Summary

インスリン産生細胞への分化のためのラット脂肪組織間葉系幹細胞の単離

Published: August 29, 2022
doi:

Summary

脂肪組織由来間葉系幹細胞(Ad−MSC)は、インスリン産生細胞(IPC)に分化するMSCの潜在的な供給源となり得る。このプロトコルでは、ラット精巣上体Ad-MSCの単離と特性評価のための詳細な手順を提供し、続いて同じラットAd-MSCからIPCを生成するためのシンプルで短いプロトコルを提供します。

Abstract

間葉系幹細胞(MSC)、特に脂肪組織から単離されたもの(Ad-MSC)は、倫理的懸念をもたらさない再生可能で豊富な幹細胞源として特に注目されています。しかし、Ad-MSCを分離する現在の方法は標準化されておらず、特別な機器を必要とする複雑なプロトコルを採用しています。我々は、単純で再現可能な方法を用いて、Sprague-Dawleyラットの精巣上体脂肪からAd-MSCを単離した。単離されたAd-MSCは、通常、接着細胞が線維芽細胞性形態を示すため、単離後3日以内に現れる。これらの細胞は、単離後1週間以内に80%のコンフルエントに達する。その後、継代3-5(P3-5)で、CD90、CD73、およびCD105などの特徴的なMSC分化クラスター(CD)表面マーカーに対するイムノフェノタイピングによる単離Ad-MSCの完全な特性評価を行い、これらの細胞を骨形成、脂肪形成、および軟骨形成系統に分化誘導した。これは、次に、単離された細胞の多能性を意味する。さらに、我々は、高グルコースダルベッコ改変イーグル培地(HG-DMEM)、β-メルカプトエタノール、ニコチンアミド、およびエキセンディン-4を組み込むことによって、単純で比較的短いプロトコールを介して、単離されたAd-MSCをインスリン産生細胞(IPC)系統に向けて誘導した。IPCの分化は、まず、MafA、NKX6.1、Pdx-1、およびIns1などの特異的β細胞マーカーの発現レベルを測定すること、ならびに生成されたIPCに対するジチゾン染色を介して遺伝的に評価された。第二に、評価はグルコース刺激インスリン分泌(GSIS)アッセイによっても機能的に実施された。結論として、Ad-MSCは容易に分離でき、すべてのMSC特性評価基準を示し、糖尿病研究のための実験室で豊富で再生可能なIPC源を提供することができます。

Introduction

間葉系幹細胞(MSC)は、間葉系間質細胞としても知られており、再生医療に最も広く使用されている細胞型の1つです1,2。それらは成体幹細胞に分類され、多系統分化能と自己複製能によって特徴付けられる3。MSCは、脂肪組織、骨髄、末梢血、臍帯組織および血液、毛包、および歯を含む様々な供給源から単離および得ることができる4,5

脂肪組織からの幹細胞の単離は、その容易なアクセス、インビトロでの急速な拡大、および高収率のために、魅力的で有望であると考えられている6。脂肪組織由来間葉系幹細胞(Ad−MSC)は、ヒト、ウシ、マウス、ラット、およびより最近ではヤギなどの異なる種から単離することができる7。Ad-MSCは現在、組織工学および遺伝子/細胞療法の潜在的な候補であり、軟部組織の損傷または欠損の長期修復のための自家的代替手段を開発するためにも使用できることが証明されています7,8

国際細胞遺伝子治療学会(ISCT)は、完全な特性評価のためにMSCが示さなければならない3つの最小基準を定義しています9。まず、それらはプラスチックに付着していなければなりません。第二に、MSCは、CD73、CD90、およびCD105などの間葉系幹細胞表面マーカーを発現し、造血マーカーCD45、CD34、CD14またはCD11b、CD79αまたはCD19、およびHLA-DRの発現を欠いている。最後に、MSCは、脂肪細胞、骨細胞、および軟骨細胞の3つの間葉系譜に分化する能力を示すべきである。興味深いことに、MSCはまた、神経細胞、心筋細胞、肝細胞、および上皮細胞などの他の系統に分化することができる10,11

実際、MSCは、さまざまな疾患の再生治療における潜在的な治療薬として適用することを可能にするユニークな特性を持っています。MSCsは可溶性因子を分泌して、治療上の利益をもたらす免疫調節環境を誘導することができる12。さらに、MSCは、標的療法を提供するために、傷害部位および腫瘍微小環境に移行することができる。しかし、そのメカニズムは完全には解明されていない13。さらに、MSCは、エキソソーム、非コードRNA、タンパク質、および可溶性因子の積み荷を運ぶナノスケールの細胞外小胞を分泌する能力を有し、これは最近、様々な疾患におけるMSCの治療可能性の新規メカニズムとして浮上した14

さらに重要なことに、MSCは、遺伝子改変15,16によって、またはin vitro17培養培地中の様々な外因性誘導因子を利用することによって、インスリン産生細胞(IPC)に分化する可能性について顕著な注目を集めている。IPC誘導期間は、使用される誘導プロトコルおよび使用される外因性因子に依存するため、大きく異なる。分化のプロセスは数日から数ヶ月続くことがあり、異なる段階で追加および/または撤回しなければならない外因性誘導因子の組み合わせを必要とする。内分泌膵臓分化に使用されているこれらの因子の多くは、インスリン分泌β細胞の増殖または分化/新生を促進し、および/またはIPCsのインスリン含量を増加させることが示されている生物学的に活性な化合物である18192021MSCsは、セクレトームを含むいくつかのメカニズム、ならびに幅広い免疫調節作用を介して糖尿病およびその合併症において治療効果を有することがここでも報告されていることは注目に値する22,23,24

このプロトコルでは、ラット精巣上体脂肪からのAd-MSCの単離および特性評価のための詳細な段階的プロトコルを提示し、続いてAd-MSCsからのIPCの生成のための単純で比較的短いプロトコルを提示する。

Protocol

すべての実験は承認されたガイドラインに従って実施され、すべての手順はエジプトのカイロにあるエジプトの英国大学(BUE)の薬学部の倫理委員会によって承認されました。Ad-MSC分離プロトコルは、ロペスとスペンサーから採用され、修正15が加えられました。 1. ラット精巣上体脂肪パッドからのAd-MSCの単離 生後1ヶ月以下の体重250?…

Representative Results

広告MSCの分離と特性評価図 2に示すように、脂肪組織から単離された細胞は、単離の翌日から始まる丸みを帯びた線維芽細胞様細胞の不均一な集団を示した(図2A)。単離後4日目に、線維芽細胞は、継代1によって均質な集団として増殖し、数およびサイズの増加を始めた(図2B、C)。これらの細胞は、?…

Discussion

このプロトコルでは、ラット精巣上体脂肪からAd-MSCを単離し、これらのAd-MSCをIPCに分化するための詳細なプロトコルを提示することができました。実際、ラット精巣上体脂肪は、Ad-MSCsを得るための脂肪組織の容易に達成可能な供給源であり、収集にも処理にも特別な装置を必要としない15,26,27。単離されたAd-MSCは、優れた…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我々は、ラットの解剖を支援したエジプト英国大学(BUE)薬学部獣医師スペシャリストのRawda Samir Mohamed博士(MSc)に謝意を表します。

また、エジプトの英国大学マスコミュニケーション学部(BUE)のこの原稿のビデオの制作と編集に対する努力に感謝し、感謝したいと思います。

エジプトの英国大学(BUE)の英語アシスタント講師であるファトマ・マスード嬢に、原稿の改訂と英語の校正に感謝します。

この研究は、エジプトのカイロにあるエジプトの英国大学(BUE)の薬学部の医薬品研究開発センター(CDRD)によって部分的に資金提供されました。

Materials

Albumin, bovine serum Fraction V MP Biomedicals
Alcian Blue 8GX Sigma-Aldrich, USA A3157
Alizarin Red S Sigma-Aldrich, USA A5533
Ammonium hydroxide Fisher Scientific, Germany
Antibody for Rat CD90, FITC Stem Cell Technologies 60024FI
Bovine serum albumin Sigma Aldrich A3912
Calcium Chloride Fisher Scientific, Germany
CD105 Monoclonal Antibody, FITC Thermo Fisher Scientific, Invitrogen, USA MA1-19594
CD34 Polyclonal Antibody Thermo Fisher Scientific, Invitrogen, USA PA5-85917
Chloroform Fisher Scientific, USA
Collagenase type I, powder Gibco, Thermo Fisher, USA 17018029
D-Glucose anhydrous, extra pure Fisher Scientific, Germany G/0450/53
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Fisher Scientific, Germany BP231-100
Dithizone staining Sigma-Aldrich, USA D5130
DMEM – High Glucose 4.5 g/L Lonza, Switzerland 12-604F
DMEM – Low Glucose 1 g/L Lonza, Switzerland 12-707F
DMEM/F12 medium Lonza, Switzerland BE12-719F
DNAse/RNAse free water Gibco Thermo Fisher, USA 10977-035
Ethanol absolute, Molecular biology grade Sigma-Aldrich, Germany 24103
Exendin-4 Sigma-Aldrich, Germany E7144
Fetal Bovine Serum (FBS) Gibco Thermo Fisher, Brazil 10270-106
Formaldehyde 37% Fisher Scientific
Hydrochloric acid (HCl) Fisher Scientific, Germany
Isopropanol, Molecular biology grade Fisher Scientific, USA BP2618500
L-Glutamine Gibco Thermo Fisher, USA 25030-024
Magnesium Chloride (Anhydrous) Fisher Scientific, Germany
Mesenchymal Stem Cell Functional identification kit R&D systems Inc., MN, USA SC006
Nicotinamide Sigma-Aldrich, Germany N0636
Oil Red Stain Sigma-Aldrich, USA O0625
Penicillin-Streptomycin-Amphotericin Gibco Thermo Fisher, USA 15240062
Phosphate buffered saline, 1X, without Ca/Mg Lonza, Switzerland BE17-516F
Potassium Chloride Fisher Scientific, Germany
Rat Insulin ELISA Kit Cloud-Clone Corp., USA CEA682Ra
Sodium Bicarbonate Fisher Scientific, Germany
Sodium Chloride Fisher Scientific, Germany
Sodium Phosphate Dibasic (Anhydrous) Fisher Scientific, Germany
Sodium Phosphate Monobasic (Anhydrous) Fisher Scientific, Germany
SYBR Green Maxima Thermo Scientific, USA K0221
Syringe filter, 0.2 micron Corning, USA 431224
TRIzol Thermo Scientific, USA 15596026
Trypan blue Gibco Thermo Fisher, USA 15250061
Trypsin-Versene-EDTA, 1X Lonza, Switzerland CC-5012
Verso cDNA synthesis kit Thermo Scientific, USA AB-1453/A
β-mercaptoethanol Sigma-Aldrich, Germany M3148

Referenzen

  1. Hmadcha, A., Martin-Montalvo, A., Gauthier, B. R., Soria, B., Capilla-Gonzalez, V. Therapeutic potential of mesenchymal stem cells for cancer therapy. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 43 (2020).
  2. Kamal, M., Kassem, D., Haider, K. H., Haider, K. H. Sources and therapeutic strategies of mesenchymal stem cells in regenerative medicine. Handbook of Stem Cell Therapy. , 1-28 (2022).
  3. Jiang, Y., et al. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow. Nature. 418 (6893), 41-49 (2002).
  4. De Ugarte, D. A., et al. Differential expression of stem cell mobilization-associated molecules on multi-lineage cells from adipose tissue and bone marrow. Immunology Letters. 89 (2-3), 267-270 (2003).
  5. Mosna, F., Sensebe, L., Krampera, M. Human bone marrow and adipose tissue mesenchymal stem cells: A user’s guide. Stem Cells and Development. 19 (10), 1449-1470 (2010).
  6. Camara, B. O. S., et al. Differentiation of canine adipose mesenchymal stem cells into insulin-producing cells: Comparison of different culture medium compositions. Domestic Animal Endocrinology. 74, 106572 (2021).
  7. Ren, Y., et al. Isolation, expansion, and differentiation of goat adipose-derived stem cells. Research in Veterinary Science. 93 (1), 404-411 (2012).
  8. Vallee, M., Cote, J. F., Fradette, J. Adipose-tissue engineering: Taking advantage of the properties of human adipose-derived stem/stromal cells. Pathologie Biologie. 57 (4), 309-317 (2009).
  9. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  10. Gong, W., et al. Mesenchymal stem cells stimulate intestinal stem cells to repair radiation-induced intestinal injury. Cell Death & Disease. 7 (9), 2387 (2016).
  11. Dai, R., Wang, Z., Samanipour, R., Koo, K. I., Kim, K. Adipose-derived stem cells for tissue engineering and regenerative medicine applications. Stem Cells International. 2016, 6737345 (2016).
  12. Ceccarelli, S., Pontecorvi, P., Anastasiadou, E., Napoli, C., Marchese, C. Immunomodulatory effect of adipose-derived stem cells: The cutting edge of clinical application. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 236 (2020).
  13. Karp, J., Leng Teo, G. Mesenchymal stem cell homing: The devil is in the details. Cell Stem Cell. 4 (3), 206-216 (2009).
  14. Andaloussi, S., Mager, I., Breakefield, X. O., Wood, M. J. Extracellular vesicles: Biology and emerging therapeutic opportunities. Nature Reviews Drug Discovery. 12 (5), 347-357 (2013).
  15. Lopez, M. J., Spencer, N. D. In vitro adult rat adipose tissue-derived stromal cell isolation and differentiation. Methods in Molecular Biology. 702, 37-46 (2011).
  16. Karnieli, O., Izhar-Prato, Y., Bulvik, S., Efrat, S. Generation of insulin-producing cells from human bone marrow mesenchymal stem cells by genetic manipulation. Stem Cells. 25 (11), 2837-2844 (2007).
  17. Yang, Y. K., Ogando, C. R., Wang See, C., Chang, T. Y., Barabino, G. A. Changes in phenotype and differentiation potential of human mesenchymal stem cells aging in vitro. Stem Cell Research & Therapy. 9 (1), 131 (2018).
  18. Lee, R. H., et al. Multipotent stromal cells from human marrow home to and promote repair of pancreatic islets and renal glomeruli in diabetic NOD/scid mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (46), 17438-17443 (2006).
  19. Gao, L. R., et al. Overexpression of apelin in Wharton’s jelly mesenchymal stem cell reverses insulin resistance and promotes pancreatic β cell proliferation in type 2 diabetic rats. Stem Cell Research & Therapy. 9 (1), 339 (2018).
  20. Ghoneim, M. A., Refaie, A. F., Elbassiouny, B. L., Gabr, M. M., Zakaria, M. M. From mesenchymal stromal/stem cells to insulin-producing cells: Progress and challenges. Stem Cell Reviews and Reports. 16 (6), 1156-1172 (2020).
  21. Kassem, D. H., Kamal, M. M., El-Kholy, A. E. -. L. G., El-Mesallamy, H. O. Exendin-4 enhances the differentiation of Wharton’s jelly mesenchymal stem cells into insulin-producing cells through activation of various β-cell markers. Stem Cell Research & Therapy. 7, 108 (2016).
  22. Yang, Z., Li, K., Yan, X., Dong, F., Zhao, C. Amelioration of diabetic retinopathy by engrafted human adipose-derived mesenchymal stem cells in streptozotocin diabetic rats. Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 248 (10), 1415-1422 (2010).
  23. Zhang, N., Li, J., Luo, R., Jiang, J., Wang, J. A. Bone marrow mesenchymal stem cells induce angiogenesis and attenuate the remodeling of diabetic cardiomyopathy. Experimental and Clinical Endocrinology & Diabetes. 116 (2), 104-111 (2008).
  24. Zhao, A. G., Shah, K., Freitag, J., Cromer, B., Sumer, H. Differentiation potential of early- and late-passage adipose-derived mesenchymal stem cells cultured under hypoxia and normoxia. Stem Cells International. 2020, 8898221 (2020).
  25. Krishnamurthy, H., Cram, L. S. Basics of flow cytometry. Applications of Flow Cytometry in Stem Cell Research and Tissue. , 1-12 (2010).
  26. Habib, S. A., Kamal, M. M., El-Maraghy, S. A., Senousy, M. A. Exendin-4 enhances osteogenic differentiation of adipose tissue mesenchymal stem cells through the receptor activator of nuclear factor-kappa B and osteoprotegerin signaling pathway. Journal of Cellular Biochemistry. , (2022).
  27. Qi, Y., et al. Adipose-derived mesenchymal stem cells from obese mice prevent body weight gain and hyperglycemia. Stem Cell Research & Therapy. 12 (1), 277 (2021).
  28. Tiryaki, T., Conde-Green, A., Cohen, S. R., Canikyan, S., Kocak, P. A 3-step mechanical digestion method to harvest adipose-derived stromal vascular fraction. Plastic and Reconstructive Surgery – Global Open. 8 (2), 2652 (2020).
  29. Alstrup, T., Eijken, M., Bohn, A. B., Moller, B., Damsgaard, T. E. Isolation of adipose tissue-derived stem cells: Enzymatic digestion in combination with mechanical distortion to increase adipose tissue-derived stem cell yield from human aspirated fat. Current Protocols in Stem Cell Biology. 48 (1), 68 (2019).
  30. Taghizadeh, R. R., Cetrulo, K. J., Cetrulo, C. L. Collagenase impacts the quantity and quality of native mesenchymal stem/stromal cells derived during processing of umbilical cord tissue. Cell Transplantation. 27 (1), 181-193 (2018).
  31. Kamal, M. M., Kassem, D. H. Therapeutic potential of Wharton’s jelly mesenchymal stem cells for diabetes: Achievements and challenges. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 16 (2020).
  32. Gabr, M. M., et al. From human mesenchymal stem cells to insulin-producing cells: Comparison between bone marrow- and adipose tissue-derived cells. BioMed Research International. 2017, 3854232 (2017).
  33. Xin, Y., et al. Insulin-producing cells differentiated from human bone marrow mesenchymal stem cells in vitro ameliorate streptozotocin-induced diabetic hyperglycemia. PLoS One. 11 (1), 0145838 (2016).
  34. Kassem, D. H., Kamal, M. M. Therapeutic efficacy of umbilical cord-derived stem cells for diabetes mellitus: A meta-analysis study. Stem Cell Research & Therapy. 11 (1), 484 (2020).
  35. El-Demerdash, R. F., Hammad, L. N., Kamal, M. M., El Mesallamy, H. O. A comparison of Wharton’s jelly and cord blood as a source of mesenchymal stem cells for diabetes cell therapy. Regenerative Medicine. 10 (7), 841-855 (2015).
  36. Kassem, D. H., Kamal, M. M., El-Kholy, A. E. -. L. G., El-Mesallamy, H. O. Association of expression levels of pluripotency/stem cell markers with the differentiation outcome of Wharton’s jelly mesenchymal stem cells into insulin producing cells. Biochimie. 127, 187-195 (2016).
  37. El-Asfar, R. K., Kamal, M. M., Abd El-Razek, R. S., El-Demerdash, E., El-Mesallamy, H. O. Obestatin can potentially differentiate Wharton’s jelly mesenchymal stem cells into insulin-producing cells. Cell and Tissue Research. 372 (1), 91-98 (2018).
  38. Gabr, M. M., et al. Insulin-producing cells from adult human bone marrow mesenchymal stromal cells could control chemically induced diabetes in dogs: A preliminary study. Cell Transplantation. 27 (6), 937-947 (2018).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Kassem, D. H., Habib, S. A., Badr, O. I., Kamal, M. M. Isolation of Rat Adipose Tissue Mesenchymal Stem Cells for Differentiation into Insulin-producing Cells. J. Vis. Exp. (186), e63348, doi:10.3791/63348 (2022).

View Video