Summary

Preparación de matrices descelularizadas 3D a partir de músculo esquelético fetal de ratón para cultivo celular

Published: March 03, 2023
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Summary

En este trabajo, se optimizó un protocolo de descelularización para obtener matrices descelularizadas del músculo esquelético fetal del ratón. Los mioblastos C2C12 pueden colonizar estas matrices, proliferar y diferenciarse. Este modelo in vitro se puede utilizar para estudiar el comportamiento celular en el contexto de enfermedades del músculo esquelético, como las distrofias musculares.

Abstract

La matriz extracelular (ECM) juega un papel crucial en proporcionar soporte estructural para las células y transmitir señales que son importantes para diversos procesos celulares. Los modelos de cultivo celular bidimensionales (2D) simplifican en exceso las complejas interacciones entre las células y la ECM, ya que la falta de un soporte tridimensional completo (3D) puede alterar el comportamiento celular, haciéndolos inadecuados para comprender los procesos in vivo . Las deficiencias en la composición de la ECM y las interacciones célula-ECM son contribuyentes importantes a una variedad de enfermedades diferentes.

Un ejemplo es la distrofia muscular congénita LAMA2 (LAMA2-CMD), donde la ausencia o reducción de laminina funcional 211 y 221 puede conducir a hipotonía severa, detectable en o poco después del nacimiento. Trabajos previos utilizando un modelo de ratón de la enfermedad sugieren que su inicio ocurre durante la miogénesis fetal. El presente estudio tuvo como objetivo desarrollar un modelo 3D in vitro que permitiera el estudio de las interacciones entre las células musculares y la ECM del músculo fetal, imitando el microambiente nativo. Este protocolo utiliza músculos profundos de la espalda diseccionados de fetos de ratón E18.5, tratados con un tampón hipotónico, un detergente aniónico y DNasa. Las matrices descelularizadas resultantes (dECM) retuvieron todas las proteínas ECM probadas (laminina α2, lamininas totales, fibronectina, colágeno I y colágeno IV) en comparación con el tejido nativo.

Cuando los mioblastos C2C12 se sembraron sobre estos dECM, penetraron y colonizaron los dECM, lo que apoyó su proliferación y diferenciación. Además, las células C2C12 produjeron proteínas ECM, contribuyendo a la remodelación de su nicho dentro de las dECM. El establecimiento de esta plataforma in vitro proporciona un nuevo enfoque prometedor para desentrañar los procesos involucrados en la aparición de LAMA2-CMD, y tiene el potencial de adaptarse a otras enfermedades del músculo esquelético donde las deficiencias en la comunicación entre la ECM y las células del músculo esquelético contribuyen a la progresión de la enfermedad.

Introduction

La matriz extracelular (ECM) es un componente importante de los tejidos, que representa su componente no celular. Esta estructura tridimensional (3D) no solo proporciona soporte físico a las células, sino que también desempeña un papel crucial en los procesos bioquímicos involucrados en el desarrollo de los organismos1. La formación de una ECM específica del tejido ocurre durante el desarrollo, como resultado de las complejas interacciones entre las células y sus nichos, influenciadas por diversos estímulos intra y extracelulares. La ECM es una estructura altamente dinámica que sufre reordenamientos químicos y mecánicos de manera temporal-espacial e impacta directamente en el destino celular2. Una de las características más notables de la ECM es su diversidad funcional, ya que cada ECM tisular muestra una combinación única de moléculas que proporcionan diferentes topologías y propiedades que se adaptan a las células que contiene1.

La señalización y el apoyo de la ECM son cruciales para el desarrollo y la homeostasis, y cuando se interrumpen pueden conducir a múltiples condiciones patológicas 3,4. Un ejemplo es la distrofia congénita deficiente en LAMA2 (LAMA2-CMD), que es la forma más común de distrofia muscular congénita. El gen LAMA2 codifica para la cadena α2 de laminina, que está presente en la laminina 211 y la laminina 221, y cuando está mutada puede conducir a LAMA2-CMD 5. La laminina 211 es la principal isoforma que se encuentra en la membrana basal que rodea las fibras del músculo esquelético. Cuando la laminina 211 es anormal o está ausente, el vínculo entre la membrana basal y las células musculares se interrumpe, lo que lleva a la aparición de la enfermedad6. Los pacientes con LAMA2-CMD muestran un fenotipo de leve a grave dependiendo del tipo de mutación en el gen LAMA2.

Cuando la función de la proteína laminina α2 se ve afectada, los pacientes pueden experimentar hipotonía muscular severa al nacer y desarrollar inflamación crónica, fibrosis y atrofia muscular, lo que lleva a una esperanza de vida reducida. Hasta la fecha, no se han desarrollado tratamientos dirigidos y los enfoques terapéuticos se limitan a aliviar los síntomas de la enfermedad7. Por lo tanto, la comprensión de los mecanismos moleculares subyacentes involucrados en la aparición de esta enfermedad es crucial para el desarrollo de estrategias terapéuticas apropiadas 6,8. Trabajos previos con el ratón dyW 9, un modelo para LAMA2-CMD, sugieren que el inicio de la enfermedad comienza en el útero, específicamente durante la miogénesis fetal10. Una mejor comprensión de cómo surge el defecto de miogénesis fetal sería un cambio de juego en la generación de nuevos enfoques terapéuticos para LAMA2-CMD.

Los sistemas in vitro proporcionan un entorno controlado para estudiar las interacciones célula-célula y célula-ECM, pero los modelos de cultivo 2D carecen de la complejidad de los tejidos nativos. La descelularización de los tejidos produce andamios de ECM acelulares específicos para el tejido y la etapa de desarrollo que imitan con mayor precisión el microambiente celular natural en comparación con los modelos 2D y los andamios diseñados / sintéticos. Las matrices descelularizadas (dECMs) tienen el potencial de preservar las señales moleculares y mecánicas del tejido huésped, convirtiéndolas en mejores modelos alternativos para la comprensión de los procesos in vivo 11.

Existen diversas técnicas, reactivos y condiciones que pueden ser utilizadas para la descelularización12,13. En este estudio, un protocolo de descelularización para el corazón fetal del ratón, descrito por Silva et al.14,15, se adapta al músculo esquelético fetal del ratón y se encuentra que retiene todos los componentes de la ECM probados (laminina α2, lamininas totales, fibronectina, colágeno I y colágeno IV). El protocolo incluye tres pasos: lisis celular por choque osmótico (tampón hipotónico), disolución de la membrana plasmática y disociación de proteínas (dodecil sulfato de sodio al 0,05% [SDS]) y destrucción enzimática del ADN (tratamiento con DNasa). Hasta donde sabemos, este es el primer protocolo establecido para descelularizar el músculo esquelético fetal del ratón.

Para utilizar este sistema 3D in vitro para estudiar LAMA2-CMD, es crucial mantener la cadena α2 de laminina después de la descelularización. Por lo tanto, se implementó un protocolo de optimización donde se probaron diferentes detergentes (SDS y Triton X-100) y concentraciones (0.02%, 0.05%, 0.1%, 0.2% y 0.5%) (datos no mostrados). Se encontró que la opción óptima para la eliminación celular y la preservación de la proteína laminina α2 era 0.05% SDS. Se utilizaron células C2C12, una línea celular de mioblastos bien establecida16,17, para sembrar los dECM. Estas células invaden la dECM, proliferan y se diferencian dentro de estos andamios, sintetizando nuevas proteínas ECM. La producción exitosa de este modelo 3D in vitro ofrece un nuevo enfoque para comprender los procesos moleculares y celulares involucrados en la miogénesis fetal, el inicio de LAMA2-CMD, y puede extenderse a otras enfermedades musculares donde se interrumpe la comunicación entre la ECM y las células del músculo esquelético.

Protocol

Todas las metodologías descritas fueron aprobadas por el Comité de Bienestar Animal (ORBEA) de la Facultad de Ciencias de la Universidad de Lisboa y la Direção Geral de Veterinária (DGAV; ref. 0421/000/000/2022), y están de acuerdo con la Directiva Europea 2010/63/UE. 1. Preparación de tampones y reactivos de descelularización NOTA: Todas las soluciones utilizadas durante el protocolo de descelularización deben esterilizarse en autoclave y al…

Representative Results

El objetivo del protocolo de descelularización es producir dECMs que se asemejen mucho a la composición del tejido nativo. Para determinar la efectividad del proceso de descelularización, se emplearon varios métodos, incluido el examen de la morfología del tejido, la medición de los niveles de ADN, la tinción de F-actina y el análisis de componentes clave de la ECM utilizando inmunohistoquímica y técnicas de western blotting. Específicamente, se analizaron cinco componentes principales de ECM de los tejidos de…

Discussion

La ECM es una red compleja de macromoléculas que está presente en todos los tejidos y desempeña un papel crucial en la regulación del comportamiento y la función celular2. La ECM actúa como un andamio físico para que las células se adhieran y proporciona señales que modulan activamente los procesos celulares como la proliferación, la motilidad, la diferenciación y la apoptosis. Por lo tanto, la formación y el mantenimiento adecuados de la MCE son esenciales tanto para el desarrollo com…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue financiado por la Asociación Francesa contra las Miopatías (AFM-Téléthon; contrato no. 23049), el proyecto MATRIHEALTH y la unidad de financiación del cE3c UIDB/00329/2020. Nos gustaría agradecer a nuestro donante Henrique Meirelles que eligió apoyar el Proyecto MATRIHEALTH. Este trabajo se benefició de las infraestructuras de la Instalación de Microscopía de la Facultad de Ciencias, un nodo de la Plataforma Portuguesa de BioImagen (referencia PPBI-POCI-01-0145-FEDER-022122), y agradecemos a Luís Marques por su ayuda con la adquisición y procesamiento de imágenes. Finalmente, agradecemos a Marta Palma por el apoyo técnico y a nuestro equipo de investigación por sus generosas contribuciones.

Materials

12 Well Cell Culture Plate, Flat, TC, Sterile Abdos Labware P21021
4′,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride Merck D8417
4–20% Mini-PROTEAN TGX Precast Gel Bio-Rad 4561093
48 Well Cell Culture Plate, Flat, TC, Sterile Abdos Labware P21023
96 Well Cell Culture Plate, Flat, TC, Sterile Abdos Labware P21024
Bovine Serum Albumin, Fraction V NZYtech MB04601
BX60 fluorescence microscope Olympus
Cryostat CM1860 UV Leica
Dithiothreitol ThermoFisher R0862
DMEM high glucose w/ stable glutamine w/ sodium pyruvate Biowest L0103-500
DNase I PanReac AppliChem A3778
DNeasy Blood & Tissue Kit Qiagen 69506
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) Merck 108418
Fetal bovine serum Biowest S1560-500
Fine tip transfer pipette ThermoFisher 15387823
Goat serum Biowest S2000-100
Hera Guard Flow Cabinet Heraeus
Heracell 150 CO2 Incubator Thermo Scientific
HiMark Pre-stained Protein Standard Invitrogen
Horse Serum, New Zealand origin Gibco 16050122
HRP-α- Rabbit IgG abcam ab205718
HRP-α- Rat IgG abcam ab205720
HRP-α-Mouse IgG abcam ab205719
ImageJ v. 1.53t
Methyl Green Sigma-Aldrich 67060
MM400 Tissue Lyser Retsch
NanoDrop ND-1000 Spectrophotometer ThermoFisher
Paraformaldehyde, 16% w/v aq. soln., methanol free Alfa Aesar 043368-9M
Penicillin-Streptomycin (100x) GRiSP GTC05.0100
Phalloidin Alexa 488 Thermo Fisher Sci. A12379
Polystyrene Petri dish 60x15mm with vents (sterile) Greiner Bio-One 628161
Qubit dsDNA HS kit Thermo Scientific Q32851
Qubit™ 3 Fluorometer Invitrogen 15387293
S6E Zoom Stereo microscope Leica
Sodium Dodecyl Sulfate Merck 11667289001
SuperFrost® Plus adhesion slides Thermo Scientific 631-9483
SuperSignal West Pico PLUS Chemiluminescent Substrate Thermo Scientific 15626144
TCS SPE confocal microscope Leica
Tris-(hidroximetil) aminometano (Tris base) ≥99% VWR Chemicals 28811.295
Triton X-100 Sigma-Aldrich X100-100ML
Trypan Blue Solution, 0.4% Gibco 15250061
Trypsin-EDTA (0.05%) in DPBS (1X) GRiSP GTC02.0100
TWEEN 20 (50% Solution) ThermoFisher 3005
WesternBright PVDF-CL membrane roll (0.22µm) Advansta L-08024-001
α-Collagen I abcam ab21286
α-Collagen IV Millipore AB756P
α-Collagen IV Santa Cruz Biotechnology sc-398655
α-Fibronectin Sigma F-3648
α-Laminin α2 Sigma L-0663
α-MHC D.S.H.B. MF20
α-Mouse Alexa 488 Molecular Probes A11017
α-Mouse Alexa 568 Molecular Probes A11019
α-pan-Laminin Sigma L- 9393
α-phospho-histone 3 Merk Millipore 06-570
α-Rabbit Alexa 568 Molecular Probes A21069
α-Rabbit Alexa 488 Molecular Probes A11070
α-Rat Alexa 488 Molecular Probes A11006

Referenzen

  1. Mecham, R. P. Overview of extracellular matrix. Current Protocols in Cell Biology. 10, 1-16 (2012).
  2. Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123 (24), 4195-4200 (2010).
  3. Lamandé, S. R., Bateman, J. F. Genetic disorders of the extracellular matrix. Anatomical Record. 303 (6), 1527-1542 (2020).
  4. Ahmad, K., Shaikh, S., Ahmad, S. S., Lee, E. J., Choi, I. Cross-talk between extracellular matrix and skeletal muscle: implications for myopathies. Frontiers in Pharmacology. 11, 142 (2020).
  5. Tome, F. M., et al. Congenital muscular dystrophy with merosin deficiency. Comptes Rendus de l’Academie des Sciences. Serie III, Sciences de la Vie. 317 (4), 351-357 (1994).
  6. Gawlik, K. I., Durbeej, M. Skeletal muscle laminin and MDC1A: pathogenesis and treatment strategies. Skeletal Muscle. 1 (1), 9 (2011).
  7. van Ry, P. M., et al. ECM-related myopathies and muscular dystrophies: pros and cons of protein therapies. Comprehensive Physiology. 7 (4), 1519-1536 (2017).
  8. Gawlik, K. I., Durbeej, M. A family of laminin α2 chain-deficient mouse mutants: advancing the research on LAMA2-CMD. Frontiers in Molecular Neuroscience. 13, 59 (2020).
  9. Kuang, W., et al. Merosin-deficient congenital muscular dystrophy. Partial genetic correction in two mouse models. Journal of Clinical Investigation. 102 (4), 844-852 (1998).
  10. Nunes, A. M., et al. Impaired fetal muscle development and JAK-STAT activation mark disease onset and progression in a mouse model for merosin-deficient congenital muscular dystrophy. Human Molecular Genetics. 26 (11), 2018-2033 (2017).
  11. McCrary, M. W., Bousalis, D., Mobini, S., Song, Y. H., Schmidt, C. E. Decellularized tissues as platforms for in vitro modeling of healthy and diseased tissues. Acta Biomaterialia. 111, 1-19 (2020).
  12. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
  13. Philips, C., Terrie, L., Thorrez, L. Decellularized skeletal muscle: A versatile biomaterial in tissue engineering and regenerative medicine. Biomaterials. 283, 121436 (2022).
  14. Silva, A. C., et al. Comparable decellularization of fetal and adult cardiac tissue explants as 3D-like platforms for in vitro studies. Journal of Visualized Experiments. (145), e56924 (2019).
  15. Silva, A. C., et al. Three-dimensional scaffolds of fetal decellularized hearts exhibit enhanced potential to support cardiac cells in comparison to the adult. Biomaterials. 104, 52-64 (2016).
  16. Yaffe, D., Saxel, O. Serial passaging and differentiation of myogenic cells isolated from dystrophic mouse muscle. Nature. 270 (5639), 725-727 (1977).
  17. Burattini, S., et al. C2C12 murine myoblasts as a model of skeletal muscle development: morpho-functional characterization. European Journal of Histochemistry. 48 (3), 223-233 (2004).
  18. Murphy, D. Caesarean section and fostering. Methods in Molecular Biology. 18, 177-178 (1993).
  19. Prieto, D., Aparicio, G., Machado, M., Zolessi, F. R. Application of the DNA-specific stain methyl green in the fluorescent labeling of embryos. Journal of Visualized Experiments. (99), e52769 (2015).
  20. Lichtman, J. W., Conchello, J. -. A. Fluorescence microscopy. Nature Methods. 2 (12), 910-919 (2005).
  21. Jonkman, J., Brown, C. M., Wright, G. D., Anderson, K. I., North, A. J. Tutorial: guidance for quantitative confocal microscopy. Nature Protocols. 15 (5), 1585-1611 (2020).
  22. Paulsson, M. A.T.S. Biosynthesis, tissue distribution and isolation of laminins. The Laminins. , 1-26 (1994).
  23. Fedecostante, M., et al. Recellularized native kidney scaffolds as a novel tool in nephrotoxicity screening. Drug Metabolism and Disposition: the Biological Fate of Chemicals. 46 (9), 1338-1350 (2018).
  24. Wagner, D. E., et al. Comparative decellularization and recellularization of normal versus emphysematous human lungs. Biomaterials. 35 (10), 3281-3297 (2014).
  25. Brouki Milan, P., et al. Decellularization and preservation of human skin: A platform for tissue engineering and reconstructive surgery. Methods. 171, 62-67 (2020).
  26. Lamandé, S. R., Bateman, J. F. Collagen VI disorders: Insights on form and function in the extracellular matrix and beyond. Matrix Biology. 71, 348-367 (2018).
  27. Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53 (2), 604-617 (2011).
  28. White, L. J., et al. The impact of detergents on the tissue decellularization process: a ToF-SIMS study. Acta Biomaterialia. 50, 207-219 (2017).
  29. Nakayama, K. H., Batchelder, C. A., Lee, C. I., Tarantal, A. F. Renal tissue engineering with decellularized rhesus monkey kidneys: age-related differences. Tissue Engineering. Part A. 17 (23-24), 2891-2901 (2011).
  30. Ma, X., et al. Development and in vivo validation of tissue-engineered, small-diameter vascular grafts from decellularized aortae of fetal pigs and canine vascular endothelial cells. Journal of Cardiothoracic Surgery. 12 (1), 101 (2017).
  31. Wu Young, M. Y., et al. Decellularized fetal matrix suppresses fibrotic gene expression and promotes myogenesis in a rat model of volumetric muscle loss. Plastic and Reconstructive Surgery. 146 (3), 552-562 (2020).

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Diesen Artikel zitieren
Gameiro dos Santos, P., Soares, A. R., Thorsteinsdóttir, S., Rodrigues, G. Preparation of 3D Decellularized Matrices from Fetal Mouse Skeletal Muscle for Cell Culture. J. Vis. Exp. (193), e65069, doi:10.3791/65069 (2023).

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