بروتوكول لتقييم وقياس أمراض ظهارة الشبكية المصطبغة في نماذج الفئران من التنكس البقعي المرتبط بالعمر
Summary
يمكن أن تكون نماذج الماوس أدوات مفيدة للتحقيق في بيولوجيا ظهارة الشبكية المصطبغة (RPE). لقد ثبت أن الفئران يمكن أن تطور مجموعة من أمراض RPE. هنا ، نصف بروتوكول التنميط الظاهري لتوضيح وقياس أمراض RPE في الفئران باستخدام الضوء وإلكترون الانتقال والمجهر متحد البؤر.
Abstract
التنكس البقعي المرتبط بالعمر (AMD) هو اضطراب شبكي موهن لدى السكان المسنين. من المعتقد على نطاق واسع أن الخلل الوظيفي في ظهارة الشبكية المصطبغة (RPE) هو حدث بيولوجي مرضي رئيسي في AMD. لفهم الآليات التي تؤدي إلى خلل وظيفي في RPE ، يمكن للباحثين استخدام نماذج الماوس. لقد ثبت من خلال الدراسات السابقة أن الفئران يمكن أن تصاب بأمراض RPE ، والتي لوحظ بعضها في عيون الأفراد الذين تم تشخيص إصابتهم ب AMD. هنا ، نصف بروتوكول التنميط الظاهري لتقييم أمراض RPE في الفئران. يتضمن هذا البروتوكول تحضير وتقييم المقاطع العرضية للشبكية باستخدام المجهر الضوئي والمجهر الإلكتروني النافذ ، بالإضافة إلى حوامل RPE المسطحة بواسطة المجهر متحد البؤر. نقوم بتفصيل الأنواع الشائعة من أمراض RPE الفئران التي لوحظتها هذه التقنيات وطرق تحديدها من خلال طرق غير متحيزة للاختبار الإحصائي. كدليل على المفهوم ، نستخدم بروتوكول التنميط الظاهري RPE هذا لتحديد أمراض RPE التي لوحظت في الفئران التي تفرط في التعبير عن البروتين عبر الغشاء 135 (Tmem135) والفئران البرية القديمة من النوع C57BL / 6J. الهدف الرئيسي من هذا البروتوكول هو تقديم طرق التنميط الظاهري RPE القياسية مع تقييمات كمية غير متحيزة للعلماء الذين يستخدمون نماذج الفئران من AMD.
Introduction
التنكس البقعي المرتبط بالعمر (AMD) هو مرض شائع يصيب السكان الذين تزيد أعمارهم عن 55عاما 1. يعتقد العديد من الباحثين أن الخلل الوظيفي داخل ظهارة الشبكية المصطبغة (RPE) هو حدث بيولوجي مرضي مبكر وحاسم في AMD2. RPE عبارة عن طبقة أحادية من الخلايا المستقطبة المكلفة بالحفاظ على توازن المستقبلات الضوئية المجاورة والأوعية الدموية المشيمية3. توجد مجموعة متنوعة من النماذج للتحقيق في الآليات المرتبطة بالمرض داخل RPE ، بما في ذلك نماذج زراعة الخلايا4،5 والفئران6،7،8. وقد وصف تقرير حديث البروتوكولات الموحدة ومعايير مراقبة الجودة لنماذج زراعة الخلاياRPE 4 ، ومع ذلك لم يحاول أي تقرير توحيد التنميط الظاهري ل RPE في نماذج الماوس. في الواقع ، تفتقر العديد من المنشورات حول نماذج الماوس من AMD إلى وصف كامل ل RPE أو القياس الكمي لأمراض RPE فيها. الهدف العام من هذا البروتوكول هو تقديم طرق التنميط الظاهري RPE القياسية مع تقييمات كمية غير متحيزة للعلماء الذين يستخدمون نماذج الفئران AMD.
لاحظت المنشورات السابقة وجود العديد من أمراض RPE في الفئران من خلال ثلاث تقنيات تصوير. على سبيل المثال ، يسمح الفحص المجهري الضوئي للباحثين بعرض التشكل الإجمالي لشبكية الفئران (الشكل 1 أ) واكتشاف أمراض RPE مثل ترقق RPE والفراغ والهجرة. يتجلى ترقق RPE في نموذج ماوس AMD من خلال انحراف في ارتفاع RPE عن عناصر التحكم الخاصة بكل منها (الشكل 1B). يمكن تقسيم فراغ RPE إلى فئتين منفصلتين: الفراغ الدقيق (الشكل 1C) والفراغ الكبير (الشكل 1D). يتم تلخيص الفراغ الدقيق RPE من خلال وجود فجوات في RPE لا تؤثر على ارتفاعه الكلي ، في حين يشار إلى الفراغ الكبير من خلال وجود فجوات تبرز في الأجزاء الخارجية من المستقبلات الضوئية. تتميز هجرة RPE بالمجموع البؤري للصبغة فوق الطبقة الأحادية RPE في مقطع عرضي للشبكية (الشكل 1E). وتجدر الإشارة إلى أن خلايا RPE المهاجرة في عيون المتبرعين بالتنكس البقعي المرتبط بالعمر تظهر تفاعلا مناعيا مع علامات الخلايا المناعية ، مثل مجموعة التمايز 68 (CD68) 9 ، ويمكن أن تمثل الخلايا المناعية التي تبتلع حطام RPE أو RPE التي تخضع للتمايز9. يمكن أن تسمح تقنية تصوير أخرى تسمى المجهر الإلكتروني النافذ للباحثين بتصور البنية التحتية ل RPE وغشاءها القاعدي (الشكل 2 أ). يمكن لهذه التقنية تحديد رواسب RPE الفرعية السائدة في الفئران ، والمعروفة باسم الرواسب الصفحية القاعدية (BLamD) (الشكل 2B)10. أخيرا ، يمكن أن يكشف الفحص المجهري متحد البؤر عن بنية خلايا RPE من خلال تصوير حوامل مسطحة RPE (الشكل 3 أ). يمكن لهذه الطريقة الكشف عن تشوه RPE ، وهو انحراف RPE عن شكل قرص العسل الكلاسيكي (الشكل 3B). يمكنه أيضا اكتشاف تعدد نوى RPE ، وجود ثلاث نوى أو أكثر داخل خلية RPE (الشكل 3C). للحصول على ملخص لأنواع أمراض RPE الموجودة في نماذج الماوس AMD الحالية ، نحيل الباحثين إلى هذه المراجعات من الأدبيات 6,7.
يجب أن يكون الباحثون الذين يدرسون AMD على دراية بمزايا وعيوب استخدام الفئران للتحقيق في أمراض RPE قبل بروتوكول التنميط الظاهري. الفئران مفيدة بسبب عمرها القصير نسبيا وفعاليتها من حيث التكلفة ، فضلا عن قابليتها للتلاعب الجيني والدوائي. تظهر الفئران أيضا تغيرات تنكسية RPE ، بما في ذلك هجرة RPE ، وخلل التشوه ، وتعدد النوى ، والتي لوحظت في عيون المتبرعين AMD 11،12،13،14،15،16،17 ؛ هذا يشير إلى أن آليات مماثلة قد تكمن وراء تطور أمراض RPE هذه في الفئران والبشر. ومع ذلك ، هناك اختلافات رئيسية تحد من قابلية ترجمة دراسات الفئران إلى AMD البشري. أولا ، لا تحتوي الفئران على بقعة ، وهي منطقة متميزة تشريحيا من شبكية العين البشرية ضرورية لحدة البصر التي تتأثر بشكل تفضيلي في AMD. ثانيا ، لا تظهر بعض أمراض RPE في الفئران ، مثل ترقق RPE والفراغ ، عادة في عيون المتبرعين ب AMD18. ثالثا ، لا تصاب الفئران بدروسين ، وهي السمة المميزة لعلم الأمراض المرتبط بالعمر19. Drusen عبارة عن رواسب تحتوي على الدهون والبروتين مع عدد قليل جدا من بروتينات الغشاء القاعدي التي تتشكل بين الصفيحة القاعدية RPE وطبقة الكولاجين الداخلية لغشاء Bruch (BrM) 19. يختلف Drusen عن BLamD ، وهو الرواسب الفرعية الشائعة في الفئران ، في كل من تكوينها وموقعها التشريحي. BLamDs هي تشوهات غنية بالمصفوفة خارج الخلية تعتمد على العمر والإجهاد والتي تتشكل بين الصفيحة القاعدية RPE ل BrM والطيات القاعدية ل RPE20. ومن المثير للاهتمام ، أن BLamDs لها تركيبة ومظهر بروتين مماثل في كل من الفئران والبشر6،10،21. تشير الأعمال الحديثة إلى أن BLamDs قد تعمل في البيولوجيا المرضية ل AMD من خلال التأثير على تقدم AMD إلى مراحله اللاحقة18,22 ؛ وبالتالي ، قد تمثل هذه الرواسب RPE المريضة في شبكية الفأر. تعد معرفة هذه الفوائد والقيود أمرا بالغ الأهمية للباحثين المهتمين بترجمة النتائج من دراسات الفئران إلى AMD.
في هذا البروتوكول ، نناقش طرق تحضير العيون للضوء ، وإلكترون الإرسال ، والمجهر متحد البؤر لتصور أمراض RPE. كما وصفنا كيفية قياس أمراض RPE بطريقة غير متحيزة للاختبار الإحصائي. كدليل على المفهوم ، نستخدم بروتوكول التنميط الظاهري RPE للتحقيق في أمراض RPE الهيكلية التي لوحظت في البروتين عبر الغشاء 135- (Tmem135) الفئران المفرطة التعبير والفئران من النوع البري (WT) C57BL / 6J. باختصار ، نهدف إلى وصف منهجية التنميط الظاهري لتوصيف RPE في نماذج الماوس AMD ، حيث لا توجد حاليا بروتوكولات قياسية متاحة. قد لا يجد الباحثون المهتمون بفحص وقياس أمراض المستقبلات الضوئية أو المشيمية ، والتي تتأثر أيضا في نماذج الفئران AMD ، هذا البروتوكول مفيدا لدراساتهم.
Protocol
Representative Results
Discussion
في هذه المقالة ، قدمنا بروتوكول التنميط الظاهري لتقييم أمراض RPE الهيكلية لنماذج الماوس. وصفنا الخطوات المطلوبة لمعالجة العيون لتقنيات التصوير المختلفة بما في ذلك الضوء وإلكترون الإرسال والمجهر متحد البؤر ، بالإضافة إلى تحديد كمية الأمراض النموذجية التي لوحظت عبر طرق التصوير هذه. لق…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
يود المؤلفون أن يشكروا ساتوشي كينوشيتا ومبادرات البحوث الانتقالية في مختبر علم الأمراض بجامعة ويسكونسن (UW) لإعداد أنسجتنا للفحص المجهري الضوئي. يتم دعم هذا النواة من قبل قسم علم الأمراض والطب المخبري بجامعة ويسكونسن ، ومركز سرطان الكاربون بجامعة ويسكونسن (P30 CA014520) ، ومكتب مدير المعاهد الوطنية للصحة (S10OD023526). تم إجراء الفحص المجهري متحد البؤر في UW Biochemistry Optical Core ، والذي تم إنشاؤه بدعم من قسم UW للكيمياء الحيوية. تم دعم هذا العمل أيضا بمنح من المعهد الوطني للعيون (R01EY022086 إلى A. Ikeda; R01EY031748 إلى سي باوز ريكمان ؛ P30EY016665 إلى قسم طب العيون والعلوم البصرية في UW ؛ P30EY005722 إلى مركز ديوك للعيون ؛ المعاهد الوطنية للصحة T32EY027721 إلى م. لاندوفسكي ؛ F32EY032766 إلى M. Landowski) ، رئاسة تيموثي ويليام تراوت (A. Ikeda) ، جائزة FFB Free Family AMD (C. Bowes Rickman) ؛ ومنحة غير مقيدة من أبحاث الوقاية من العمى (مركز ديوك للعيون).
Materials
| 0.1 M Cacodylate Buffer pH7.2 | PolyScientiifc R&D Company | S1619 | |
| 100 Capacity Slide Box | Two are needed for this protocol (one for H&E-stained slides and one for RPE flat mounts.) | ||
| 100% Ethanol | MDS Warehouse | 2292-CASE | Can be used to make diluted ethanol solutions in this protocol. |
| 1-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks | Qosina | 11069 | |
| 1x Phosphate Buffer Solution (PBS) | Premade 1x PBS can be used in this protocol. | ||
| 2.0 mL microtubes | Genesee Scientific | 24-283-LR | |
| 24 Cavity Embedding Capsule Substitute Mold | Electron Microscopy Sciences | 70165 | |
| 24 inch PVC Tubing with Luer Ends | Fisher Scientific | NC1376778 | |
| 400 Mesh Gilder Thin Bar Square Mesh Grids | Electron Microscopy Sciences | T400-Cu | |
| 95% Ethanol | MDS Warehouse | 2293-CASE | |
| Absorbent Underpads with Waterproof Moisture Barrier (23 inches by 24 inches) | VWR | 56616-031 | |
| Adjustable 237 ml Spray Bottle | VWR | 23609-182 | |
| Alexa Fluor488 Conjugated Donkey anti-Rabbit IgG | Thermo Fisher Scientific | A-21206 | |
| Aluminum Foil | |||
| BD Precision glide 19 Gauge Syringe Needle | Sigma-Aldrich | Z192546 | |
| Bracken Forceps; Curved; Fine Cross Serrations; 4" Length, 1 mm Tip Width | Roboz Surgical Instrument | RS-5211 | Known as curved forceps in this protocol. |
| Camel Hair Brush | Electron Microscopy Sciences | 65575-02 | |
| Carbon Dioxide Euthanasia Chamber | |||
| Carbon Dioxide Flow Meter | |||
| Carbon Dioxide Tank | |||
| Castaloy Prong Extension Clamps | Fisher Scientific | 05-769-7Q | |
| Cast-Iron L-shaped Base Support Stand | Fisher Scientific | 11-474-207 | |
| Cell Prolifer Program | Available to download: https://cellprofiler.org/releases | ||
| Clear Nail Polish | Electron Microscopy Sciences | 72180 | |
| Colorfrost Microscope Slides Lavender | VWR | 10118-956 | |
| Computer | |||
| DAPI | Sigma-Aldrich | D9542-5MG | |
| Distilled H20 | Water from Milli-Q Purification System was used in this protocol. | ||
| Dumont Thin Tip Tweezers; Pattern #55 | Roboz Surgical Instrument | RS-4984 | Known as fine-tipped forceps in this protocol, and 3 are needed for this protocol (two for dissections and one for electron microscope processing). |
| Electron Microscopy Grid Holder | Electron Microscopy Sciences | 71147-01 | |
| EPON 815 Resin | Electron Microscopy Sciences | 14910 | |
| Epredia Mark-It Tissue Marking Yellow Dye | Fisher Scientific | 22050460 | Please follow manufacturer's protocol when using this tissue marking dye. |
| Epredia Mounting Media | Fisher Scientific | 22-110-610 | Use for mounting H&E slides. |
| Fiber-Lite Mi-150 Illuminator Series,150 w Halogen Light Source | Dolan-Jenner Industries | Mi-150 | Light source for dissecting microscope. |
| Fiji ImageJ Program | Available to download: https://imagej.net/downloads | ||
| Flexaframe Castaloy Hook Connector | Thermo Scientific | 14-666-18Q | |
| Fume hood | |||
| Glutaraldehyde 2.5% in Phosphate Buffer, pH 7.4, 32% | Electron Microscopy Sciences | 16537-05 | |
| JEM-1400 Transmission Electron Microscope (JEOL) with an ORIUS (1000) CCD Camera | |||
| Laboratory Benchtop Shaker | Two are needed for these experiments. One should be at room temperature while the other should be in a 4 degree Celsius cold room. | ||
| Laser Cryo Tag Labels | Electron Microscopy Sciences | 77564-05 | |
| Lead Citrate | Electron Microscopy Sciences | 17800 | |
| Leica EM UC7Ultramicrotome | |||
| Leica Reichert Ultracut S Microtome | |||
| LifterSlips | Thermo Fisher Scientific | 22X22I24788001LS | Use these coverslips for the RPE flat mounts as they have raised edges and accommodate the thickness of the RPE. |
| Mayer's Hematoxylin | VWR | 100504-406 | |
| McPherson-Vannas Micro Dissecting Spring Scissors | Roboz Surgical Instrument | RS-5600 | Known as micro-dissecting scissors in protocol. |
| Methanol | Fisher Scientific | A412-4 | |
| Mice | Any AMD mouse model and its respective controls can work for this protocol. | ||
| Micro Dissecting Scissors; Standard Version; Curved; Sharp Points; 24 mm Blade Length; 4.5" Overall Length | Roboz Surgical Instrument | RS-5913 | Known as curved scissors in this protocol. |
| Microsoft Excel | |||
| Microtube racks | |||
| Nikon A1RS Confocal Microscope | |||
| Normal Donkey Serum | SouthernBiotech | 0030-01 | |
| Number 11 Sterile Disposable Scalpel Blades | VWR | 21909-380 | |
| Osmium Tetroxide | Electron Microscopy Sciences | 19150 | |
| Paraformaldehyde, 32% | Electron Microscopy Sciences | 15714-S | |
| Pencil | |||
| Petri Dish | VWR | 21909-380 | |
| Pipette Tips | |||
| Pipettes | |||
| Polyclonal Anti-ZO-1 Antibody | Thermo Fisher Scientific | 402200 | |
| Propylene Oxide | Electron Microscopy Sciences | 20412 | |
| Razor Blade | VWR | 10040-386 | |
| Shallow Tray for Mouse Perfusions | |||
| Shandon Eosin Y Alcoholic | VWR | 89370-828 | |
| Sharpie Ultra Fine Tip Black Permanent Marker | Staples | 642736 | |
| Slide Rack for Staining | Grainger | 49WF31 | |
| Squared Cover Glass Slips | Fisher Scientific | 12-541B | |
| Staining Dish with Cover | Grainger | 49WF30 | Need 15 for H&E staining procedure. |
| Target All-Plastic Disposable Luer-Slip 50 mL Syringe | Thermo Scientific | S7510-50 | Use only the syringe barrel. |
| Timer | Fisher | 1464917 | |
| Uranyl Acetate | Electron Microscopy Sciences | 22400 | |
| Vacuum Oven | |||
| Vectashield Mounting Medium | Vector Laboratories | H-1000 | Use for mounting RPE flat mounts. |
| Xylene | Fisher Scientific | 22050283 | |
| Zeiss Axio Imager 2 Light Microscope | This microscope has the capacity to generate stitched 20x images. If a light microscope does not have this capacity, then take images of the entire retina that are slightly overlapping each other. Use Adobe Photoshop to stitch these images together. Please refer to the manuals of the Adobe Photoshop program for image stitching. | ||
| Zeiss Stemi 2000 Dissecting Microscope | Electron Microscopy Sciences | 65575-02 |
Referenzen
- Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. The Lancet. Global Health. 2 (2), 106-116 (2014).
- Bhutto, I., Lutty, G. Understanding age-related macular degeneration (AMD): relationships between the photoreceptor/retinal pigment epithelium/Bruch’s membrane/choriocapillaris complex. Molecular Aspects of Medicine. 33 (4), 295-317 (2012).
- Lakkaraju, A., et al. The cell biology of the retinal pigment epithelium. Progess in Retinal and Eye Research. 100846, (2020).
- Bharti, K., et al. Cell culture models to study retinal pigment epithelium-related pathogenesis in age-related macular degeneration. Experimental Eye Research. 222, 109170 (2022).
- Forest, D. L., Johnson, L. V., Clegg, D. O. Cellular models and therapies for age-related macular degeneration. Disease Models & Mechanisms. 8 (5), 421-427 (2015).
- Landowski, M., Bowes Rickman, C. Targeting lipid metabolism for the treatment of age-related macular degeneration: Insights from preclinical mouse models. Journal of Ocular Pharmacology and Therapeutics. 38 (1), 3-32 (2022).
- Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. Animal models of age related macular degeneration. Molecular Aspects of Medicine. 33 (4), 487-509 (2012).
- Malek, G., Busik, J., Grant, M. B., Choudhary, M. Models of retinal diseases and their applicability in drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 13 (4), 359-377 (2018).
- Cao, D., et al. Hyperreflective foci, optical coherence tomography progression indicators in age-related macular degeneration, include transdifferentiated retinal pigment epithelium. Investigative Ophthalmology & Visual Sciences. 62 (10), 34 (2021).
- Ding, J. D., et al. Expression of human complement factor H prevents age-related macular degeneration-like retina damage and kidney abnormalities in aged Cfh knockout mice. The American Journal of Pathology. 185 (1), 29-42 (2015).
- Zanzottera, E. C., et al. The project MACULA retinal pigment epithelium grading system for histology and optical coherence tomography in age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Sciences. 56 (5), 3253-3268 (2015).
- Ding, J. D., et al. Anti-amyloid therapy protects against retinal pigmented epithelium damage and vision loss in a model of age-related macular degeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (28), 279-287 (2011).
- Zhang, Q., et al. Comparison of histologic findings in age-related macular degeneration with RPE flatmount images. Molecular Vision. 25, 70-78 (2019).
- vonder Emde, L., et al. Histologic cell shape descriptors for the retinal pigment epithelium in age-related macular degeneration: A comparison to unaffected eyes. Translational Vision Science & Technology. 11 (8), 19 (2022).
- Gambril, J. A., et al. Quantifying retinal pigment epithelium dysmorphia and loss of histologic autofluorescence in age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Sciences. 60 (7), 2481-2493 (2019).
- Bird, A. C., Phillips, R. L., Hageman, G. S. Geographic atrophy: a histopathological assessment. JAMA Ophthalmology. 132 (3), 338-345 (2014).
- Zanzottera, E. C., et al. Visualizing retinal pigment epithelium phenotypes in the transition to geographic atrophy in age-related macular degeneration. Retina. 36, 12-25 (2016).
- Sura, A. A., et al. Measuring the contributions of basal laminar deposit and Bruch’s membrane in age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Sciences. 61 (13), 19 (2020).
- Curcio, C. A. Soft drusen in age-related macular degeneration: biology and targeting via the oil spill strategies. Investigative Ophthalmology & Visual Sciences. 59 (4), 160 (2018).
- Johnson, M., et al. Comparison of morphology of human macular and peripheral Bruch’s membrane in older eyes. Current Eye Research. 32 (9), 791-799 (2007).
- Sarks, S. H., Arnold, J. J., Killingsworth, M. C., Sarks, J. P. Early drusen formation in the normal and aging eye and their relation to age related maculopathy: a clinicopathological study. The British Journal of Ophthalmology. 83 (3), 358-368 (1999).
- Chen, L., Messinger, J. D., Kar, D., Duncan, J. L., Curcio, C. A. Biometrics, impact, and significance of basal linear deposit and subretinal drusenoid deposit in age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Sciences. 62 (1), 33 (2021).
- Canene-Adams, K. Preparation of formalin-fixed paraffin-embedded tissue for immunohistochemistry. Methods in Enzymology. 533, 225-233 (2013).
- Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Paraffin embedding tissue samples for sectioning. CSH Protocols. 2008, (2008).
- Cornell, W. C., et al. Paraffin embedding and thin sectioning of microbial colony biofilms for microscopic analysis. Journal of Visualized Experiments. (133), e57196 (2018).
- Qin, C., et al. The cutting and floating method for paraffin-embedded tissue for sectioning. Journal of Visualized Experiments. (139), e58288 (2018).
- Baena, V., Schalek, R. L., Lichtman, J. W., Terasaki, M. Serial-section electron microscopy using automated tape-collecting ultramicrotome (ATUM). Methods in Cell Biology. 152, 41-67 (2019).
- Yamaguchi, M., Chibana, H. A method for obtaining serial ultrathin sections of microorganisms in transmission electron microscopy. Journal of Visualized Experiments. (131), e56235 (2018).
- Stirling, D. R., et al. CellProfiler 4: improvements in speed, utility and usability. BMC Bioinformatics. 22 (1), 433 (2021).
- Landowski, M., et al. Modulation of Tmem135 leads to retinal pigmented epithelium pathologies in mice. Investigative Ophthalmology & Visual Sciences. 61 (12), 16 (2020).
- Mori, H., et al. Developmental and age-related changes to the elastic lamina of Bruch’s membrane in mice. Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 257 (2), 289-301 (2019).
- Chen, M., et al. Retinal pigment epithelial cell multinucleation in the aging eye – a mechanism to repair damage and maintain homoeostasis. Aging Cell. 15 (3), 436-445 (2016).
- Ortín-Martínez, A., et al. Number and distribution of mouse retinal cone photoreceptors: differences between an albino (Swiss) and a pigmented (C57/BL6) strain. PLoS One. 9 (7), 102392 (2014).
- El-Danaf, R. N., Huberman, A. D. Sub-topographic maps for regionally enhanced analysis of visual space in the mouse retina. The Journal of Comparative Neurology. 527 (1), 259-269 (2019).
- Ortolan, D., et al. Single-cell-resolution map of human retinal pigment epithelium helps discover subpopulations with differential disease sensitivity. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (19), 2117553119 (2022).
- Brown, E. E., Lewin, A. S., Ash, J. D. Mitochondria: Potential targets for protection in age-related macular degeneration. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1074, 11-17 (2018).
- Puk, O., De Angelis, M. H., Graw, J. Longitudinal fundus and retinal studies with SD-OCT: a comparison of five mouse inbred strains. Mammalian Genome. 24 (5-6), 198-205 (2013).
- Knott, E. J., Sheets, K. G., Zhou, Y., Gordon, W. C., Bazan, N. G. Spatial correlation of mouse photoreceptor-RPE thickness between SD-OCT and histology. Experimental Eye Research. 92 (2), 155-160 (2011).
- Allen, R. S., Bales, K., Feola, A., Pardue, M. T. In vivo structural assessments of ocular disease in rodent models using optical coherence tomography. Journal of Visualized Experiments. (161), e61588 (2020).
- Wu, J., Peachey, N. S., Marmorstein, A. D. Light-evoked responses of the mouse retinal pigment epithelium. Journal of Neurophysiology. 91 (3), 1134-1142 (2004).
