Ein detailliertes neues Verfahren zur funktionellen Bildgebung von wachen, kopffixierten Ratten wird beschrieben.
Anästhetika, die häufig in der präklinischen und grundlagenwissenschaftlichen Forschung eingesetzt werden, haben einen depressiven Einfluss auf die metabolischen, neuronalen und vaskulären Funktionen des Gehirns und können neurophysiologische Ergebnisse negativ beeinflussen. Die Verwendung wacher Tiere für Forschungsstudien ist vorteilhaft, stellt aber die große Herausforderung dar, die Tiere ruhig und stationär zu halten, um Bewegungsartefakte während der gesamten Datenerfassung zu minimieren. Die Bildgebung im Wachzustand bei kleineren Nagetieren (z. B. Mäusen) ist sehr häufig, bleibt aber bei Ratten selten, da Ratten größer und stärker sind und eine größere Tendenz haben, sich Bewegungsbeschränkungen und Kopffixierungen über die langen Zeiträume zu widersetzen, die für die Bildgebung erforderlich sind. Ein neues Modell der Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten unter Verwendung von maßgeschneiderten handgenähten Schlingen, 3D-gedruckten Kopfimplantaten, Kopfkappen und einem Kopfgestell wird beschrieben. Die Ergebnisse, die nach einem einzigen Versuch mit der Stimulation eines einzelnen Schnurrhaars erzielt wurden, deuten auf eine Zunahme der Intensität der evozierten funktionellen Antwort hin. Die Erfassung der evozierten funktionellen Antwort von wachen, kopffixierten Ratten ist schneller als die von anästhesierten Ratten, zuverlässig, reproduzierbar und kann für wiederholte Längsschnittstudien verwendet werden.
Die meisten grundlegenden, präklinischen und translationalen wissenschaftlichen Neuroimaging-Untersuchungen werden von anästhesierten Tieren gewonnen 1,2. Anästhetika erleichtern das Experimentieren, beeinflussen aber kontinuierlich den Stoffwechsel des Gehirns und des Körpers, den Blutdruck und die Herzfrequenz3. Die Art des Anästhetikums sowie die Dauer und der Verabreichungsweg fügen der Dateninterpretation Störvariablen hinzu, die zur Reproduzierbarkeit und zu Translationsfehlern beitragen können4. Ein großer Engpass bei wachen, kopffixierten Neuroimaging-Studien an Ratten ist die Anforderung, die Ratte während des gesamten Vorbereitungs- und Datenerfassungsprozesses stationär und ruhig zu halten. Kleine Bewegungen erzeugen ungerechtfertigte Bewegungsartefakte, die sich negativ auf die Datenanalyse und -interpretation auswirken können.
Es wurde ein neues Modell der Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten mit maßgeschneiderten Schlingen, dreidimensionalen (3D) gedruckten Kopfimplantaten, Kopfkappen und einem Kopfgestell entwickelt, das mehrere Vorteile für einfache Experimente bietet. Das 3D-Kopfimplantat ist leicht und bedeckt einen kleinen Teil des Schädels, der für die Transfixierung benötigt wird. Die 3D-gedruckten Kopfimplantate und -kappen werden mit Hilfe von CAD-Software (Computer-Aided Design) entworfen. Die Protokolle der Schnurrhaarstimulation, der Datenerfassung, der Datenanalyse und der Ergebnisse von anästhesierten Ratten wurden in früheren Arbeiten ausführlich beschrieben 5,6,7.
Die Verwendung der wachen, kopffixierten Rattenbildgebung bietet viele Vorteile in Bezug auf Benutzerfreundlichkeit und Individualisierung. Die speziell angefertigten Schlingen ermöglichen es, die Ratten durch atmungsaktives Netzmaterial zu wickeln, so dass die Tiere nicht über längere Zeiträume in geschlossene Rückhaltekammern aus Kunststoff eingeschlossen werdenmüssen 10,11. Ratten werden während der langen Dauer aufeinanderfolgender Bildgebungssitzungen…
The authors have nothing to disclose.
Wir danken Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha und Amirsoheil Zareh für ihre Hilfe beim Training der Ratten und bei der Vorbereitung der Schlingen. Die Finanzierung erfolgte durch die National Institutes of Health (NIH, Fördernummer: NS119852) und die Leducq Foundation (Fördernummer: 15CVD02).
Rats | Charles River | Sprague Dawley | |
Isoflurane | Pivetal | 21295098 | General anesthetic |
Lidocaine HCl 2% injection | Phoenix | L-2000-04 | Local anesthetic |
Atropine sulfate injection | Vedco | 5098907512 | Help in respiration |
Lactated Ringer's injection solution | Vedco | 50989088317 | |
Flunixin injection | Vedco | 6064408670 | Pain management |
Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%) | VetOne | 501084 | Avoid infection |
PromAce injection (Acepromazine maleate) | Beohringer Ingelheim | 136059 | |
Animax ointment | Dechra Veterinary Products | 122-75 | active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram |
Puralube ophthalmic ointment | Dechra Veterinary Products | 211-38 | |
Povidone-iodine PVP prep pads | Medline | MDS093917 | Betadine generic |
Isopropyl alcohol swabs | BD | 326895 | |
Vetbond tissue adhesive | 3M | 1469SB | |
Bur (drill bit), standard operatory carbide | SS White Burs | 14829 | #3 bur |
Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel | J.I. Morris | F0090CE125 | Anchor screws |
Stereotaxic system | Kopf Instruments | 1430 | |
Homeothermic heating blanket | Harvard Apparatus | 50-7220-F | |
Pulse oximeter & heart rate monitor | Kent Scientific | MouseStat Jr. | |
Petrolatum | Fisher Scientific | P66-1LB | Vaseline generic |
Wire, bare copper | Fisher Scientific | 15-545-2C | 20 gauge |
Teets Cold Cure powder | Pearson Dental | C73-0054 | active ingredient: Methyl Methacrylate |
Teets Cold Cure liquid | Pearson Dental | C73-0078 | active ingredient: Methyl Methacrylate |
Silicone mold rubber | Smooth-On | Body Double Fast | silicon polymer |
Metricide 28 (Germicide) | Metrex | Oct-05 | |
India ink, black | Pelikan | 301051 | |
Dental drill | NSK Dental | Ultimate XL-F | |
3D printer | Prusa Research | i3 MK3S+ | |
Sew on fasteners | Velcro | 90030 | |
Pet screening utility fabric | Joann | 10173334 | Netting material |
Bur (drill bit), standard operatory carbide | SS White Burs | 14829 | #1 bur |