Les muscles striés squelettiques représentent en moyenne 40 % du poids de l’ensemble du corps humain¹. Les fibres musculaires présentent une capacité remarquable de régénération en cas de blessure, qui est décrite par la fusion des myocytes nouvellement formés et la génération de nouvelles myofibres qui remplacent celles endommagées². En 1961, Alexander Mauro a signalé une population de cellules mononucléées qu’il a appelées cellules satellites³. Ces cellules souches expriment le facteur de transcription apparié boîte 7 (PAX7), et sont situées entre la lame basale et le sarcolemme des fibres musculaires⁴. Il a été rapporté qu’ils exprimaient le cluster de différenciation 34 (CD34 ; un marqueur hématopoïétique, progéniteur endothélial et marqueur de cellules souches mésenchymateuses), l’intégrine alpha 7 (ITGA7 ; un marqueur de muscles lisses, cardiaques et squelettiques), ainsi que le récepteur de chimiokines C-X-C de type 4 (CXCR4 ; un marqueur lymphocytaire, hématopoïétique et de cellules satellites)⁵. Dans des conditions basales, les cellules satellites résident dans un microenvironnement particulier qui les maintient dans un état de repos⁶. Lors d’une lésion musculaire, ils s’activent, prolifèrent et subissent une myogenèse⁷. Cependant, ne contribuant qu’à une fraction mineure du nombre total de cellules musculaires, leurs analyses à l’échelle du génome sont particulièrement difficiles, en particulier dans des contextes physiologiques (<1% du nombre total de cellules).

Diverses méthodes d’isolement de la chromatine à partir de cellules satellites ont été décrites, qui impliquent l’immunoprécipitation de la chromatine suivie d’expériences de séquençage parallèle massif (ChIP-seq) ou de clivage sous cibles et marquage (CUT&Tag). Néanmoins, ces deux techniques présentent des limites importantes qui restent incontestées. En effet, le ChIP-seq nécessite une grande quantité de matière première pour générer suffisamment de chromatine, dont une grande partie est perdue lors de l’étape de sonication. CUT&Tag est plus approprié pour un faible nombre de cellules, mais génère plus de sites de clivage hors cible que ChIP-seq en raison de l’activité de la transposase Tn5. De plus, étant donné que cette enzyme a une forte affinité pour les régions ouvertes de la chromatine, l’approche CUT&Tag pourrait être utilisée préférentiellement pour analyser les modifications des histones ou les facteurs de transcription associés à des régions du génome activement transcrites, au lieu de l’hétérochromatine réduite au silence ^8,9.

Nous présentons ici un protocole détaillé qui permet l’isolement des cellules satellites musculaires des membres de souris par FACS pour le clivage sous les cibles et la libération à l’aide de l’analyse de nucléase (CUT&RUN)^10,11. Les différentes étapes impliquent la perturbation mécanique des tissus, le tri cellulaire et l’isolement des noyaux. L’efficacité de la méthode, en ce qui concerne la préparation d’une suspension cellulaire viable, a été démontrée par la réalisation d’une analyse CUT&RUN pour les modifications covalentes des histones et les facteurs de transcription. La qualité des cellules isolées rend la méthode décrite particulièrement intéressante pour la préparation de la chromatine qui capture fidèlement l’état d’occupation génomique natif, et est susceptible d’être adaptée pour capturer la conformation chromosomique en combinaison avec le séquençage à haut débit à des loci spécifiques (4C-seq) ou à des niveaux à l’échelle du génome (Hi-C).