Aquí se presenta un protocolo para la inducción y análisis de trampas extracelulares de neutrófilos (TNE) in vitro . La cuantificación del ADN, la catelicidina (LL37) y la actividad enzimática arrojó datos que muestran la variabilidad en la composición y morfología de los NET inducidos por estímulos microbianos y químicos en condiciones controladas similares.
Los neutrófilos funcionan como la primera línea de defensa celular en una respuesta inmune innata mediante el empleo de diversos mecanismos, como la formación de trampas extracelulares de neutrófilos (TNE). Este estudio analiza los cambios morfológicos y de composición en los NET inducidos por estímulos microbianos y químicos utilizando metodologías estandarizadas in vitro para la inducción y caracterización de NET con células humanas. Los procedimientos descritos aquí permiten el análisis de la morfología NET (lítica o no lítica) y la composición (estructuras ADN-proteína y actividad enzimática), y el efecto de los factores solubles o el contacto celular sobre dichas características. Además, las técnicas descritas aquí podrían modificarse para evaluar el efecto de los factores solubles exógenos o el contacto celular en la composición de NET.
Las técnicas aplicadas incluyen la purificación de células polimorfonucleares de sangre periférica humana utilizando un gradiente de doble densidad (1.079-1.098 g/mL), garantizando una pureza y viabilidad óptimas (≥ 95%) como lo demuestra la tinción de Wright, la exclusión de azul de tripano y la citometría de flujo, incluido el análisis FSC versus SSC y la tinción 7AAD. La formación de NET se induce con estímulos microbianos (Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus y Candida albicans) y químicos (acetato de forbol miristato, HOCl), y los NET se caracterizan por tinción de ADN-DAPI, inmunotinción para el péptido antimicrobiano catelicidina (LL37) y cuantificación de la actividad enzimática (elastasa de neutrófilos, catepsina G y mieloperoxidasa). Las imágenes se adquieren a través de microscopía de fluorescencia y se analizan con ImageJ.
Los neutrófilos son los leucocitos más abundantes en el torrente sanguíneo, desempeñando un papel esencial durante la eliminación de agentes patógenos por varios mecanismos, incluyendo la liberación de grandes estructuras de cromatina compuestas de ADN y varias proteínas antibacterianas nucleares, citoplasmáticas y granulares 1,2. El antecedente directo que describe este papel antimicrobiano de los neutrófilos fue elaborado por Takei et al.3 en 1996. Estos autores relataron una nueva forma de muerte diferente de la apoptosis y necroptosis en neutrófilos, mostraron cambios morfológicos que exhibieron ruptura nuclear, seguido de derrame del nucleoplasma hacia el citoplasma, y un aumento en la permeabilidad de la membrana a partir de 3 h de incubación con acetato de forbol miristato (PMA)2,3. Sin embargo, no fue hasta 2004 que se utilizó el término “trampas extracelulares de neutrófilos (TNE)”4.
Se ha observado la formación de NET en diversas afecciones, como infecciones bacterianas, fúngicas5,virales 6 y parasitarias, para neutralizar, matar y prevenir la diseminación microbiana7. Otros estudios muestran que también puede ocurrir en condiciones no patógenas por estímulos estériles, como citoquinas, ácido úrico monosódico o cristales de colesterol, autoanticuerpos, complejos inmunes y plaquetas activadas7. El lipopolisacárido (LPS), la interleucina-8 (IL-8) y el PMA estuvieron entre los primeros estímulos in vitro descritos como inductores de NET, y la participación in vivo de NET en procesos patogénicos se demostró en dos modelos de inflamación aguda: disentería experimental y apendicitis humana espontánea4. El ADN es un componente NET esencial. Su estructura y composición apropiadas son necesarias para el secuestro y la muerte de microorganismos mediante la entrega de una alta concentración local de moléculas antimicrobianas hacia los microbios capturados, como lo demuestra un breve tratamiento con desoxirribonucleasa (DNasa) que desintegra los NET y sus propiedades microbicidas4. Además del ADN, los NET comprenden proteínas unidas como histonas, elastasa de neutrófilos (NE), catepsina G (CG), proteinasa 3, lactoferrina, gelatinasa, mieloperoxidasa (MPO) y péptidos antimicrobianos (AMP) como el péptido proinflamatorio catiónico catelicidina LL-37 entre otros 8,9. Tales agregados pueden formar hilos más grandes con diámetros de hasta 50 nm. Estos factores pueden alterar los factores de virulencia microbiana o la integridad de la membrana celular patógena; además, los AMPs pueden estabilizar el ADN derivado de NET contra la degradación por nucleasas bacterianas10.
Los mecanismos específicos que regulan la formación de NET aún no se han aclarado completamente. La vía mejor caracterizada que conduce a la liberación de NET es a través de la señalización ERK, que conduce a la activación de la NADPH oxidasa y a la producción de especies reactivas de oxígeno (ROS), así como al aumento del calcio intracelular que desencadena la activación de la vía MPO. Esto a su vez transforma el peróxido de hidrógeno en ácido hipocloroso, activando NE por oxidación11,12. NE es responsable de degradar los filamentos de actina del citoesqueleto para bloquear la fagocitosis y translocarlos al núcleo para su procesamiento por escisión proteolítica y desaminación por PAD4 que impulsan la desensibilización de las fibras de cromatina, que se asocian con proteínas granulares y citoplasmáticas, y luego se liberan extracelularmente7. Estas proteasas incluyen las liberadas por el complejo azurosómico de los gránulos azurófilos y otras proteasas como la catepsina G13.
Dependiendo de los cambios morfológicos en los neutrófilos, los TNE se clasifican en dos tipos: formación de NET suicida o lítica que conduce a la muerte celular4, y formación de NET vital o no lítica producida por células viables mediadas por una liberación vesicular de ADN nuclear o mitocondrial, con un remanente de un citoplasto anucleado con capacidad fagocítica14,15. Generalmente, los NET compuestos de ADN mitocondrial presentan una morfología de fibra alargada14, mientras que los estructurados de ADN nuclear tienen una apariencia de nube3. Sin embargo, no se sabe cómo el neutrófilo elige su origen de ADN. Contrariamente a estudios previos que describieron las vías canónicas de los NET como que requieren varias horas, la vía vital se activa rápidamente en solo 5-60 min15.
A pesar de estos avances, la composición NET varía dependiendo del estímulo; por ejemplo, diferentes cepas mucoides y no mucoides de P. aeruginosa inducen la formación de NET que contienen 33 proteínas comunes y hasta 50 proteínas variables7. Así, es necesario homogeneizar técnicas que permitan la generación de conclusiones objetivas en los grupos de investigación. Este artículo describe un protocolo con diversas técnicas que permiten comparar y evaluar la composición, estructura y morfología de los TNE inducidos con diferentes microorganismos: Staphylococcus aureus (bacteria grampositiva), Pseudomonas aeruginosa (bacteria gramnegativa) y Candida albicans (hongo), así como estímulos químicos (PMA, HOCl) en neutrófilos humanos de individuos sanos. Los resultados representativos demuestran la heterogeneidad de los TNE dependiendo de su estímulo inductor en condiciones in vitro comparables, caracterizadas por tinción de ADN-DAPI, inmunotinción para LL37 y cuantificación de la actividad enzimática (NE, CG y MPO).
Se debe obtener una población altamente pura de neutrófilos viables para inducir la liberación de TNE, ya que estas células tienen una vida útil ex vivo limitada de 8 h en promedio, un período dentro del cual se deben realizar todos los experimentos. Para ello, la metodología ideal es el gradiente de doble densidad para optimizar el tiempo de purificación mediante el aislamiento de células no activadas más sensibles a la estimulación exógena, en contraste con el gradiente de Ficoll-Histopaque o las t…
The authors have nothing to disclose.
Este trabajo fue apoyado por una beca de ciencias básicas (#285480) del CONACyT y por el Departamento de Investigación en Inmunología Clínica de la Facultad de Ciencias Bioquímicas de la Universidad Autónoma ‘Benito Juárez’ de Oaxaca. A.A.A, S.A.S.L, y W.J.R.R. tienen becas doctorales de CONACyT números #799779, #660793 y #827788, respectivamente.
24 Well plate for cell culture | Corning | 3526 | |
7-aminoactinomycin D (7-AAD) | BD Pharmingen | 51-668981E | |
96 Well plate for cell culture | Costar | 3596 | Flat bottom |
Agitator | CRM Globe | CRM-OS1 | |
Antibody LL37 | Santa Cruz Biotechnology | sc-166770 | |
Blood collection tubes | BD VACUTAINER | 368171 | K2 EDTA 7.2 mg |
Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) | Sigma-Aldrich | 21878 | |
Centrifuge | Hettich | 1406-01 | |
Coverslip | Madesa | M03-CUB-22X22 | 22 mm x 22 mm |
Dulbecco´s phosphate-buffered saline (DPBS) | Caisson | 1201022 | |
Falcon tubes 50 mL | CORNING | 430829 | |
Flow Cytometry Tubes | Miltenyi Biotec | 5 mL – Without caps | |
FlowJo Software | BD Biosciences | Analyze flow cytometry data | |
Fluorescence microscope | DM 2000 | LEICA | |
Fluoroshield with DAPI | Sigma-Aldrich | F6057 | |
Incubator | NUAIRE | UN-4750 | |
MACSQuant Analyzer | Miltenyi Biotec | Flow cytometer | |
Microplate reader photometer | Clarkson Laboratory – CL | ||
Microtubes 1.5 mL | Zhejiang Runlab Tech | 35200N | wire snap |
Minitab Software | Minitab | Statistical analysis | |
Needles | BD VACUTAINER | 301746 | Diameter 1.34 mm |
Optical microscope | VELAB | VE-B50 | |
Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | Solution for density gradient |
Phosphate Buffered Saline (10x) | Caisson | PBL07-500ML | |
Pyrex culture tubes | CORNING | CLS982025 | N°9820 |
RPMI 1640 1x | Corning | 10-104-CV | contains Glutagro |
Slides | Madesa | PDI257550 | 22 mm x 75 mm |
Trypan Blue solution 0.4% | SIGMA | T8154-100ML |