Summary

Sinapsis de cinta de inmunoetiquetado y conteo en cócleas de jerbos jóvenes y ancianos

Published: April 21, 2022
doi:

Summary

Se presenta un protocolo para el procesamiento de cócleas de jerbos adultos jóvenes y ancianos mediante el inmunoetiquetado de las estructuras sinápticas aferentes y las células ciliadas, el apagado de la autofluorescencia en el tejido envejecido, la disección y estimación de la longitud de las cócleas y la cuantificación de las sinapsis en pilas de imágenes obtenidas con imágenes confocales.

Abstract

Se supone que la pérdida de sinapsis de cinta que conectan las células ciliadas internas y las fibras nerviosas auditivas aferentes es una de las causas de la pérdida auditiva relacionada con la edad. El método más común para detectar la pérdida de sinapsis de cinta es el inmunoetiquetado porque permite el muestreo cuantitativo de varias ubicaciones tonotópicas en una cóclea individual. Sin embargo, las estructuras de interés están enterradas profundamente dentro de la cóclea ósea. Los jerbos se utilizan como modelo animal para la pérdida de audición relacionada con la edad. Aquí, se describen los protocolos de rutina para la fijación, el inmunoetiquetado de montajes enteros cocleares de jerbos, las imágenes confocales y la cuantificación de los números y volúmenes de sinapsis de cinta. Además, se destacan los desafíos particulares asociados con la obtención de buen material de personas valiosas que envejecen.

Los jerbos son sacrificados y perfundidos cardiovascularmente, o sus bullas timpánicas se diseccionan cuidadosamente fuera del cráneo. Las cócleas se abren en el ápice y la base y se transfieren directamente al fijador. Independientemente del método inicial, las cócleas se fijan posteriormente y posteriormente se descalcifican. Luego, el tejido se etiqueta con anticuerpos primarios contra estructuras pre y postsinápticas y células ciliadas. A continuación, las cócleas se incuban con anticuerpos secundarios marcados con fluorescencia que son específicos contra sus respectivos primarios. Las cócleas de los jerbos envejecidos se tratan con un silenciador de autofluorescencia para reducir la fluorescencia de fondo típicamente sustancial de los tejidos de los animales más viejos.

Finalmente, las cócleas se diseccionan en 6-11 segmentos. Toda la longitud coclear se reconstruye de tal manera que las ubicaciones cocleares específicas se pueden determinar de manera confiable entre individuos. Las pilas de imágenes confocales, adquiridas secuencialmente, ayudan a visualizar las células ciliadas y las sinapsis en las ubicaciones elegidas. Las pilas confocales se descontorbanican, y las sinapsis se cuentan manualmente utilizando ImageJ, o se lleva a cabo una cuantificación más extensa de las estructuras sinápticas con procedimientos de análisis de imágenes escritos a medida en Matlab.

Introduction

La pérdida de audición relacionada con la edad es una de las enfermedades más prevalentes del mundo que afecta a más de un tercio de la población mundial de 65 años o más1. Las causas subyacentes aún están en debate y se están investigando activamente, pero pueden incluir la pérdida de las sinapsis especializadas que conectan las células ciliadas internas (IHC) con las fibras nerviosas auditivas aferentes2. Estas sinapsis de cinta comprenden una estructura presináptica que tiene vesículas llenas del neurotransmisor glutamato atado a ella, así como receptores postsinápticos de ácido α-amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxazolepropiónico (AMPA) glutamato 3,4,5. En el jerbo, ~ 20 fibras nerviosas auditivas aferentes entran en contacto con un IHC 6,7,8. Las fibras en el IHC frente al modiolus se oponen a las cintas sinápticas grandes, mientras que las fibras que se conectan en el lado del pilar del IHC se enfrentan a pequeñas cintas sinápticas (es decir, en gatos9, jerbos7, conejillos de indias10 y ratones 3,11,12,13,14). Además, en el jerbo, el tamaño de las cintas presinápticas y los parches de glutamato postsináptico se correlacionan positivamente 7,14. Las fibras que se oponen a las cintas grandes en el lado modiolar de la IHC son de calibre pequeño y tienen bajas tasas espontáneas y umbrales altos15. Existe evidencia de que las fibras de baja tasa espontánea son más vulnerables a la exposición al ruido10 y a los fármacos ototóxicos16 que las fibras de bajo umbral altamente espontáneas, que se encuentran en el lado del pilar de los IHC15.

La pérdida de sinapsis de cinta es el evento degenerativo más temprano en la pérdida auditiva relacionada con la edad neuronal coclear, mientras que la pérdida de células ganglionares espirales y sus fibras nerviosas auditivas aferentes se queda atrásde 17,18. Los correlatos electrofisiológicos incluyen registros de respuestas auditivas del tronco encefálico17 y potenciales de acción compuesto8; sin embargo, estos no reflejan las sutilezas de la pérdida de sinapsis, ya que las fibras de baja tasa espontánea no contribuyen a estas medidas16. Las métricas electrofisiológicas más prometedoras son el índice neuronal derivado del potencial de masa19 y la respuesta de tiempo periestímulo20. Sin embargo, estos solo son confiables si el animal no tiene otras patologías cocleares, más allá de la pérdida de fibras nerviosas auditivas, que afecten la actividad de las fibras nerviosas auditivas restantes8. Además, los umbrales evaluados conductualmente en el jerbo no se correlacionaron con los números de sinapsis21. Por lo tanto, la cuantificación confiable de las sinapsis de cinta sobrevivientes y, por lo tanto, el número de fibras nerviosas auditivas funcionales solo es posible mediante el examen directo del tejido coclear.

El jerbo mongol (Meriones unguiculatus) es un modelo animal adecuado para estudiar la pérdida auditiva relacionada con la edad. Tiene una vida útil corta, tiene audición de baja frecuencia similar a la humana, es fácil de mantener y muestra similitudes con patologías humanas relacionadas con la pérdida auditiva relacionada con la edad 2,22,23,24. Los jerbos se consideran envejecidos cuando alcanzan los 36 meses de edad, que está cerca del final de su vida útil promedio22. Es importante destacar que se ha demostrado una pérdida de sinapsis de cinta relacionada con la edad en jerbos criados y envejecidos en ambientes tranquilos 8,21.

Aquí, se presenta un protocolo para inmunoetiquetar, diseccionar y analizar cócleas de jerbos de diferentes edades, desde adultos jóvenes hasta ancianos. Se utilizan anticuerpos dirigidos contra componentes del presinaptaso (CtBP2), parches de receptores de glutamato postsinápticos (GluA2) y IHC (myoVIIa). Se aplica un silenciador de autofluorescencia que reduce el fondo en las cócleas envejecidas y deja intacta la señal de fluorescencia. Además, se da una descripción de cómo diseccionar la cóclea para examinar tanto el epitelio sensorial como la estría vascular. La longitud coclear se mide para permitir la selección de distintas ubicaciones cocleares que corresponden a las mejores frecuencias específicas25. La cuantificación de los números de sinapsis se lleva a cabo con el software gratuito ImageJ26. La cuantificación adicional de los volúmenes y ubicaciones de sinapsis dentro del HC individual se realiza con un software personalizado escrito en Matlab. Este software no se pone a disposición del público, ya que los autores carecen de los recursos para proporcionar documentación y soporte profesional.

Protocol

Todos los protocolos y procedimientos fueron aprobados por las autoridades competentes de Baja Sajonia, Alemania, con los números de permiso AZ 33.19-42502-04-15/1828 y 33.19-42502-04-15/1990. Este protocolo es para jerbos mongoles (M. unguiculatus) de ambos sexos. Adulto joven se refiere a la edad de 3-12 meses, mientras que los jerbos se consideran de 36 meses o más. Cuando no se indique lo contrario, los tampones y las soluciones se pueden preparar y almacenar en el refrigerador hasta por varios meses (4-8 …

Representative Results

Las cócleas se cosecharon después de la perfusión cardiovascular con fijador de todo el animal o se diseccionaron rápidamente después de la eutanasia del animal y se fijaron por inmersión. Con este último método, los IHC permanecieron en su lugar durante la disección, mientras que, en casos de perfusión fallida y, por lo tanto, de tejido insuficientemente fijo, el epitelio sensorial a menudo se destruyó. Tenga en cuenta que los autores encontraron casos en los que la fijación de las cócleas después de la pe…

Discussion

Con el método descrito en este protocolo, es posible inmunoetiquetar IHC y estructuras sinápticas en cócleas de jerbos adultos jóvenes y envejecidos, identificar presuntas sinapsis funcionales mediante la colocalización de elementos pre y postsinápticos, asignarlos a IHC individuales y cuantificar su número, volumen y ubicación. Los anticuerpos utilizados en este enfoque también etiquetaron las células ciliadas externas (OHC; myoVIIa) y sus cintas presinápticas. Además, una alternativa viable para el inmunoe…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores reconocen a Lichun Zhang por ayudar a establecer el método y a la Unidad de Servicio de Microscopía de Fluorescencia, Universidad Carl von Ossietzky de Oldenburg, para el uso de las instalaciones de imágenes. Esta investigación fue financiada por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fundación Alemana de Investigación) bajo la Estrategia de Excelencia de Alemania -EXC 2177/1.

Materials

Albumin Fraction V biotin-free Carl Roth 0163.2
anti-CtBP2 (IgG1 monoclonal mouse) BD Biosciences, Eysins 612044
anti-GluA2 (IgG2a monoclonal mouse) Millipore MAB39
anti-mouse (IgG1)-AF 488 Molecular Probes Inc. A21121
anti-MyosinVIIa (IgG polyclonal rabbit) Proteus Biosciences 25e6790
Blade Holder & Breaker – Flat Jaws Fine Science Tools 10052-11
Bonn Artery Scissors – Ball Tip Fine Science Tools 14086-09
Coverslip thickness 1.5H, 24 x 60 mm Carl Roth LH26.1
Disposable Surgical Blade Henry Schein 0473
donkey anti-rabbit (IgG)-AF647 Life Technologies-Molecular Probes A-31573
Dumont #5 – Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20
Dumont #5SF Forceps Fine Science Tools 11252-00
Ethanol, absolute 99.8% Fisher Scientific 12468750
Ethylenediaminetetraacetic acid Carl Roth 8040.2
Excel Microsoft Corporation
Feather Double Edge Blade PLANO 112-9
G19 Cannula Henry Schein 9003633
goat anti-mouse (IgG2a)-AF568 Invitrogen A-21134
Heparin Ratiopharm N68542.04
Huygens Essentials Scientific Volume Imaging
ImageJ Fiji
Immersol, Immersion oil 518F Carl Zeiss 10539438
Intrafix Primeline Classic, 150 cm (mit Datamatrix Code auf der Sterilverpackung) Braun 4062957E
ISM596D Ismatec peristaltic pump
KL 1600 LED Schott 150.600 light source for stereomicroscope
Leica Application suite X Leica Microsystem CMS GmbH
Leica TCS SP8 system Leica Microsystem CMS GmbH
Matlab The Mathworks Inc.
Mayo Scissors Tungston Carbide ToghCut Fine Science Tools 14512-17
Mini-100 Orbital-Genie Scientific Industries SI-M100 for use in cold environment
Narcoren (pentobarbital) Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH
Nikon Eclipse Ni-Ei Nikon
NIS Elements Nikon Europe B.V.
Paraformaldehyde Carl Roth 0335.3
Petri dish without vents Avantor VWR 390-1375
Phosphate-buffered saline:
Disodium phosphate AppliChem A1046
Monopotassium phosphate Carl Roth 3904.1
Potassium chloride Carl Roth 6781.1
Sodium chloride Sigma Aldrich 31434-M
Screw Cap Containers Sarstedt 75.562.300
Sodium azide Carl Roth K305.1
Student Adson Forceps Fine Science Tools 91106-12
Student Halsted-Mosquito Hemostat Fine Science Tools 91308-12
Superfrost Adhesion Microscope Slides Epredia J1800AMNZ
Triton  X Carl Roth 3051.2
TrueBlack Lipofuscin Autofluorescence Quencher Biotium 23007
Vannas Spring Scissors, 3mm Fine Science Tools 15000-00
Vectashield Antifade Mounting Medium Vector Laboratories H-1000
Vibrax VXR basic IKA 0002819000
VX 7 Dish attachment for Vibrax VXR basic IKA 953300
Wild TYP 355110 (Stereomicroscope) Wild Heerbrugg not available anymore

Referenzen

  1. Liberman, M. C. Noise-induced and age-related hearing loss: new perspectives and potential therapies [version 1; peer review. F1000Research. 6 (927), (2017).
  2. Heeringa, A. N., Koeppl, C. The aging cochlea: Towards unraveling the functional contributions of strial dysfunction and synaptopathy. Hearing. 376, 111-124 (2019).
  3. Liberman, L. D., Wang, H., Liberman, M. C. Opposing gradients of ribbon size and AMPA receptor expression underlie sensitivity differences among cochlear-nerve/hair-cell synapses. The Journal of Neuroscience. 31 (3), 801-808 (2011).
  4. Khimich, D., et al. Hair cell synaptic ribbons are essential for synchronous auditory signalling. Nature. 434 (7035), 889-894 (2005).
  5. Pangršič, T., et al. Hearing requires otoferlin-dependent efficient replenishment of synaptic vesicles in hair cells. Nature Neuroscience. 13 (7), 869-876 (2010).
  6. Meyer, A. C., et al. Tuning of synapse number, structure and function in the cochlea. Nature Neuroscience. 12 (4), 444-453 (2009).
  7. Zhang, L., Engler, S., Koepcke, L., Steenken, F., Koeppl, C. Concurrent gradients of ribbon volume and AMPA-receptor patch volume in cochlear afferent synapses on gerbil inner hair cells. Hearing Research. 364, 81-89 (2018).
  8. Steenken, F., et al. Age-related decline in cochlear ribbon synapses and its relation to different metrics of auditory-nerve activity. Neurobiology of Aging. 108, 133-145 (2021).
  9. Merchan-Perez, A., Liberman, M. C. Ultrastructural differences among afferent synapses on cochlear hair cells: Correlations with spontaneous discharge rate. Journal of Comparative Neurology. 371 (2), 208-221 (1996).
  10. Furman, A. C., Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Noise-induced cochlear neuropathy is selective for fibers with low spontaneous rates. Journal of Neurophysiology. 110 (3), 577-586 (2013).
  11. Gilels, F., Paquette, S. T., Zhang, J., Rahman, I., White, P. M. Mutation of Foxo3 causes adult onset auditory neuropathy and alters cochlear synapse architecture in mice. The Journal of Neuroscience. 33 (47), 18409-18424 (2013).
  12. Yin, Y., Liberman, L. D., Maison, S. F., Liberman, M. C. Olivocochlear innervation maintains the normal modiolar-pillar and habenular-cuticular gradients in cochlear synaptic morphology. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (4), 571-583 (2014).
  13. Paquette, S. T., Gilels, F., White, P. M. Noise exposure modulates cochlear inner hair cell ribbon volumes, correlating with changes in auditory measures in the FVB/nJ mouse. Scientific Reports. 6 (1), 25056 (2016).
  14. Reijntjes, D. O. J., Köppl, C., Pyott, S. J. Volume gradients in inner hair cell-auditory nerve fiber pre- and postsynaptic proteins differ across mouse strains. Hearing Research. 390, 107933 (2020).
  15. Liberman, M. C. Single-neuron labeling in the cat auditory nerve. Science. 216 (4551), 1239-1241 (1982).
  16. Bourien, J., et al. Contribution of auditory nerve fibers to compound action potential of the auditory nerve. Journal of Neurophysiology. 112 (5), 1025-1039 (2014).
  17. Sergeyenko, Y., Lall, K., Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Age-related cochlear synaptopathy: An early-onset contributor to auditory functional decline. The Journal of Neuroscience. 33 (34), 13686-13694 (2013).
  18. Viana, L. M., et al. Cochlear neuropathy in human presbycusis: Confocal analysis of hidden hearing loss in post-mortem tissue. Hearing Research. 327, 78-88 (2015).
  19. Batrel, C., et al. Mass potentials recorded at the round window enable the detection of low spontaneous rate fibers in gerbil auditory nerve. PLoS ONE. 12 (1), 0169890 (2017).
  20. Jeffers, P. W. C., Bourien, J., Diuba, A., Puel, J. -. L., Kujawa, S. G. Noise-induced hearing loss in gerbil: Round window assays of synapse loss. Frontiers in Cellular Neuroscience. 15, 699978 (2021).
  21. Gleich, O., Semmler, P., Strutz, J. Behavioral auditory thresholds and loss of ribbon synapses at inner hair cells in aged gerbils. Experimental Gerontology. 84, 61-70 (2016).
  22. Cheal, M. The gerbil: A unique model for research on aging. Experimental Aging Research. 12 (1), 3-21 (1986).
  23. Gates, G. A., Mills, J. H. Presbycusis. The Lancet. 366 (9491), 1111-1120 (2005).
  24. Ryan, A. F. Hearing sensitivity of the gerbil, Meriones unguiculatis. The Journal of the Acoustical Society of America. 59 (5), 1222-1226 (1976).
  25. Müller, M. The cochlear place-frequency map of the adult and developing gerbil. Hearing Research. 94 (1-2), 148-156 (1996).
  26. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  27. Reijntjes, D. O. J., Breitzler, J. L., Persic, D., Pyott, S. J. Preparation of the intact rodent organ of Corti for RNAscope and immunolabeling, confocal microscopy, and quantitative analysis. STAR Protocols. 2 (2), 100544 (2021).
  28. Hickman, T. T., Hashimoto, K., Liberman, L. D., Liberman, M. C. Synaptic migration and reorganization after noise exposure suggests regeneration in a mature mammalian cochlea. Scientific Reports. 10 (1), 19945 (2020).
  29. Gray, D. A., Woulfe, J. Lipofuscin and aging: a matter of toxic waste. Science of Aging Knowledge Environment: SAGE KE. 2005 (5), 1 (2005).
  30. Li, H. -. S., Hultcrantz, M. Age-related degeneration of the organ of Corti in two genotypes of mice. ORL; Journal for Oto-rhino-laryngology and Its Related Specialties. 56 (2), 61-67 (1994).
  31. Kobrina, A., et al. Linking anatomical and physiological markers of auditory system degeneration with behavioral hearing assessments in a mouse (Mus musculus) model of age-related hearing loss. Neurobiology of Aging. 96, 87-103 (2020).
  32. Moreno-García, A., Kun, A., Calero, O., Medina, M., Calero, M. An overview of the role of lipofuscin in age-related neurodegeneration. Frontiers in Neuroscience. 12, 464 (2018).
  33. Jensen, T., Holten-Rossing, H., Svendsen, I., Jacobsen, C., Vainer, B. Quantitative analysis of myocardial tissue with digital autofluorescence microscopy. Journal of Pathology Informatics. 7, 15 (2016).
  34. Kalluri, R., Monges-Hernandez, M. Spatial gradients in the size of inner hair cell ribbons emerge before the onset of hearing in rats. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (3), 399-413 (2017).
  35. Wu, P. Z., Liberman, L. D., Bennett, K., de Gruttola, V., O’Malley, J. T., Liberman, M. C. Primary neural degeneration in the human cochlea: Evidence for hidden hearing loss in the aging ear. Neurowissenschaften. 407, 8-20 (2019).
check_url/de/63874?article_type=t

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Steenken, F., Bovee, S., Köppl, C. Immunolabeling and Counting Ribbon Synapses in Young Adult and Aged Gerbil Cochleae. J. Vis. Exp. (182), e63874, doi:10.3791/63874 (2022).

View Video