التنشيط العصبي عن بعد إلى جانب أخذ عينات الدم الآلي للحث على قياس هرمون اللوتين المتداول في الفئران وقياسه
Summary
نبض هرمون اللوتين (LH) هو السمة المميزة للوظيفة الإنجابية. وصفنا بروتوكولا للتنشيط عن بعد لمجموعات عصبية محددة مرتبطة بجمع الدم الآلي التسلسلي. تسمح هذه التقنية بالتعديل الهرموني الموقوت ، وتعدد الإرسال ، وتقليل تأثيرات التلاعب على مستويات LH في الواعية التي تتحرك بحرية ، وغير المضطربة.
Abstract
تعد مستويات هرمون اللوتين (LH) المنتشرة مؤشرا أساسيا لعمل التحكم في الغدة النخامية للتكاثر. لا يزال دور العديد من المدخلات والمجموعات العصبية في تعديل إطلاق LH غير معروف. غالبا ما يمثل قياس التغيرات في مستويات الهرمون اللوتيني في الفئران تحديا لأنها تتعطل بسهولة بسبب الإجهاد البيئي. تتطلب التقنيات الحالية لقياس إطلاق الهرمون اللوتيني والنبض تدريبا طويل الأجل للفئران للتكيف مع إجهاد التلاعب ، وبعض ضبط النفس ، ووجود الباحث ، والعمل على الفردية ، مما يقلل من فائدته للعديد من الأسئلة البحثية.
تقدم هذه الورقة تقنية لتنشيط مجموعات عصبية محددة عن بعد باستخدام تقنية Designer Receptor Exclusive Activated by Designer Drugs (DREADDs) إلى جانب أخذ عينات الدم المتسلسلة الآلية في الفئران الواعية والمتحركة بحرية وغير المضطربة. نصف أولا بروتوكول الجراحة التجسيمية لتوصيل ناقلات الفيروسات المرتبطة بالغدي (AAV) التي تعبر عن الفزع إلى مجموعات عصبية محددة. بعد ذلك ، نصف بروتوكول الشريان السباتي وقنية الوريد الوداجي والاتصال بعد الجراحة بنظام أخذ عينات الدم الآلي CULEX. أخيرا ، وصفنا بروتوكول الحقن الوريدي clozapine-N-oxide للتنشيط العصبي عن بعد وجمع الدم الآلي. تسمح هذه التقنية بأخذ عينات آلية مبرمجة كل 5 دقائق أو أكثر لفترة معينة ، إلى جانب حقن المواد في الوريد في نقطة زمنية أو مدة مرغوبة. بشكل عام ، وجدنا أن هذه التقنية هي نهج قوي للبحث في التحكم في الغدد الصم العصبية.
Introduction
يتم تنظيم محور ما تحت المهاد والغدة النخامية والغدد التناسلية (HPG) مركزيا من خلال الإطلاق النابض للهرمون المطلق لموجهة الغدد التناسلية (GnRH) في نظام بوابة الغدة النخامية. في الغدة النخامية ، يتحكم GnRH في الإطلاق النبضي لموجهة الغدد التناسلية ، والهرمون اللوتيني (LH) ، والهرمون المنبه للجريب (FSH) إلى الدورة الدموية. يعمل إطلاق LH النابض كسمة مميزة لمحور HPG المركزي الذي يعمل1،2،3،4. على سبيل المثال ، يعرض آثار التغيرات الجينية أو التغيرات في العوامل الهرمونية أو البيئية على الجزء العصبي من المحور5،6،7. حتى وقت قريب ، كان قياس نمط نبض LH مقصورا على الثدييات الكبيرة8 والجرذان9 ، نظرا لارتفاع وتيرة أخذ العينات وأحجام الدم الكبيرة اللازمة لتحديد النبضات.
يعد اكتشاف نبضات الهرمون اللوتيني في الفئران أمرا مرغوبا فيه لأن هذا النوع لديه نماذج وراثية واسعة متاحة ويمكن التلاعب به بسهولة باستخدام تقنيات الهندسة الجينومية لمزيد من الدراسة لجينات ومجموعات خلايا معينة. في العقد الماضي ، سمح التقدم الكبير في تحليل تركيزات LH في الفئران باستخدام مقايسة الممتز المناعي المرتبط بإنزيم LH (ELISA) باكتشاف LH في كمية دقيقة من الدم10. أتاح تطوير تقنية أخذ عينات الدم المتكررة من طرف الذيل أخذ العينات المتكررة اللازمة للكشف عن تواتر وسعة نبضات LH في الفئران10,11. ومع ذلك ، يقتصر أخذ عينات الدم من طرف الذيل على استخدامه في المستيقظة الواعية. يتطلب فترة تدريب طويلة للفئران للتكيف مع المناولة ووجود محقق معين أثناء أخذ العينات. نجاحها شديد التأثر بالضغوطات البيئية وقد لا يكون مناسبا للاستخدام في سلالات الفئران التي تظهر مستويات عالية من القلق. كما تم استخدام القنية داخل الأذين لأخذ عينات الدم بشكل متكرر في الفئران الواعية التي تتحرك بحرية12. ومع ذلك ، لا يزال هذا الإعداد يتطلب أخذ عينات دم يدوية متكررة ويقيد مساحة حركة ، في حين أن القنية الأذينية يمكن أن تؤدي إلى تغييرات ديناميكية في وظيفة القلب. لذلك من المستحسن إنشاء طريقة لجمع الدم في ظل ظروف خالية من الإجهاد في الفئران الواعية والمتحركة بحرية ودون إزعاج دون الحاجة إلى تدريب مسبق أو التعامل أو الوجود البشري.
تم استخدام أخذ عينات الدم أو الديالة الآلية من قبل لقياس مستويات الهرمونات المختلفة (على سبيل المثال ، الميلاتونين13،14) وإفرازها النابض (على سبيل المثال ، هرمون النمو)15 في القوارض غير المقيدة. نقدم هنا بروتوكولا لأخذ عينات الدم المتكررة على المدى الطويل في الواعية وغير المقيدة ، إلى جانب التنشيط عن بعد في الوقت المناسب لمجموعات عصبية محددة باستخدام تقنيات كيميائية وراثية: المستقبلات المصممة التي يتم تنشيطها حصريا بواسطة الأدوية المصممة (DREADDs). سنصف التوصيل التجسيمي لناقل الفيروس المرتبط بالغدي (AAV) والتنشيط عن بعد عن طريق التوصيل الوريدي الآلي (IV) لأكسيد كلوزابين-ن (CNO)16,17. يسمح هذا البروتوكول بالكشف المتسلسل عن المستويات القاعدية والتغيرات المستحثة في نبض الهرمون اللوتيني في متعددة في نفس الوقت. يتم إجراء كل من أخذ عينات الدم والتسليم الوريدي للمركب بطريقة يتم التحكم فيها بمرور الوقت عبر برنامج كمبيوتر يلغي الوجود المادي للمحقق أو الحاجة إلى تدريب مسبق على الفئران. تتغلب هذه الطريقة على القيود الرئيسية لأخذ عينات الدم اليدوية. يسمح بأخذ عينات الدم في حالة خالية من الإجهاد ، والتسليم المتزامن للمركب الوريدي إلى جانب التحكم في النشاط العصبي عن بعد. نعرض نتائج تمثيلية لاستخدام أخذ عينات الدم الآلي بمفرده أو مع تنشيط الخلايا العصبية عن بعد ونناقش مزاياها وقيودها واستخداماتها الإضافية.
Protocol
Representative Results
Discussion
باستخدام هذا البروتوكول ، تمكنا من إظهار نبض LH القاعدي وإفراز LH بعد تحفيز مجموعة الخلايا العصبية. المزايا العظيمة للنظام هي البيئة الخالية من الإجهاد التي يتم فيها أخذ العينات ، مع عدم وجود بشري أو التعامل أثناء أخذ عينات الدم. بالإضافة إلى ذلك ، لم تكن هناك حاجة إلى تدريب حيواني شاق مسبق والتكيف مع الوجود البشري أو التعامل معه أثناء التجربة. تطلبت التجارب السابقة باستخدام أخذ عينات الدم اليدوية قدرا كبيرا من الوقت والجهد لتقليل الضغوطات7،31،32. ومع ذلك ، فإن قطع الذيل وحده هو ضغوط33. قد يكون تنفيذ بيئة غير مرهقة ونموذج تدريب في مرافق المشتركة ، حيث لا يمكن التنبؤ بالانقطاعات ، قيدا أيضا. في بعض المختبرات ، غالبا ما تحتاج إلى نقلها إلى غرف إجراءات بديلة لأخذ عينات الدم. قد تجعل هذه القيود الطريقة اليدوية غير مناسبة للكشف عن التغييرات الطفيفة في مستويات LH ، وبالتالي ، يمكن أن يكون نهج عدم التدخل مفيدا في هذه المواقف. يتم وضع العينات الآلية في غرفة هادئة حيث يتم وضع الفئران قبل عدة أيام للتأقلم مع البيئة الجديدة. قدمت تجربتنا السابقة مع هذا البروتوكول كشفا دقيقا عن أنماط إفراز الكورتيكوستيرون وهرمون النمو النابض في الفئران ، ولم تظهر مستويات مرتفعة من الكورتيكوستيرون أثناء أخذ العينات الآلية15. في التجارب الحالية ، تم تكييف جميع بشكل جيد مع نظام أخذ العينات الذي يظهر بناء العش في غرفة أخذ العينات بعد ~ 24 ساعة ولون الشعر الساطع ، مما يشير إلى نقص الإجهاد والحالة الصحية الجيدة بشكل عام (الشكل 1).
ربما تكون الصعوبة الرئيسية التي تؤدي إلى نتائج سلبية هي الاستهداف غير المناسب ل AAV للسكان الخلايا العصبية المطلوبة. الدقة في الحقن المجسمة أمر ضروري ويجب أن يتم التدريب مسبقا للتحقق من الإحداثيات وأحجام الحقن. يمكن إجراء التدريب عن طريق حقن كمية صغيرة من 0.5-1٪ Evans Blue في الموقع المطلوب في جراحة عدم التعافي ثم أخذ شريحة من الدماغ الذي تم تشريحه حديثا باستخدام مصفوفة دماغ الفأر (على سبيل المثال ، Ted Pella) للتحقق من موقع وحجم الحقن باستخدام مجسم.
من المهم أيضا مراعاة أن الدم والبلازما التي يتم جمعها من نظام أخذ عينات الدم الآلي سيتم تخفيفها في محلول ملحي هيبارين (على سبيل المثال ، 20 ميكرولتر من الدم في 50 ميكرولتر من المحلول الملحي في نتائجنا)20 ، وقد تحتاج نسبة التخفيف إلى تعديلها لحساسية الطريقة التحليلية المختارة. اختبرنا مستويات الهرمون اللوتيني في الدم الكامل المخفف في BSA-PBS (على النحو الموصى به ل LH ELISA فائق الحساسية)10 أو محلول ملحي ولم نجد أي اختلافات في قيم الهرمون اللوتيني. لا يمكن استخدام توين في المادة المخففة لأن هذا سوف ينتشر في نظام الدم لاستخراج العينات عن طريق استبدال سوائلالعينة 20. في تجربتنا ، أعطت التخفيفات الأقل من 1:10 نتائج جيدة ل LH ولكنها قللت قليلا من مستويات LH مقارنة ب 1: 3.5. يشير هذا إلى أنه يمكن تعديل التخفيف بشكل أكبر لتقليل كمية الدم التي يتم جمعها ، إذا لزم الأمر.
بديل للتسليم الآلي للمركب هو إجراء الحقن اليدوي عبر القسطرة الوريدية. في هذه الحالة ، يكون المحقق حاضرا لفترة وجيزة في الغرفة لتسليم الحقن. ومع ذلك ، لا يوجد اتصال مباشر مع أو مساكنها والمناطق المحيطة بها ، وعلى عكس الحقن داخل الصفاق أو تحت الجلد ، غالبا ما يكون الإجراء بأكمله دون أن يلاحظه أحد. وتتمثل مزايا الحقن اليدوي في أن التخفيف المركب لا يحتاج إلى إعداده مسبقا، وهو ما قد يكون حاسما بالنسبة للمركبات المكلفة للغاية بحيث لا يمكن استخدامها بكميات أكبر أو الحساسة للتحلل بمرور الوقت؛ نظرا لأن حجم التشغيل أصغر منه في التسليم الآلي ، حيث يجب ملء خط التسريب والقسطرة مسبقا بمحلول أكثر مركبا.
يوفر أخذ عينات الدم التلقائي فرصة فريدة لدراسة تغيرات الهرمون اللوتيني أثناء النوم على سبيل المثال. لقد لاحظنا بانتظام التي تنام في أعشاشها أثناء وقت أخذ العينات. من الممكن ربط هذه العينات بتسجيلات EEG لإنشاء تحليل أكثر تفصيلا للعلاقة بين النشاط العصبي ونمط LH34. كما هو موضح هنا ، فإن إمكانيات استخدام أخذ عينات الدم الآلية كثيرة: من أخذ عينات LH القاعدية إلى اختبار استجابة LH للمركبات الداخلية أو الخارجية ، أو لتنشيط أو قمع المجموعات العصبية. يمكن تنفيذ التلاعب بالخلايا العصبية بشكل حاد باستخدام علم الوراثة الكيميائي أو علم البصريات الوراثي ، أو بشكل دائم باستخدام نماذج الفئران المعدلة وراثيا وأدوات إسكات الخلايا المبرمج أو الخلايا العصبية. يسمح أخذ عينات الدم الآلي أيضا بقياس الهرمونات الأخرى ذات الأنماط الإفرازية شديدة النبض (على سبيل المثال ، هرمون النمو15). في إناث الفئران ، إذا كانت هناك حاجة إلى مرحلة معينة من الدورة الشبقية ، يمكن جمع اللطاخات المهبلية بعناية قبل ساعات من بدء البروتوكول26 دون تعطيل خطوط التسريب وأخذ العينات. يمكن توصيل بنظام أخذ العينات لمدة 7-10 أيام مع زيادة خطر تخثر الخط الشرياني مع مرور الوقت.
ومع ذلك ، تقتصر هذه التقنية على الاستخدام في ذات المنزل الواحد ، وبالتالي قد لا تكون مناسبة لدراسة التفاعلات الاجتماعية. كما أنه غازي ويتطلب جراحة صعبة تقنيا ، لذلك قد لا يكون من الممكن تنفيذه مع اليافعة أو نماذج مرضية معينة. أخيرا ، نظرا لأن تكلفة شراء النظام قد تكون مرتفعة للغاية بالنسبة لمختبر أبحاث واحد ، فمن المستحسن إعداده في مختبر أساسي يقدم البروتوكول التجريبي المذكور كخدمات.
في الختام ، يوضح هذا البروتوكول كيفية إجراء التسليم التجسيمي ل AAV جنبا إلى جنب مع أخذ عينات الدم الآلي. إن التحكم المكاني والزماني الدقيق الذي تم تحقيقه باستخدام هذه التقنية ، إلى جانب مرونتها في التطبيق على النماذج المختلفة وبروتوكولات القياس والهرمونات ، يجعلها طريقة قوية لدراسة التنظيم الهرموني في القوارض. الأهم من ذلك ، توفر الطريقة بيئة خالية من الإجهاد من خلال القضاء على الوجود البشري والتعامل معه أثناء الحقن و / أو أخذ العينات ، والتدريب الحيواني المسبق. هذه المزايا ، إلى جانب إمكانية تعدد الإرسال ، تجعل هذه الطريقة أداة فريدة لدراسة التحكم العصبي في التغيرات الهرمونية في الفئران الواعية والمتحركة بحرية وغير المضطربة.
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
نشكر الدكتور دانيال هايزنليدر على مساعدته في اختبار طرق تخفيف الدم المختلفة. تم إجراء فحوصات هرمون المصل في مركز جامعة فيرجينيا للأبحاث في فحص وتحليل التكاثر الأساسي بدعم من HD102061 يونيس كينيدي شرايفر NICHD Grant R24. يتم دعم مركز ميشيغان للتنميط الظاهري الأيضي للفأر من قبل NIH Center Grant U2C DK135066. يتم دعم JF و NQ من خلال منح DK020572 (MDRC) و DK089503 (MNORC). يتم دعم CFE و CSM من خلال منحة NICHD R21 HD109485 و R01 HD096324.
Materials
| AAV8-hSyn-hM3D(Gq)-mCherry | Addgene | 44361 | Not necessarily this virus but this was the one used for representative results |
| Alcohol | Disinfection | ||
| Anesthesia Induction box | Vetequip | ||
| Anesthesia induction machine | Kent Scientific Equipment | SomnoSuite | |
| Anesthesia masks for mice | Kent Scientific Equipment | SOMNO-0801 | |
| Autoclip applier 9 mm | Clay Adams | 427630 | |
| Autoclip remover 9 mm | Clay Adams | 427637 | |
| Autoclips 9 mm | Clay Adams | 427631 | |
| BASi Culex Controller | Culex | SN: 2151, 2152, 2156, 2158 | 4 stations |
| BASi Honey Comb Fraction Collector | Honey Comb | SN: 2105, 2106, 2107, 2108 | 4 stations |
| BASi Ratrun Rotation Control | RATURN 2 | SN: 5680, 5681, 5682, 5683 | 4 stations |
| C57BL/6J mice | JAX # 000664 | ||
| Carprofen | Zoetis | Rimadyl | Analgesic |
| Clippers | Braun | ||
| Clozapine-N-oxide | ENZO | BLM-NS105-0005 | |
| Cotton tipped applicators | |||
| CULEX Automated In Vivo Sampling System | BASi | DS000627 | with CX-4000S Replacement Tubing Sets |
| Curved forceps serrated | FST | 11151-10 | |
| Drill | Dremel | 61100 | |
| Empis control Module | EMPIS CM | SN: 174 | |
| Empis Programmable Infusion System | EMPIS | SN: 2125 , 2126, 2127, 2128 | With CX-7010S 4 BAS-2 Infusion Sets; 4 stations |
| Envigo 2016 diet | low-phytoestrogen diet | ||
| Eye ointment | Dechra | Puralube Vet Ointment | Petrolatum Ophtalmic oinment |
| Glass pipettes | World Precision Instruments | MIB100-6 | |
| Hemostats | Roboz Surgical | RS-7101 | |
| Iodine | Betadine Surgical scrub | ||
| Isoflurane | VetOne | Fluriso | Anesthetic |
| Isoflurane Vaporizer or SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System | Surgivet or Kent Scientific Corp | SS-01 | Anesthesia Machine |
| Kiss1-Cre;ChR2-eYFP (Kiss1-eYFP) mice | JAX # 023436 and #024109 | ||
| Kisspeptin-10 | Phoenix Pharmaceuticals | 048-56 | |
| Micro-renathane tubing | Braintree Scientific | MRE025 | Surgical catheterization |
| Micro-Scissors | Roboz Surgical | RS-5606 | |
| Needle Holder | Roboz Surgical | RS-7842 | |
| Picoliter injector | Warner Instruments | PLI-100A | |
| Pipette puller | Sutter Instruments | P30 | |
| Rodent Warmer X2 | Stoelting | 53850 | |
| Scalpel | FST | 10003-12 | |
| Scissors | Roboz Surgical | RS-6808 | |
| Silicon tubing | Liveo Laboratory Tubing | NO.508-001 | 0.012 in I.D x 0.025 in O.D. |
| Stereotaxic table | RWD | E06208 | |
| Sterile 0.9% saline | Baxter | 2F7124 | |
| Sterile towel drapes | Dynarex | 4410 | |
| Surgical blades | SKLAR | 06-3011 | |
| Surgical stereoscope | Zeiss | f-160 | |
| Tweezers | Roboz Surgical | RS-4960 | |
| Tweezers | Roboz Surgical | RS-4972 | |
| Tweezers | Roboz Surgical | RS-5058 | |
| Antibodies | |||
| Anti-cFos | Millipore | ABE457 | Antigen target: N-terminus cFos; Host organism: Rabbit; Dilution used: 1:5,000; RRID: AB_2631318 |
| Anti-GFP | Aves Labs | GFP-1010 | Antigen target: recombinant GFP null; Host organism: Chicken; Dilution used: 1:10,000; RRID: AB_2307313 |
| Biotin-SP-conjugated AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG | Jackson ImmunoResearch Labs | 711-065-152 | Antigen target: Rabbit IgG (H+L); Host organism: Donkey; Dilution used: 1:1,000; RRID: AB_2340593 |
| Donkey anti-Rat IgG, AlexaFluor 594 | Thermo Fisher Scientific | A-21209 | Antigen target: Rat IgG (H+L); Host organism: Donkey; Dilution used: 1:500; RRID: AB_2535795 |
| Goat anti-Chicken IgY, Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific | A-11039 | Antigen target: Chicken, IgY (H+L); Host organism: Goat; Dilution used: 1:500; RRID: AB_2534096 |
| mCherry monoclonal (16D7) | Thermo Fisher Scientific | M11217 | Antigen target: mCherry tag; Host organism: Rat; Dilution used: 1:5,000; RRID: AB_2536611 |
Referenzen
- Kokoris, G. J., Lam, N. Y., Ferin, M., Silverman, A. J., Gibson, M. J. Transplanted gonadotropin-releasing hormone neurons promote pulsatile luteinizing hormone secretion in congenitally hypogonadal (hpg) male mice. Neuroendocrinology. 48 (1), 45-52 (1988).
- Coquelin, A., Desjardins, C. Luteinizing hormone and testosterone in young and old male mice. American Journal of Physiology – Endocrinology and Metabolism. 243 (3), E257-E263 (1982).
- Carmel, P. W., Araki, S., Ferin, M. Pituitary stalk portal blood collection in rhesus monkeys: Evidence for pulsatile release of gonadotropin-releasing hormone (GnRH). Endocrinology. 99 (1), 243-248 (1976).
- Schuiling, G., Gnodde, H. Site of origin of the pulsatile secretion of luteinizing hormone in long-term ovariectomized rats. Journal of Endocrinology. 70 (1), 97-104 (1976).
- Hackwell, E. C. R., Ladyman, S. R., Brown, R. S. E., Grattan, D. R. Mechanisms of lactation-induced infertility in female mice. Endocrinology. 164 (5), 1-12 (2023).
- Bahougne, T., Kretz, M., Angelopoulou, E., Jeandidier, N., Simonneaux, V. Impact of circadian disruption on female mice reproductive function. Endocrinology. 161 (4), (2020).
- Kreisman, M. J., McCosh, R. B., Tian, K., Song, C. I., Breen, K. M. Estradiol Enables Chronic Corticosterone to Inhibit Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion and Suppress Kiss1 Neuronal Activation in Female Mice. Neuroendocrinology. 110 (6), 501-516 (2020).
- Moenter, S. M., Evans, N. P. Gonadotropin-releasing hormone GnRH measurements in pituitary portal blood. Journal of Neuroendocrinology. 34 (5), 13065 (2022).
- Maeda, K. I., et al. The LHRH pulse generator: A mediobasal hypothalamic location. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 19 (3), 427-437 (1995).
- Steyn, F. J., et al. Development of a methodology for and assessment of pulsatile luteinizing hormone secretion in juvenile and adult male mice. Endocrinology. 154 (12), 4939-4945 (2013).
- Steyn, F. J., et al. Development of a method for the determination of pulsatile growth hormone secretion in mice. Endocrinology. 152 (8), 3165-3171 (2011).
- Minabe, S., Uenoyama, Y., Tsukamura, H., Maeda, K. Analysis of pulsatile and surge-like luteinizing hormone secretion with frequent blood sampling in female mice. Journal of Reproduction and Development. 57 (5), 660-664 (2011).
- Perreau-Lenz, S., Kalsbeek, A., Pévet, P., Buijs, R. M. Glutamatergic clock output stimulates melatonin synthesis at night. European Journal of Neuroscience. 19 (2), 318-324 (2004).
- Herwig, A., Pévet, P., Bothorel, B., Steinlechner, S., Saboureau, M. Trans-pineal microdialysis in the Djungarian hamster (Phodopus sungorus): A tool to study seasonal changes of circadian clock activities. Journal of Pineal Research. 40 (2), 177-183 (2006).
- Adams, J. M., Otero-Corchon, V., Hammond, G. L., Veldhuis, J. D., Qi, N., Low, M. J. Somatostatin is essential for the sexual dimorphism of GH secretion, corticosteroid-binding globulin production, and corticosterone levels in mice. Endocrinology. 156 (3), 1052-1065 (2015).
- Alexander, G. M., et al. Remote control of neuronal activity in transgenic mice expressing evolved G protein-coupled receptors. Neuron. 63 (1), 27-39 (2009).
- Krashes, M. J., et al. reversible activation of AgRP neurons drives feeding behavior in mice. Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1424-1428 (2011).
- National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Eighth edition. National Research Council. , (2011).
- Ayala, J. E., et al. Hyperinsulinemic-euglycemic clamps in conscious, unrestrained mice. Journal of Visualized Experiments. (57), e3188 (2011).
- Peters, S., et al. Culex ABS Part I: Introduction to automated blood sampling. Current Separations. 18 (4), 139-145 (2000).
- Bohs, C., Cregor, M., Gunaratna, G., Kissinger, C. Culex Automated blood sampler part II Managing freely-moving animals and monitoring their activity. Current Separations. 18 (4), 147-151 (2000).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
- Kreisman, M. J., Mccosh, R. B., Breen, K. M. A Modified ultra-sensitive ELISA for measurement of LH in mice. Endocrinology. 163 (9), (2022).
- Pielecka-Fortuna, J., Chu, Z., Moenter, S. M. Kisspeptin acts directly and indirectly to increase gonadotropin-releasing hormone neuron activity and its effects are modulated by estradiol. Endocrinology. 149 (4), 1979-1986 (2008).
- Kumar, D., et al. Specialized subpopulations of kisspeptin neurons communicate with GnRH neurons in female mice. Endocrinology. 156 (1), 32-38 (2015).
- Caligioni, C. S. Assessing reproductive status/stages in mice. Current Protocols in Neuroscience. , 1-8 (2009).
- Czieselsky, K., et al. Pulse and surge profiles of luteinizing hormone secretion in the mouse. Endocrinology. 157 (12), 4794-4802 (2016).
- Wang, L., et al. Genetic dissection of the different roles of hypothalamic kisspeptin neurons in regulating female reproduction. eLife. 8, 43999 (2019).
- McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. Frequent tail-tip blood sampling in mice for the assessment of pulsatile luteinizing hormone secretion. Journal of Visualized Experiments. (137), e57894 (2018).
- Vanacker, C., Defazio, R. A., Sykes, C. M., Moenter, S. M. A role for glial fibrillary acidic protein (Gfap)-expressing cells in the regulation of gonadotropin-releasing hormone (GnRH) but not arcuate kisspeptin neuron output in male mice. eLife. 10, e68205 (2021).
- Dulka, E. A., Defazio, R. A., Moenter, S. M. Chemogenetic suppression of GnRH neurons during pubertal development can alter adult GnRH neuron firing rate and reproductive parameters in female mice. eNeuro. 7 (3), 0223 (2020).
- Talbi, R., et al. Characterization of the Action of Tachykinin Signaling on Pulsatile LH Secretion in Male Mice. Endocrinology. 162 (8), 1-9 (2021).
- Tuli, J., Smith, J., Morton, D. Corticosterone, adrenal and spleen weight in mice after tail bleeding, and its effect on nearby animals. Laboratory Animals. 29 (1), 90-95 (1995).
- Lucien, J. N., Ortega, M. T., Shaw, N. D. Sleep and puberty. Current Opinion in Endocrine and Metabolic Research. 17, 1-7 (2021).
