (2017).
  43. Kim, H., Awofeso, O., Choi, S., Jung, Y., Bae, E. Colorimetric analysis of saliva-alcohol test strips by smartphone-based instruments using machine-learning algorithms. Applied Optics. 56 (1), 84 (2017).
  44. Qin, Q., et al. Algorithms for immunochromatographic assay: review and impact on future application. The Analyst. 144 (19), 5659-5676 (2019).
  45. Yan, W., et al. Machine learning approach to enhance the performance of MNP-labeled lateral flow immunoassay. Nano-Micro Letters. 11 (1), 7 (2019).
  46. Srisa-Art, M., Boehle, K. E., Geiss, B. J., Henry, C. S. Highly sensitive detection of Salmonella typhimurium using a colorimetric paper-based analytical device coupled with immunomagnetic separation. Analytical Chemistry. 90 (1), 1035-1043 (2018).
  47. Santiago, G. A., et al. Performance of the Trioplex real-time RT-PCR assay for detection of Zika, dengue, and chikungunya viruses. Nature Communications. 9 (1), 1391 (2018).
  48. Lanciotti, R. S., Calisher, C. H., Gubler, D. J., Chang, G. J., Vorndam, A. V. Rapid detection and typing of dengue viruses from clinical samples by using reverse transcriptase-polymerase chain reaction. Journal of Clinical Microbiology. 30 (3), 545-551 (1992).
  49. Yang, X., et al. Design and development of polysaccharide hemostatic materials and their hemostatic mechanism. Biomaterials Science. 5 (12), 2357-2368 (2017).
  50. Li, H., Han, D., Pauletti, G. M., Steckl, A. J. Blood coagulation screening using a paper-based microfluidic lateral flow device. Lab Chip. 14 (20), 4035-4041 (2014).
  51. Nilghaz, A., Shen, W. Low-cost blood plasma separation method using salt functionalized paper. RSC Advances. 5 (66), 53172-53179 (2015).
  52. Ataullakhanov, F. I., Pohilko, A. V., Sinauridze, E. I., Volkova, R. I. Calcium threshold in human plasma clotting kinetics. Thrombosis Research. 75 (4), 383-394 (1994).
  53. Pamies, R., et al. Aggregation behaviour of gold nanoparticles in saline aqueous media. Journal of Nanoparticle Research. 16 (4), 2376 (2014).
  54. Christau, S., Moeller, T., Genzer, J., Koehler, R., Von Klitzing, R. Salt-induced aggregation of negatively charged gold nanoparticles confined in a polymer brush matrix. Macromolecules. 50 (18), 7333-7343 (2017).
  55. Abe, K., Kotera, K., Suzuki, K., Citterio, D. Inkjet-printed paperfluidic immuno-chemical sensing device. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 398 (2), 885-893 (2010).
  56. Sameenoi, Y., Nongkai, P. N., Nouanthavong, S., Henry, C. S., Nacapricha, D. One-step polymer screen-printing for microfluidic paper-based analytical device (µPAD) fabrication. The Analyst. 139 (24), 6580-6588 (2014).
  57. Mora, M. F., et al. Patterning and modeling three-dimensional microfluidic devices fabricated on a single sheet of paper. Analytical Chemistry. 91 (13), 8298-8303 (2019).
  58. Ng, J. S., Hashimoto, M. Fabrication of paper microfluidic devices using a toner laser printer. RSC Advances. 10 (50), 29797-29807 (2020).
  59. Pal, S., et al. Multicountry prospective clinical evaluation of two enzyme-linked immunosorbent assays and two rapid diagnostic tests for diagnosing dengue fever. Journal of Clinical Microbiology. 53 (4), 1092-1102 (2015).

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Diesen Artikel zitieren
Prabowo, M. H., Chalermwatanachai, T., Surareungchai, W., Rijiravanich, P. Portable Paper-Based Immunoassay Combined with Smartphone Application for Colorimetric and Quantitative Detection of Dengue NS1 Antigen. J. Vis. Exp. (203), e66130, doi:10.3791/66130 (2024).

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