Summary

Новая высокопроизводительная модель раны овечьей кожи Ex Vivo для тестирования новых антибиотиков

Published: September 16, 2022
doi:

Summary

Протокол описывает пошаговый метод создания модели поврежденной овец ex vivo , инфицированной золотистым стафилококком. Эта высокопроизводительная модель лучше имитирует инфекции in vivo по сравнению с обычными методами микробиологии и предоставляет исследователям физиологически значимую платформу для проверки эффективности новых противомикробных препаратов.

Abstract

Разработка противомикробных препаратов является дорогостоящим процессом со все более низкими показателями успеха, что делает дальнейшие инвестиции в исследования по обнаружению противомикробных препаратов менее привлекательными. Открытие противомикробных препаратов и последующая коммерциализация могут стать более прибыльными, если подход «быстро и безотказно дешево» может быть реализован на этапах оптимизации лидов, где исследователи имеют больший контроль над дизайном и формулированием лекарств. В этой статье описана установка модели поврежденной овец ex vivo , инфицированной золотистым стафилококком, которая является простой, экономически эффективной, высокопроизводительной и воспроизводимой. Бактериальная физиология в модели имитирует, что во время инфекции бактериальная пролиферация зависит от способности патогена повреждать ткани. Установление раневой инфекции подтверждается увеличением жизнеспособного количества бактерий по сравнению с инокулятом. Эта модель может быть использована в качестве платформы для проверки эффективности новых противомикробных препаратов на этапе оптимизации лидов. Можно утверждать, что доступность этой модели предоставит исследователям, разрабатывающим противомикробные препараты, модель «быстро и без сбоев», которая поможет повысить показатели успеха в последующих испытаниях на животных. Модель также будет способствовать сокращению и совершенствованию использования животных для исследований и в конечном итоге позволит быстрее и экономичнее переводить новые противомикробные препараты для инфекций кожи и мягких тканей в клинику.

Introduction

Кожные инфекции являются важной глобальной проблемой, с большими экономическими издержками для поставщиков медицинских услуг во всем мире. Развитие множественной лекарственной устойчивости и образование биопленки патогенами играет ключевую роль в распространенности незаживающих ран 1,2,3,4. В результате этого инфекции кожи и мягких тканей являются одной из наиболее распространенных причин длительной госпитализации и последующей реадмиссии5. Задержки в заживлении ран являются дорогостоящими как для пациента, так и для медицинских работников, причем, по некоторым оценкам, около 6,5 миллионов пациентов ежегодно страдают в США. В Великобритании кожные инфекции и связанные с ними осложнения приводят к примерно 75 000 смертей ежегодно 2,4,6.

Золотистый стафилококк (S. aureus) является грозным раневым возбудителем, часто выделяемым из ран пациента 2,7. Скорость появления множественной лекарственной устойчивости резко возросла в 2000-х годах. В течение этого времени около 60% острых бактериальных инфекций кожи и структуры кожи были положительными для метициллин-резистентного S. aureus1. Растущее число штаммов с множественной лекарственной устойчивостью среди стафилококков, да и других патогенов, в течение последних 2 десятилетий указывает на острую необходимость быстрой разработки антибиотиков с новыми способами действия, которые могут преодолеть резистентность.

Тем не менее, с начала 2000-х годов в программах открытия антибиотиков доминировало более длительное время разработки и низкие показатели успеха, и только 17% новых антибиотиков, поступающих в клинические испытания в США, достигли одобрения рынка8. Это говорит о несоответствии между результатами тестирования in vitro новых антибиотиков и их клиническими результатами. Можно утверждать, что это несоответствие во многом связано с различиями в физиологии бактерий во время инфекций in vivo и во время обычных микробиологических методов при тестировании эффективности антибиотиков на доклинических стадиях in vitro . Поэтому новые лабораторные методы, которые более репрезентативны для бактериальной физиологии во время инфекции, необходимы для улучшения показателей успеха в программах открытия антибиотиков.

Современные методы изучения кожных инфекций включают исследования на живых животных (например, мышах), моделях кожи ex vivo (например, свиней) и 3D-тканеинженерных моделях кожи (например, человека)9,10,11,12. Исследования на живых животных строго регламентированы и имеют относительно низкую пропускную способность. На животных моделях раны и инфекции вызывают значительные страдания у животных и вызывают этические проблемы. Модели кожи человека, ex vivo или тканевые, требуют этического одобрения, соблюдения местного и глобального законодательства (Закон о тканях человека, Хельсинкская декларация), и существуют трудности с приобретением тканей, причем для выполнения некоторых запросов требуются годы для выполнения13,14. Оба типа моделей являются трудоемкими и требуют значительных знаний для обеспечения успеха экспериментов. Некоторые современные модели инфекции кожи ex vivo требуют предварительно инокулированных дисков и добавок для раневого ложа, чтобы обеспечить инфекцию; хотя эти модели невероятно полезны, существуют ограничения в процессе заражения, поскольку добавки ограничивают использование раневого ложа в качестве источника питательных веществ 10,15,16,17. Модель, описанная в этом исследовании, не использует никаких добавок к раневому слою, что гарантирует, что патология инфекции и количество жизнеспособных клеток являются результатом прямого использования раневого ложа в качестве единственного источника питательных веществ.

Учитывая необходимость новых лабораторных методов, была разработана новая высокопроизводительная модель овец ex vivo для использования при оценке эффективности новых антибиотиков. Исследования кожных инфекций сталкиваются со многими проблемами – высокими затратами, этическими проблемами и моделями, которые не показывают полной картины20,21. Модели ex vivo и 3D-модели эксплантата позволяют лучше визуализировать процесс заболевания и влияние, которое лечение может оказать от более клинически значимой модели. Здесь описана установка новой модели овечьей кожи, которая проста, воспроизводима и клинически значима и имеет высокую пропускную способность. Овечья кожа была выбрана, поскольку овцы являются одним из крупных млекопитающих, обычно используемых для моделирования реакций на инфекции in vivo. Кроме того, они легко доступны со скотобоен, обеспечивая постоянный запас кожи для исследований, а их туши не ошпариваются, обеспечивая хорошее качество тканей. В этом исследовании в качестве примера патогена использовался S. aureus; однако модель хорошо работает с другими микроорганизмами.

Protocol

Головы ягнят из скотобойни R.B Elliott и Son Abattoir были использованы в качестве источника образцов кожи в этом проекте. Всех ягнят забивали для потребления в пищу. Вместо того, чтобы отбрасывать головы, они были перепрофилированы для исследований. Этическое одобрение не требовалось, поскольку …

Representative Results

Определение пути стерилизации кожи перед созданием модели раневой инфекции было сложной задачей. Задача заключалась в стерилизации кожи без повреждения различных слоев кожи, что затем может иметь непреднамеренные последствия в результате инфекции. Чтобы определить подходящий режим …

Discussion

Разработка противомикробных препаратов является важным, но дорогостоящим предприятием, которое, по оценкам, стоит около 1 миллиарда долларов и занимает около 15 лет. Более 90% открытий противомикробных препаратов и доклинических исследований эффективности противомикробных препаратов ?…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы поблагодарить EPSRC (EP/R513313/1) за финансирование. Авторы хотели бы также поблагодарить R.B Elliot и Son Abattoir в Калоу, Честерфилд, за предоставление голов ягнят и за то, что они были так любезны на ранних стадиях проекта, Касию Эмери за ее поддержку на протяжении всего развития этого протокола и Фиону Райт из Департамента инфекций, иммунитета и сердечно-сосудистых заболеваний в Университете Шеффилда за обработку образцов гистологии и невероятное содействие на протяжении всего этого проекта.

Materials

24 Well Companion Plate SLS  353504
4 mm Biopsy Punch Williams Medical D7484
50 ml centrifuge tubes Fisher Scientific  10788561
8 mm Biopsy Punch Williams Medical D7488
Amphotericin B solution, sterile Sigma  A2942
Colour Pro Style Cordless Hair Clipper Wahl 9639-2117X Hair Clippers
Dual Oven Incubator SLS OVe1020 Sterilising oven
Epidermal growth factor  SLS E5036-200UG
Ethanol Honeywell 458600-2.5L
F12 HAM Sigma N4888
Foetal bovine serum  Labtech International CA-115/500
Forceps Fisher Scientific 15307805
Hair Removal Cream Veet Not applicable
Heracell VIOS 160i Thermo Scientific 15373212  Tissue culture incubator
Heraeus Megafuge 16R VWR 521-2242 Centrifuge
Homogenizer 220, Handheld Fisher Scientific 15575809
Homogenizer 220, plastic blending cones Fisher Scientific  15585819
Insert Individual 24 well 0.4um membrane VWR International 353095
Insulin, recombinant Human SLS 91077C-1G
Medium 199 (MK media) Sigma M0393
Microplate, cell culture Costar 96 well Fisher Scientific 10687551
Multitron Infors Not applicable Bacterial incubator
PBS tablets Sigma  P4417-100TAB
Penicillin-Streptomycin SLS  P0781
Plate seals Fisher Scientific ESI-B-100
Safe 2020 Fisher Scientific 1284804 Class II microbiology safety cabinet
Scalpel blade number 15 Fisher Scientific O305
Scalpel Swann Morton Fisher Scientific 11849002
Sodium bicarbonate Sigma S5761-1KG
Toothed Allis Tissue Forceps Rocialle RSPU500-322
Tryptic Soy Agar Merck Life Science UK Limited 14432-500G-F
Tryptic Soy Broth Merck Life Science UK Limited 41298-500G-F
Vimoba Tablets Quip Labs VMTAB75BX

Referenzen

  1. Claeys, K. C., et al. Novel application of published risk factors for methicillin-resistant S. aureus in acute bacterial skin and skin structure infections. International Journal of Antimicrobial Agents. 51 (1), 43-46 (2018).
  2. Rahim, K., et al. Bacterial contribution in chronicity of wounds. Microbial Ecology. 73 (3), 710-721 (2017).
  3. Guest, J. F., Fuller, G. W., Vowden, P. Costs and outcomes in evaluating management of unhealed surgical wounds in the community in clinical practice in the UK: A cohort study. BMJ Open. 8 (12), 022591 (2018).
  4. Sen, C. K., et al. Human skin wounds: A major and snowballing threat to public health and the economy. Wound Repair and Regeneration. 17 (6), 763-771 (2009).
  5. Wilcox, M. H., Dryden, M. Update on the epidemiology of healthcare-acquired bacterial infections: Focus on complicated skin and skin structure infections. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 76, (2021).
  6. Han, G., Ceilley, R. Chronic wound healing: A review of current management and treatments. Advances in Therapy. 34 (3), 599-610 (2017).
  7. Percival, S. L., Hill, K. E., Malic, S., Thomas, D. W., Williams, D. W. Antimicrobial tolerance and the significance of persister cells in recalcitrant chronic wound biofilms. Wound Repair and Regeneration. 19 (1), 1-9 (2011).
  8. Dheman, N., et al. An analysis of antibacterial drug development trends in the United States, 1980-2019. Clinical Infectious Diseases. 73 (11), 4444-4450 (2021).
  9. MacNeil, S., Shepherd, J., Smith, L. Production of tissue-engineered skin and oral mucosa for clinical and experimental use. Methods in Molecular Biology. 695, 129-153 (2011).
  10. Yang, Q., et al. Development of a novel ex vivo porcine skin explant model for the assessment of mature bacterial biofilms. Wound Repair and Regeneration. 21 (5), 704-714 (2013).
  11. Malachowa, N., Kobayashi, S. D., Lovaglio, J., Deleo, F. R. Mouse model of Staphylococcus aureus skin infection. Methods in Molecular Biology. 1031, 109-116 (2013).
  12. Brandenburg, K. S., Calderon, D. F., Kierski, P. R., Czuprynski, C. J., Mcanulty, J. F. Novel murine model for delayed wound healing using a biological wound dressing with Pseudomonas aeruginosa biofilms. Microbial Pathogenesis. 122, 30-38 (2018).
  13. Bledsoe, M. J., Grizzle, W. E. The use of human tissues for research: What investigators need to know. Alternatives to Laboratory Animals. , (2022).
  14. Danso, M. O., Berkers, T., Mieremet, A., Hausil, F., Bouwstra, J. A. An ex vivo human skin model for studying skin barrier repair. Experimental Dermatology. 24 (1), 48-54 (2015).
  15. Torres, J. P., et al. Ex vivo murine skin model for B. burgdorferi biofilm. Antibiotics. 9 (9), 1-18 (2020).
  16. Zhao, G., et al. Delayed wound healing in diabetic (db/db) mice with Pseudomonas aeruginosa biofilm challenge: A model for the study of chronic wounds. Wound Repair and Regeneration. 18 (5), 467-477 (2010).
  17. Schierle, C. F., Dela Garza, M., Mustoe, T. A., Galiano, R. D. Staphylococcal biofilms impair wound healing by delaying reepithelialization in a murine cutaneous wound model. Wound Repair and Regeneration. 17 (3), 354-359 (2009).
  18. Trøstrup, H., et al. Pseudomonas aeruginosa biofilm aggravates skin inflammatory response in BALB/c mice in a novel chronic wound model. Wound Repair and Regeneration. 21 (2), 292-299 (2013).
  19. Thompson, M. G., et al. Evaluation of gallium citrate formulations against a multidrug-resistant strain of Klebsiella pneumoniae in a murine wound model of infection. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59 (10), 6484-6493 (2015).
  20. Maboni, G., et al. A novel 3D skin explant model to study anaerobic bacterial infection. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 7, 404 (2017).
  21. Macneil, S. Progress and opportunities for tissue-engineered skin. Nature. 445 (7130), 874-880 (2007).
  22. Theuretzbacher, U., Outterson, K., Engel, A., Karlén, A. The global preclinical antibacterial pipeline. Nature Reviews Microbiology. 18 (5), 275-285 (2019).
  23. Miethke, M., et al. Towards the sustainable discovery and development of new antibiotics. Nature Reviews Chemistry. 5 (10), 726-749 (2021).
  24. Guedes, G. M. M., et al. Ex situ model of biofilm-associated wounds: Providing a host-like environment for the study of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa biofilms. Journal of Applied Microbiology. 131 (3), 1487-1497 (2021).
  25. Johnson, C. J., et al. Augmenting the activity of chlorhexidine for decolonization of Candida auris from porcine skin. Journal of Fungi. 7 (10), 804 (2021).
  26. Horton, M. V., et al. Candida auris Forms High-Burden Biofilms in Skin Niche Conditions and on Porcine Skin. mSphere. 5 (1), 00910-00919 (2020).
  27. Ashrafi, M., et al. Validation of biofilm formation on human skin wound models and demonstration of clinically translatable bacteria-specific volatile signatures. Scientific Reports. 8, 1-16 (2018).
  28. Brackman, G., Coenye, T. In vitro and in vivo biofilm wound models and their application. Advances in Experimental Medicine and Biology. 897, 15-32 (2016).
  29. Rumbaugh, K. P., Carty, N. L. In Vivo Models of Biofilm Infection. Biofilm Infections. , 267-290 (2011).
  30. Boase, S., Valentine, R., Singhal, D., Tan, L. W., Wormald, P. J. A sheep model to investigate the role of fungal biofilms in sinusitis: Fungal and bacterial synergy. International Forum of Allergy & Rhinology. 1 (5), 340-347 (2011).
  31. Williams, D. L., et al. Experimental model of biofilm implant-related osteomyelitis to test combination biomaterials using biofilms as initial inocula. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 100 (7), 1888-1900 (2012).
  32. Scheerlinck, J. P. Y., Snibson, K. J., Bowles, V. M., Sutton, P. Biomedical applications of sheep models: From asthma to vaccines. Trends in Biotechnology. 26 (5), 259-266 (2008).
  33. Metcalfe, A. D., Ferguson, M. W. J. Tissue engineering of replacement skin: The crossroads of biomaterials, wound healing, embryonic development, stem cells and regeneration. Journal of the Royal Society Interface. 4 (14), 413-417 (2007).
  34. Kazemi-Darabadi, S., Sarrafzadeh-Rezaei, F., Farshid, A. A., Dalir-Naghadeh, B. Allogenous skin fibroblast transplantation enhances excisional wound healing following alloxan diabetes in sheep, a randomized controlled trial. International Journal of Surgery. 12 (8), 751-756 (2014).
  35. Martinello, T., et al. Allogeneic mesenchymal stem cells improve the wound healing process of sheep skin. BMC Veterinary Research. 14 (1), 1-9 (2018).
  36. Roberts, C. D., Windsor, P. A. Innovative pain management solutions in animals may provide improved wound pain reduction during debridement in humans: An opinion informed by veterinary literature. International Wound Journal. 16 (4), 968 (2019).
  37. Mazzone, L., et al. Bioengineering and in utero transplantation of fetal skin in the sheep model: A crucial step towards clinical application in human fetal spina bifida repair. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 14 (1), 58-65 (2020).
  38. Olkowska, E., Gržinić, G. Skin models for dermal exposure assessment of phthalates. Chemosphere. 295, 133909 (2022).
  39. Couto, N., et al. Label-free quantitative proteomics and substrate-based mass spectrometry imaging of xenobiotic metabolizing enzymes in ex vivo human skin and a human living skin equivalent model. Drug Metabolism and Disposition. 49 (1), 39-52 (2021).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Regan, H. C., Taylor, A. F., Karunakaran, E. A Novel High-Throughput Ex Vivo Ovine Skin Wound Model for Testing Emerging Antibiotics. J. Vis. Exp. (187), e64041, doi:10.3791/64041 (2022).

View Video