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Verhalten

Suivi du comportement de recherche locale induit par le sucre chez la drosophile

Published: November 17, 2023
doi:
10.3791/65955
, , , ,
1National Centre for Biological Sciences, 2The University of Trans-Disciplinary Health Sciences and Technology, 3Regional Centre for Biotechnology, 4Neural Circuit Group, Division of Biological Science, Graduate School of Science,Nagoya University, 5Perelman School of Medicine,University of Pennsylvania

Summary

Ce protocole décrit un test comportemental pour enregistrer le comportement de recherche induit par le sucre à l’aide de Drosophila melanogaster. Le test peut être utilisé pour étudier les comportements liés à l’alimentation et à la recherche de nourriture, ainsi que les mécanismes neuronaux sous-jacents.

Abstract

Le comportement de recherche de nourriture est essentiel à la survie des organismes car il leur permet de localiser et d’acquérir des ressources alimentaires essentielles. Chez la drosophile, la faim déclenche un comportement de recherche distinct suite à la consommation de petites quantités d’une solution sucrée. Ce rapport présente un dispositif expérimental simple pour étudier le comportement de recherche induit par le sucre dans le but de découvrir les mécanismes sous-jacents. Des quantités infimes de solution sucrée concentrée suscitent un comportement de recherche soutenu chez les mouches. L’implication de l’intégration du chemin dans ce comportement a été établie, car les mouches utilisent leur trajectoire pour retourner à l’emplacement du sucre. Les résultats les plus récents fournissent des preuves de modulation temporelle dans l’initiation et l’intensité du comportement de recherche après la consommation de sucre. Nous avons également utilisé cette configuration pour l’activation artificielle de neurones récepteurs gustatifs spécifiques dans le pharynx, ce qui provoque le comportement de recherche. La boîte à outils neurogénétique de la drosophile offre un large éventail d’outils et de techniques qui peuvent être combinés avec le paradigme du comportement de recherche induit par le sucre pour étudier les mécanismes neuronaux et génétiques sous-jacents à la recherche de nourriture. Comprendre la base neuronale du comportement de recherche induit par la faim chez les mouches contribue au domaine de la neurobiologie dans son ensemble, offrant un aperçu des mécanismes de régulation qui régissent les comportements alimentaires non seulement chez d’autres organismes mais aussi chez les humains.

Introduction

Le comportement de recherche de nourriture et de recherche de nourriture est une stratégie de survie fondamentale présentée par les organismes de tous les taxons. Deux types de comportements de recherche de nourriture ont été identifiés chez les insectes : la recherche de nourriture induite par la faim et la recherche locale après les repas1. Lorsqu’ils ont faim, les insectes se fient à des signaux sensoriels pour localiser les sources de nourriture. Lorsqu’ils rencontrent et consomment un petit carré de nourriture, ils initient un comportement de recherche local caractérisé par des chemins alambiqués et des cercles autour de l’emplacement de la nourriture.

Le comportement de recherche induit par le sucre, une forme particulière de recherche locale, a été étudié pour la première fois il y a plus de 60 ans par le biologiste américain Vincent Dethier dans les mouchesà viande 2. Lorsqu’elles sont affamées, les mouches reçoivent une petite quantité de sucre de sorte qu’il ne les rassasie pas, elles commencent une recherche locale. Le comportement de recherche typique est caractérisé par une marche très tortueuse avec une faible locomotricité et une vitesse de rotation élevée et des retours à l’emplacement de la goutte de sucre. Des études ultérieures avaient étudié ce comportement chez les mouches domestiques et les mouches des fruits 3,4. L’initiation, l’intensité et la durée de la recherche sont régulées par l’état interne de l’animal (par exemple, la privation et la motivation) ainsi que par des facteurs externes tels que la disponibilité et la qualité des ressources 1,5,6.

Les progrès des technologies de suivi ont fourni aux chercheurs des outils précieux pour capturer et analyser le comportement dans des arènes contrôlées. Ici, nous présentons un paradigme comportemental pour suivre les mouches qui marchent librement après l’ingestion de sucre. Cette configuration simple permet d’étudier le comportement de recherche induit par le sucre chez la drosophile en capturant et en analysant le mouvement de la mouche en réponse à une solution de sucre concentrée fournie dans une arène. En utilisant une technologie de suivi avancée et des techniques d’analyse des données, les schémas locomoteurs, l’exploration spatiale et la dynamique de réponse aux stimuli sucrés ont été quantifiés avec succès.

À l’aide de ce test, il a été démontré expérimentalement que la recherche provoquée par le sucre implique l’utilisation de l’intégration de chemin et peut être séparée spatialement-temporellement de la consommation de sucre 7,8. De plus, il a été démontré que le comportement peut être déclenché par l’activation des neurones gustatifs pharyngés9. Des résultats récents montrent que le stimulus du sucre n’est pas un mécanisme de libération inné mais aussi modulateur, et contrôle l’initiation du comportement temporellement8. En utilisant ce paradigme, nous avons également étudié ce comportement chez les abeilles mellifères (Apis mellifera)7,8.

L’objectif final de cette recherche est de démêler les circuits neuronaux et les nouveaux composants génétiques impliqués dans la régulation du comportement de recherche par des manipulations génétiques ciblées et des techniques de neuroimagerie. Les comportements de recherche de nourriture se sont avérés être des paradigmes expérimentaux très efficaces pour étudier la navigation et la mémoire spatiale chez les insectes. Ces comportements offrent une occasion unique d’étudier la perception sensorielle, les processus de prise de décision et la coordination motrice impliqués dans la recherche de sources de nourriture gratifiantes chez les mouches. De plus, les résultats de ces études ont des implications plus larges pour comprendre les comportements alimentaires d’autres organismes, y compris les humains, car de nombreux mécanismes génétiques et neuronaux fondamentaux sont conservés au cours de l’évolution. La dérégulation des comportements alimentaires est associée à divers troubles neurologiques et métaboliques10. Par conséquent, les mécanismes neuronaux et génétiques sous-jacents au comportement de recherche chez les mouches peuvent offrir de nouvelles voies pour comprendre et potentiellement relever ces défis complexes en matière de santé humaine.

Protocol

Des mouches mâles adultes de la souche sauvage Drosophila melanogaster Canton-S (CS) ont été utilisées pour la présente étude. 1. Préparation expérimentale Élevage de mouchesPrélever les mouches mâles adultes qui émergent dans un délai de 12 heures et les maintenir sur un milieu anti-mouches standard (préparé à l’interne) pendant 48 h à 25 °C avec une humidité relative de 75 % dans un cycle lumière/obscurité de 12 heures.REMARQUE : La composition du milieu de Drosophila était (pour 1 L de milieu) : farine de maïs (80 g), D-glucose (20 g), sucre (40 g), gélose (8 g), levure en poudre (15 g), acide propionique (4 mL), 4-hydroxybenzoate de méthyle (1,25 g dans 3 mL d’éthanol) et acide orthophosphorique (600 μL) (voir le tableau des matières). La période d’alimentation initiale garantit que les mouches ont accès à suffisamment de nourriture et de nutriments avant la phase de famine. Alors que les mouches mâles et femelles suscitent le comportement de recherche, le temps de famine est plus constant chez les mouches mâles. De plus, les mouches femelles changent de préférence alimentaire après l’accouplement11. Procédure de famineAprès la période d’alimentation, privez les mouches de nourriture mais avec accès à l’eau.NOTE : Pour normaliser l’état de faim entre les essais et les souches, il est suggéré de déterminer la durée de survie de 90 % de la population dans des conditions de privation alimentaire. D’après ce résultat, les mouches CS ont été affamées pendant 28 heures (Figure 1A) car les rythmes circadiens et d’autres facteurs peuvent avoir un impact sur le comportement de recherche12. Les changements circadiens des activités de recherche de mouches à différents moments de la journée ont également été mesurés (figure 1B). Nous avons remarqué une activité de recherche relative réduite la nuit par rapport à la phase légère chez les mouches. Calculez la tolérance à la famine en privant de nourriture les mouches de deux jours. Placez 15 à 20 mouches dans un flacon avec du papier de soie imbibé au fond. Cela sert de substrat et garantit que les mouches ont accès à l’eau tout au long de la période de famine. Comptez le nombre de mouches pendant la période de famine à intervalles réguliers de 1 h. La durée de survie de 90 % des mouches affamées a été utilisée comme période de famine (figure 1A). Utiliser plusieurs répétitions (3-4 pour chaque souche) pour minimiser l’impact des variations individuelles et fournir une évaluation plus fiable de la tolérance à la famine.NOTE : La tolérance à la privation alimentaire de chaque souche a été déterminée afin d’établir un état de faim standardisé entre différentes souches et expériences. En comptant les mouches survivantes à ces intervalles, on peut surveiller le taux de survie au fil du temps et déterminer combien de temps chaque souche pourrait tolérer la privation de nourriture avant de succomber à la famine. Procédure d’enregistrement du comportementTransférez les mouches affamées individuelles dans de petits tubes (figure 2A). Faites-le par lots de 5 à 6 mouches pour minimiser le temps d’isolement. En testant des mouches individuelles, en isolant chaque mouche, tout changement ou action observé peut être attribué à la mouche spécifique observée, plutôt que d’être influencé par des interactions avec d’autres mouches. Utilisez des boîtes de Pétri de 90 mm comme arène pour les tests comportementaux (des boîtes de Pétri plus grandes peuvent être utilisées. Il n’y avait pas de différence de comportement dans les boîtes de Pétri de plus grand diamètre). Éclairez l’arène par le bas à l’aide d’un panneau de LED blanc froid montées en surface (Figure 2B,C). Pour maintenir un environnement visuel uniforme et minimiser les distractions externes, entourer l’arène expérimentale d’un tuyau en polychlorure de vinyle blanc (51,5 mm de hauteur, 114 mm de diamètre intérieur).REMARQUE : Ce tuyau agit comme une barrière, empêchant tout stimuli visuel provenant de l’extérieur de l’arène d’influencer le comportement de la mouche. En réduisant les distractions externes, on peut se concentrer uniquement sur l’interaction de la mouche avec la source de nourriture, en maintenant une cohérence tout au long de l’expérience. Utilisez une intensité lumineuse de 320 lux au centre de l’arène. Placer 0,2 μL de solution de sucre au centre de l’arène. Une solution de saccharose de 500 mM a été utilisée dans les expériences rapportées, mais cela peut varier. Introduire la mouche dans l’arène à l’aide d’un microtube à centrifuger de 2 mL (diamètre intérieur 8,7 mm, longueur réduite à 5 mm en bourrant le coton au fond ; Figure 2A) abritant une seule mouche inversée au-dessus de la goutte de sucre. Une fois que la mouche commence à ingérer la gouttelette, retirez le récipient à mouches, ce qui lui donne un accès illimité à la source de nourriture. Filmez la position 2D de l’arène avec une caméra aérienne.NOTE : Flea3 (Point Grey, objectif de 1214 mm, voir le tableau des matériaux) a été utilisé pour la présente étude et enregistré à 40 images par seconde (fps). Cependant, n’importe quel appareil photo qui offre un bon contraste avec l’arrière-plan peut être utilisé. On peut enregistrer à 30-60 fps, selon la nature de l’expérience. Enregistrez au format .avi puisqu’il est compatible avec le logiciel de suivi. Enregistrez l’essai jusqu’au moment où la mouche s’est échappée de l’arène. Les mouches marchaient librement et il n’y avait pas de couvercle sur l’arène. En permettant à la mouche de décider quand arrêter de chercher, s’envoler ou marcher vers la périphérie de l’arène, observez le comportement naturel de la mouche et sa stratégie de recherche de nourriture. Essuyez les boîtes de Pétri avec de l’éthanol à 70 % entre les essais et séchez-les complètement ou utilisez une nouvelle boîte de Pétri.REMARQUE : Il est important de mener toutes les expériences entre 2 h et 6 h après l’allumage des lumières lorsque les mouches présentent des niveaux d’activité élevés et constants. Ce laps de temps garantit que les mouches sont dans un état actif, maximisant les chances d’observer leur comportement naturel de recherche de nourriture et réduisant l’impact d’autres facteurs qui peuvent affecter leur comportement, tels que les rythmes circadiens. L’installation comportementale était logée dans une pièce à température et humidité contrôlées. L’arène a été placée sur une table sans vibrations. Cette configuration expérimentale consistait à isoler et à tester la réponse de mouches individuelles au sucre. Une goutte de sucre a été fournie aux mouches affamées et leur comportement a été enregistré sur vidéo (Figure 2B, C, Vidéo 1). Les expériences ont été menées pendant une période spécifique où les mouches présentaient des niveaux d’activité élevés et constants. Analysez les trajectoires en suivant l’étape 2 pour déterminer le comportement de recherche. 2. Analyse des trajectoires pour la recherche locale Analysez les vidéos enregistrées à l’aide du logiciel Ctrax11 (voir Tableau des matériaux).REMARQUE : Le logiciel suit et convertit la position de la mouche dans la vidéo en coordonnées x, y, permettant un suivi et une analyse précis de ses mouvements. Reportez-vous au fichier supplémentaire 1 pour plus de détails sur l’utilisation de Ctrax. Divisez les trajectoires en deux phases : la phase d’alimentation initiale et la phase de recherche. Définissez la fin de l’alimentation et le début de la marche comme des mouches se déplaçant à une vitesse >4 mm s-1 en trois images consécutives.REMARQUE : Une fois l’alimentation terminée, le reste de la trajectoire a été utilisé comme réponse de recherche des mouches. Cette étude a utilisé VirtualDub (voir Tableau des matériaux) pour supprimer la phase d’alimentation des vidéos avant le suivi. Quantifiez la recherche par les paramètres suivants :Longueur du chemin : Ce paramètre représente la distance parcourue par la mouche depuis son point de départ lors de la recherche de nourriture (en mm). Temps de séjour : Le temps passé par les mouches à marcher pendant la recherche (en s). Il indique la durée de la recherche et la persistance de la mouche à chercher de la nourriture. Méandre : Calculez cela sous forme de rapport en divisant la ligne droite (la distance entre le premier et le dernier point du chemin) du chemin par la longueur totale du chemin, et en soustrayant de 1. Des valeurs élevées de méandre indiquent plus de tortuosité dans la trajectoire. Nombre de retours : Utilisez l’algorithme développé pour identifier et compter le nombre de retours à l’aide de deux cercles concentriques.NOTA : Un cercle intérieur indiquant l’origine de la recherche, Rin (2,5 mm) et le cercle extérieur indiquant la distance minimale Rout (4 mm) à laquelle la mouche devait s’éloigner de l’origine. Un retour a été défini comme un mouvement hors du cercle extérieur (Rout) puis revenant dans le cercle intérieur (Rin). Taux d’activité : Exprimé en pourcentage, calculez le taux d’activité en déterminant le temps de recherche de nourriture lorsque la vitesse de marche de la mouche dépasse 2 mm/s. Ce paramètre reflète le niveau d’activité et d’engagement de la mouche dans la recherche de nourriture. Il distingue les butineuses actives des individus moins actifs.NOTE : MATLAB et Python ont été utilisés dans la présente étude pour une analyse plus approfondie des trajectoires. Les scripts peuvent être consultés ici : https://github.com/eagermeagre/sugar_elicited_search. La procédure d’analyse consiste à utiliser le logiciel Ctrax pour suivre les mouvements de la mouche et déterminer des paramètres tels que la durée de la recherche de nourriture, la longueur totale du chemin, le temps de recherche, les méandres, le nombre de retours et le taux d’activité. Ces paramètres fournissent des informations précieuses sur le comportement de la mouche et l’efficacité de la recherche de nourriture pendant les expériences de recherche de nourriture enregistrées.

Representative Results

Les mouches devaient être affamées pendant la période estimée par la tolérance à la famine alimentaire et la réponse au sucre a été testée individuellement (figure 1A et figure 2A). Le comportement a été enregistré à l’intérieur d’une pièce à température et humidité contrôlées. 0,2 μL de solution de saccharose à 500 mM a été utilisé pour les expériences rapportées. La goutte de sucre a été placée au centre de l’arène et les mouches ont été introduites dans le sucre (Figure 2B). Le comportement a été enregistré jusqu’à ce que les mouches s’échappent de l’arène. Les vidéos ont été analysées pour extraire les coordonnées x,y et les trajectoires des mouches. Plusieurs paramètres ont été utilisés pour quantifier la réponse comportementale : longueur du chemin, temps de séjour, méandre, nombre de retours et taux d’activité. La consommation de sucre chez les mouches affamées conduit à une recherche locale avec un chemin sinueux et des boucles (Figure 3A,C). En tant que témoin négatif, des mouches affamées ont été enregistrées qui n’ont pas reçu de sucre8. Ces mouches, lorsqu’elles ont été introduites dans l’arène et l’ont quittée, n’ont pas lancé de recherche et se sont échappées de l’arène (figure 3B, D). Ce groupe est appelé mouches non nourries. Les paramètres de recherche : longueur du trajet, temps de séjour, méandre et nombre de retours étaient significativement plus faibles chez les mouches non nourries que chez les mouches ayant reçu une goutte de sucre (figure 4A-D). Figure 1 : Courbes de famine de la souche CS de type sauvage. (A) Courbe de famine montrant le taux de survie des mouches CS mâles et femelles de type sauvage. (B) Changements circadiens des activités de recherche de mouches à différents moments de la journée. Les barres d’erreur représentent la S.E.M. (n = 10). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Configuration expérimentale comprenant le calcul de la tolérance à la famine, les procédures d’enregistrement du comportement et l’analyse de la trajectoire. (A) La tolérance à la famine alimentaire a été déterminée pour établir un état de faim standardisé. Pour l’enregistrement du comportement, les mouches individuelles ont été isolées dans de petits tubes avant l’expérience. L’arène comportementale, une boîte de Pétri de 90 mm, était uniformément éclairée par le bas. Une goutte de solution sucrée a été placée au centre et les mouches ont eu un accès illimité à la source de nourriture. (B) Le comportement a été enregistré jusqu’à ce que les mouches s’échappent de l’arène. L’analyse vidéo a utilisé le logiciel Ctrax pour le suivi et MATLAB/Python pour l’analyse des trajectoires. (C) Photographie de l’installation expérimentale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Nécessité de l’apport en sucre pour lancer la recherche locale. (A) Trajectoires individuelles des mouches nourries avec 500 mM, 0,2 μL de solution de sucre. (B) Trajectoires individuelles des mouches qui n’ont pas reçu de sucre. (C) Superposition des trajectoires de recherche des vols du groupe témoin (n = 11). (D) Superposition des trajectoires des mouches (n = 11) qui n’ont pas reçu de sucre. Toutes les trajectoires sont normalisées au point de départ de la marche. Cette figure est adaptée de Shakeel et Brockmann8. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 4 : Réduction des paramètres comportementaux chez les mouches non nourries. (A-D) La longueur du chemin, le temps de séjour, le méandre et le nombre de retours étaient plus faibles pour les mouches affamées qui n’ont pas reçu de récompense en sucre par rapport aux mouches témoins qui ont été stimulées avec du sucre. **p < 0,001, ***p < 0,0001, ****p < 0,00001, test de somme des rangs de Wilcoxon. Cette figure est adaptée de Shakeel et Brockmann8. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Vidéo 1 : Comportement de recherche d’une mouche avec trajectoire en temps réel de la trajectoire. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo. Fichier supplémentaire 1 : Instructions étape par étape pour le suivi du fichier vidéo à l’aide de CTRAX. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

La présente étude introduit un paradigme simple pour étudier le comportement de recherche induit par le sucre chez la drosophile, décrit pour la première fois par Dethier2. Ce comportement inné permet aux mouches de s’engager dans une recherche locale de ressources alimentaires supplémentaires après la rencontre d’une récompense alimentaire. L’aspect le plus crucial du protocole expérimental consiste à motiver correctement les mouches. Tout d’abord, les mouches doivent être en état de faim, ayant été privées de nourriture tout en ayant encore accès à l’eau, pour assurer l’ingestion de sucre. Afin d’avoir un état de faim uniforme à travers les essais expérimentaux, la durée de survie de 90 % de la population a été utilisée comme période de famine. De manière cruciale, l’induction d’une réponse de recherche après l’alimentation nécessite la fourniture d’un stimulus alimentaire de qualité suffisante mais pas suffisant pour rassasier complètement les mouches. Par conséquent, la normalisation de la concentration et de la quantité de sucre, ainsi que de la durée de la famine, peut prendre du temps, mais est impérative pour un comportement robuste et fiable.

Dans cette étude, une solution de saccharose de 500 mM, 0,2 μL a été utilisée comme stimulus pour les mouches affamées. La consommation de sucre évoque un comportement de recherche local caractéristique caractérisé par un comportement de rotation accru et des retours fréquents à l’emplacement de la goutte de sucre (Vidéo 1). À l’inverse, les mouches affamées qui ne reçoivent pas de sucre ne présentent pas de réponse de recherche. Notamment, tous les paramètres liés au comportement, y compris la longueur du chemin, le temps de séjour, les méandres et le nombre de retours, étaient significativement plus faibles chez les mouches non nourries. Nous avons déjà démontré que l’ingestion d’eau seule ne provoque pas de réponse de recherche9.

Cette configuration offre une approche rentable et nécessitant peu d’entretien pour étudier ce comportement inné. Bien qu’une arène rétroéclairée soit utilisée dans cette étude, l’éclairage supérieur peut également être utilisé tant qu’il y a un contraste suffisant entre la mouche et l’arrière-plan. Le logiciel de suivi utilisé repose sur la détection des mouvements des mouches sur un fond statique13. Les paramètres de la caméra et de la résolution peuvent être ajustés en fonction de l’échelle spécifique du comportement étudié. Il est important de noter que cette méthodologie permet d’étudier diverses composantes du comportement de recherche de nourriture, y compris l’attention sensorielle pendant la recherche de nourriture, l’engagement alimentaire et l’alimentation, le contrôle locomoteur de la recherche et les processus de prise de décision associés à l’exploitation et à l’exploration, entre autres. De plus, ce paradigme facilite l’étude de la recherche locale, un comportement couramment observé chez divers taxons dans divers contextes écologiques6. L’étude de ce comportement chez la drosophile ouvre des pistes de recherche scientifique visant à comprendre les voies neuronales impliquées dans la recherche de nourriture. Nous avons étudié la recherche locale chez les abeilles mellifères et avons montré que le comportement ressemble à celui des mouches 7,8.

Des études récentes ont démontré que le comportement de recherche locale peut être déclenché par l’activation optogénétique de divers neurones sensoriels du sucre chez les mouches 14,15,16. Cependant, on ne sait pas dans quelle mesure les recherches locales observées dans ces études représentent fidèlement le comportement naturel des mouches en réponse à la consommation réelle de sucre. Le comportement alimentaire est étroitement régulé chez les mouches, et ces résultats indiquent que l’activation des récepteurs du sucre pharyngé initie le comportement de recherche. Les sensilles gustatives tarsiennes sont responsables de la détection du sucre et de l’induction du réflexe d’extension de la trompe, tandis que les neurones gustatifs pharyngés déterminent si l’alimentation doit se poursuivre17,18. Une fois ingérée, la solution sucrée traverse l’œsophage jusqu’au proventricule et pénètre dans la culture, son expansion étant surveillée par un nerf récurrent19. De plus, il convient de noter que certaines des études susmentionnées impliquaient l’exploitation ou le confinement de mouches, alors que cette méthode permet aux animaux de marcher librement tout au long de l’expérience. Les mouches de nos expériences étaient suffisamment motivées pour rester et chercher dans l’arène sans l’imposition d’un couvercle.

Comprendre l’interaction complexe entre les voies neuronales, les facteurs génétiques et les signaux environnementaux qui régissent le comportement de recherche chez les mouches peut faire la lumière sur les principes fondamentaux du traitement de l’information, de l’apprentissage et de la formation de la mémoire. De plus, la dérégulation du comportement de recherche de nourriture a été impliquée dans divers troubles humains, notamment les troubles de l’alimentation et l’obésité. La vaste gamme d’outils neurogénétiques disponibles chez la drosophile fournit une ressource précieuse pour étudier le comportement de recherche induit par le sucre et démêler les mécanismes neuronaux et génétiques sous-jacents à la recherche de nourriture. En combinaison avec la manipulation optogénétique et l’imagerie fonctionnelle, ce paradigme présente une approche puissante et prometteuse 20,21,22. Cependant, modifier la configuration pour la manipulation en temps réel de l’activité neuronale avec l’optogénétique pourrait être difficile. Pour surveiller l’activité neuronale dans le cerveau pendant qu’une mouche effectue le comportement de recherche, une configuration différente sera nécessaire, comme la mouche attachée sur une balle de roulement. De nombreux aspects du comportement de recherche de nourriture, tels que la régulation de l’alimentation et les processus de prise de décision, sont hautement conservés chez toutes les espèces. Par conséquent, les connaissances acquises en étudiant les mécanismes neuronaux de la recherche de nourriture chez les mouches peuvent fournir des informations précieuses sur des processus similaires dans d’autres organismes, y compris les humains.

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous remercions Ravikumar Boyapati pour son aide à la mise en place de l’arène. Ce travail est financé par la subvention de l’Alliance intermédiaire de l’Inde du Wellcome Trust DBT (numéro de subvention IA/I/15/2/502074) à P.K. M.S. a été financée par une bourse du Conseil indien de la recherche médicale (ICMR). A.B. a été financé par les fonds institutionnels NCBS-TIFR (n° 12P4167) et le Département de l’énergie atomique du gouvernement de l’Inde (n° 12-R& D-TFR-5.04-0800 et 12-R& D-TFR-5.04-0900).

Materials

2 mL Eppendorf tube Sigma Aldrich BR780546 Used to introduce the fly to the sugar drop
Agar SRL 9002-18-0
Azure lens https://www.rmaelectronics.com/azure-photonics-azure-1214mm/
Camera Logicool, Japan
Corn flour locally available
Ctrax software https://ctrax.sourceforge.net/
D-glucose SRL 50-99-7
Flea3 Sony https://www.flir.com/products/flea3-usb3/?vertical=machine+vision&segment=iis
glass tube Borosil Used to house the flies individually 
Kimwipe Kimberly-Clark 34155 Used to provide access to water for flies during food starvation
LED light panel custom-made in the workshop
Light Meter TENMARS   TM-203
Methyl 4-hydroxybenzoate Fisher Scientific 99-76-3
Orthophosphotic acid SRL 7664-38-2 
Petri dish (90 mm) Tarsons 460090
Propionic acid SRL 79-09-4
Sucrose Qualigens Q28105
Sugar locally available
VirtualDub  https://www.virtualdub.org/
White polyvinyl chloride pipe (67 mm inner diameter × 100 mm height) custom-made in the workshop
Yeast powder SRL REF-34266
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Referenzen

  1. Jander, R. Ecological aspects of spatial orientation. Annu Rev Ecol Evol Syst. 6 (1), 171-188 (1975).
  2. Dethier, V. G. Communication by insects: Physiology of dancing. Science. 125 (3243), 331-336 (1957).
  3. White, J., Tobin, T. R., Bell, W. J. Local search in the housefly Musca domestica after feeding on sucrose. J. Insect Physiol. 30 (6), 477-487 (1984).
  4. Bell, W. J., Cathy, T., Roggero, R. J., Kipp, L. R., Tobin, T. R. Sucrose stimulated searching behaviour of Drosophila melanogaster in a uniform habitat: modulation by period of deprivation. Animal Behav. 33, 436-448 (1985).
  5. Dethier, V. G. Microscopic Brains. Science. 143 (3611), 1138-1145 (1964).
  6. Bell, W. J. Searching behavior patterns in insects. Annu Rev Entomol. 35 (1), 447-467 (1990).
  7. Brockmann, A., et al. Sugar intake elicits intelligent searching behavior in flies and honey bees. Front Behav Neurosci. 12, 280 (2018).
  8. Shakeel, M., Brockmann, A. Temporal effects of sugar intake on fly local search and honey bee dance behaviour. J Comp Physiol A Neuroethol Sens Neural Behav Physiol. , (2023).
  9. Murata, S., Brockmann, A., Tanimura, T. Pharyngeal stimulation with sugar triggers local searching behavior in Drosophila. J Exp Biol. 220 (Pt 8), 3231-3237 (2017).
  10. Nishijo, H., Ono, T. Neural mechanisms of feeding behavior and its disorders new insights into metabolic syndrome. IntechOpen. , (2021).
  11. Carvalho, G. B., Kapahi, P., Anderson, D. J., Benzer, S. Allocrine modulation of feeding behavior by the sex peptide of Drosophila. Curr Biol. 16 (7), 692-696 (2006).
  12. Xu, K., Zheng, X., Sehgal, A. Regulation of feeding and metabolism by neuronal and peripheral clocks in Drosophila. Cell Metab. 8 (4), 289-300 (2008).
  13. Branson, K., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. High-throughput ethomics in large groups of Drosophila. Nat Methods. 6 (6), 451-457 (2009).
  14. Corfas, R. A., Sharma, T., Dickinson, M. H. Diverse food-sensing neurons trigger idiothetic local search in Drosophila. Curr Biol. 29 (10), 1660-1668.e4 (2019).
  15. Behbahani, A. H., Palmer, E. H., Corfas, R. A., Dickinson, M. H. Drosophila re-zero their path integrator at the center of a fictive food patch. Curr Biol. 31 (20), 4534-4546.e5 (2021).
  16. Titova, A. V., et al. Displacement experiments provide evidence for path integration in Drosophila. J Exp Biol. 226 (12), jeb245289 (2023).
  17. Stocker, R. F. The organization of the chemosensory system in Drosophila melanogaster: a review. Cell Tissue Res. 275 (1), 3-26 (1994).
  18. LeDue, E. E., Chen, Y. C., Jung, A. Y., Dahanukar, A., Gordon, M. D. Pharyngeal sense organs drive robust sugar consumption in Drosophila. Nat Commun. 6, 6667 (2015).
  19. Gelperin, A. Abdominal sensory neurons providing negative feedback to the feeding behavior of the blowfly. Zeitschrift für vergleichende Physiologie. 72 (1), 17-31 (1971).
  20. Simpson, J. H., Looger, L. L. Functional imaging and optogenetics in Drosophila. Genetik. 208 (4), 1291-1309 (2018).
  21. DeAngelis, B. D., Zavatone-Veth, J. A., Gonzalez-Suarez, A. D., Clark, D. A. Spatiotemporally precise optogenetic activation of sensory neurons in freely walking Drosophila. Elife. 9, e54183 (2020).
  22. Grover, D., Katsuki, T., Li, J., Dawkins, T. J., Greenspan, R. J. Imaging brain activity during complex social behaviors in Drosophila with Flyception2. Nat Commun. 11 (1), 623 (2020).

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Shakeel, M., Kaushik, S., Tanimura, T., Brockmann, A., Kain, P. Tracking Sugar-Elicited Local Searching Behavior in Drosophila. J. Vis. Exp. (201), e65955, doi:10.3791/65955 (2023).
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