Summary

Isolation, Propagation, and Identification of Bacterial Species with Hydrocarbon Metabolizing Properties from Aquatic Habitats(수생 서식지에서 탄화수소 대사 특성을 가진 박테리아 종의 분리, 번식 및 식별)

Published: December 07, 2021
doi:

Summary

우리는 수생 서식지에서 탄화수소 분해 박테리아를 분리, 번식 및 특성화하는 과정을 제시합니다. 이 프로토콜은 박테리아 분리, 16S rRNA 방법에 의한 식별 및 탄화수소 분해 가능성 테스트에 대해 설명합니다. 이 기사는 연구자들이 환경 샘플에서 미생물 생물 다양성을 특성화하고 특히 생물학적 정화 가능성이 있는 미생물을 선별하는 데 도움이 될 것입니다.

Abstract

탄화수소 오염 물질은 분해에 강하기 쉬우며 환경에 축적되면 모든 생명체에 유독합니다. 박테리아는 수많은 촉매 효소를 암호화하고 자연적으로 탄화수소를 대사할 수 있습니다. 과학자들은 수생 생태계의 생물 다양성을 활용하여 생분해 및 생물학적 정화 가능성이 있는 박테리아를 분리합니다. 환경으로부터 분리된 이러한 물질은 풍부한 대사 경로와 효소를 제공하며, 이는 산업적 규모에서 분해 과정을 확장하는 데 추가로 활용될 수 있습니다. 이 기사에서는 수생 서식지에서 박테리아 종의 분리, 번식 및 식별의 일반적인 과정을 간략하게 설명하고 간단한 기술을 사용하여 시험관 내에서 탄화수소를 유일한 탄소원으로 활용하는 능력을 선별합니다. 본 프로토콜은 16S rRNA 분석을 사용하여 다양한 박테리아 종의 분리 및 후속 식별을 설명합니다. 이 프로토콜은 또한 박테리아 분리주의 탄화수소 분해 가능성을 특성화하기 위한 단계를 제시합니다. 이 프로토콜은 생명 공학 응용을 위해 환경 서식지에서 박테리아 종을 분리하려는 연구자에게 유용할 것입니다.

Introduction

탄화수소(HC)는 연료와 화학 응용 분야 모두에서 광범위하게 사용됩니다. 벤젠, 톨루엔, 자일렌과 같은 방향족 탄화수소가 용매로 널리 사용된다1. 에틸렌 및 프로필렌과 같은 알켄은 각각 폴리에틸렌 및 폴리프로필렌 중합체의 합성에서 전구체 역할을 합니다. 다른 탄화수소 인 스티렌의 중합은 폴리스티렌을 형성합니다. 인위적 활동은 탄화수소를 생산 및 운송 중에 환경에 도입합니다. 토양과 물의 탄화수소 오염은 환경과 인간의 건강에 심각한 문제를 안겨줍니다. 미생물은 생지화학적 순환을 조절하고 오염 물질과 생체 이물학을 포함한 광범위한 기질을 활용하여 탄소와 에너지원으로 전환함으로써 생태계를 유지하는 데 중요한 역할을 합니다. 미생물에 의한 환경 오염 물질의 해독 과정은 생물학적 정화 3,4,5,6,7로 알려져 있다.

탄화수소를 분해하는 능력을 가진 미생물은 수생 및 토양 서식지에서 발견된다 8,9,10. 슈도모나스(Pseudomonas), 아시네토박터(Acinetobacter), 로도코커스(Rhodococcus), 마리노박터(Marinobacter)올레이박터(Oleibacter)와 같이 알칸과 방향족 HC를 분해할 가능성이 있는 많은 박테리아가 확인되었습니다 11. 기술적으로 진보된 배양 독립적 접근법의 개발은 새로운 HC 분해 미생물 군집을 발견하는 데 도움이 되었습니다12. 소스 샘플에서 직접 분리된 게놈 물질은 차세대 염기서열 분석(NGS)과 같은 고처리량 방법으로 증폭 및 시퀀싱된 후 분석되므로 미생물을 배양할 필요가 없습니다. 메타게놈 분석(metagenome analysis)과 같은 NGS 방법은 비용이 많이 들고 증폭 과정과 관련된 단점이 있다13. 탄화수소 분해 미생물의 분리를 목표로 하는 선택적 농축 배양(selective enrichment culture)14과 같은 배양 기술은 연구자들이 박테리아 분리주에서 대사 경로를 조사하고 조작할 수 있게 해주기 때문에 여전히 유용하다.

게놈 DNA 분리 및 게놈 물질의 후속 시퀀싱은 모든 유기체에 대한 귀중한 정보를 보여줍니다. 전체 게놈 시퀀싱은 항생제 내성, 잠재적 약물 표적, 독성 인자, 수송체, 생체 이물 대사 효소 등을 암호화하는 유전자를 식별하는 데 도움이 됩니다15,16,17. 16SrRNA 인코딩 유전자의 시퀀싱은 박테리아 계통발생을 식별하는 강력한 기술임이 입증되었습니다. 수년에 걸쳐 유전자 서열과 기능을 보존하면 알려지지 않은 박테리아를 식별하고 분리된 균주를 가장 가까운 종과 비교하는 신뢰할 수 있는 도구가 됩니다. 또한, 이 유전자의 길이는 생물정보학 분석에 최적이다18. 범용 프라이머를 사용한 유전자 증폭의 용이성 및 유전자 시퀀싱 기술의 개선과 함께 이러한 모든 기능은 미생물 식별을 위한 황금 표준이 되었습니다.

여기에서는 환경 샘플에서 HC 분해 가능성이 있는 배양 가능한 미생물을 회수하는 절차를 설명합니다. 이하에 기술된 방법은 HC-분해성 박테리아의 수집 및 식별을 개략적으로 설명하며, 5개의 섹션으로 나뉩니다: (1) 물 샘플로부터의 박테리아 수집, (2) 순수 배양물의 분리, (3) 박테리아 분리주의 HC-분해 능력 탐색, (4) 게놈 DNA 분리, 및 (5) 16S rRNA 유전자 시퀀싱 및 BLAST 분석에 기초한 식별. 이 절차는 다양한 생명 공학 응용 분야에서 박테리아를 분리하는 데 적용할 수 있습니다.

Protocol

1. 시료 채취, 처리 및 분석 참고: 여기에서는 수생 서식지에서 박테리아를 분리하는 프로토콜을 제시합니다. 분리 물 중 일부는 병원성 일 수 있으므로 장갑을 착용하고 사용 전후에 작업 영역을 소독하십시오. 수역의 다른 위치에서 5개의 멸균 유리병에 500mL의 물 샘플을 수집합니다. pH 측정기와 온도계를 각각 사용하여 각 샘플의 pH와 온도를 측정합니다….

Representative Results

수생 서식지에서 박테리아를 분리 및 스크리닝하고 16S rRNA 분석에 의한 후속 식별을 위한 전체 절차를 요약한 개략도가 그림 1에 나와 있습니다. 인도 다드리(Dadri)의 습지에서 채취한 물 샘플을 멸균 유리병에 담아 즉시 실험실로 가져가 처리했습니다. 샘플을 0.22 μm 기공 크기의 필터 시트에 통과시키고 여과지를 다른 매체 플레이트와 접촉시켰다. 2시간 후, 여…

Discussion

지구상의 박테리아 중 약 1%만이 실험실에서 쉽게 배양될 수 있다는 것은 잘 알려져 있다6. 배양 가능한 박테리아 중에서도 많은 사람들이 특성화되지 않은 채로 남아 있습니다. 분자 방법의 개선은 박테리아 군집의 분석 및 평가에 새로운 차원을 부여했습니다. 그러나 이러한 기술에는 한계가 있지만 문화 분석이 중복되지는 않습니다. 개별 박테리아 종을 분리하기 위한 순수 배…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

유용한 의견과 제안을 해주신 Karthik Krishnan 박사와 RP 연구소 구성원들에게 감사드립니다. DS는 SNU-Doctoral Fellowship과 Earthwatch Institute India Fellowship의 지원을 받고 있습니다. RP 연구소는 Shiv Nadar University의 CSIR-EMR 보조금 및 창업 자금으로 지원됩니다.

Materials

Agarose Sigma-Aldrich A4718 Gel electrophoresis
Ammonium chloride (NH4Cl) Sigma-Aldrich A9434 Growth medium component
Ammonium sulphate Sigma-Aldrich A4418 Growth medium component
Bacto-Agar Millipore 1016141000 Solid media preparation
Calcium chloride (CaCl2) MERCK C4901-500G Growth medium component
Catechol Sigma-Aldrich 135011 Hydrocarbon degradation assay
Cetyltrimethylammonium bromide, CTAB Sigma-Aldrich H6269 Genomic DNA Isolation
Chloroform HIMEDIA MB109 Genomic DNA isolation
Disodium phosphate (Na2HPO4) Sigma-Aldrich S5136 Growth medium component
EDTA Sigma-Aldrich E9884 gDNA buffer component
Ferrous sulphate, heptahydrate (FeSO4.7H20) Sigma-Aldrich 215422 Growth medium component
Glucose Sigma-Aldrich G7021 Growth medium component
Glycerol Sigma-Aldrich G5516 Growth medium component; Glycerol stocks
Isopropanol HIMEDIA MB063 Genomic DNA isolation
LB Agar Difco 244520 Growth medium
Luria-Bertani (LB) Difco 244620 Growth medium
Magnesium sulphate (MgSO4) MERCK M2643 Growth medium component
Manganese (II) sulfate monohydrate (MnSO4.H20) Sigma-Aldrich 221287 Growth medium component
Nutrient Broth (NB) Merck (Millipore) 03856-500G Growth medium
Peptone Merck 91249-500G Growth medium component
Phenol Sigma-Aldrich P1037 Genomic DNA isolation
Potassium phosphate, dibasic (K2HPO4) Sigma-Aldrich P3786 Growth medium component
Potassium phosphate, monobasic (KH2PO4) Sigma-Aldrich P9791 Growth medium component
Proteinase K ThermoFisher Scientific AM2546 Genomic DNA isolation
QIAquick Gel Extraction kit QIAGEN 160016235 DNA purification
QIAquick PCR Purification kit QIAGEN 163038783 DNA purification
R2A Agar Millipore 1004160500 Growth medium
SmartSpec Plus Spectrophotometer BIO-RAD 4006221 Absorbance measurement
Sodium acetate Sigma-Aldrich S2889 Genomic DNA isolation
Sodium chloride (NaCl) Sigma-Aldrich S9888 Growth medium component
Sodium dodecyl sulphate (SDS) Sigma-Aldrich L3771 Genomic DNA isolation
Styrene Sigma-Aldrich S4972 Styrene biodegradation
Taq DNA Polymerase NEB M0273X 16s rRNA PCR
Tris-EDTA (TE) Sigma-Aldrich 93283 Resuspension of genomic DNA
Tryptic Soy Broth (TSB) Merck 22092-500G Growth medium
Yeast extract Sigma-Aldrich Y1625-1KG Growth medium component
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4.7H20) Sigma-Aldrich 221376 Growth medium component

Referenzen

  1. Sirotkin, A. V. Reproductive effects of oil-related environmental pollutants. Encyclopedia of Environmental Health. , 493-498 (2019).
  2. Li, C., Busquets, R., Campos, L. C. Assessment of microplastics in freshwater systems: A review. Science of The Total Environment. 707, 135578 (2020).
  3. Siddiqa, A., Faisal, M. Microbial degradation of organic pollutants using indigenous bacterial strains. Handbook of Bioremediation. , 625-637 (2021).
  4. Hossain, F., et al. Bioremediation potential of hydrocarbon degrading bacteria: isolation, characterization, and assessment. Saudi Journal of Biological Sciences. , (2021).
  5. Wongbunmak, A., Khiawjan, S., Suphantharika, M., Pongtharangkul, T. BTEX biodegradation by Bacillus amyloliquefaciens subsp. plantarum W1 and its proposed BTEX biodegradation pathways. Scientific Reports. 10 (1), 17408 (2020).
  6. Bodor, A., et al. Challenges of unculturable bacteria: environmental perspectives. Reviews in Environmental Science and Bio/Technology. 19 (1), 1-22 (2020).
  7. Phale, P. S., Sharma, A., Gautam, K. Microbial degradation of xenobiotics like aromatic pollutants from the terrestrial environments. Pharmaceuticals and Personal Care Products: Waste Management and Treatment Technology. , 259-278 (2019).
  8. Brooijmans, R. J. W., Pastink, M. I., Siezen, R. J. Hydrocarbon-degrading bacteria: the oil-spill clean-up crew. Microbial Biotechnology. 2 (6), 587-594 (2009).
  9. Sorkhoh, N. A., Ghannoum, M. A., Ibrahim, A. S., Stretton, R. J., Radwan, S. S. Crude oil and hydrocarbon-degrading strains of Rhodococcus rhodochrous isolated from soil and marine environments in Kuwait. Environmental Pollution. 65 (1), 1-17 (1990).
  10. Chaillan, F., et al. Identification and biodegradation potential of tropical aerobic hydrocarbon-degrading microorganisms. Research in Microbiology. 155 (7), 587-595 (2004).
  11. Bôto, M. L., et al. Harnessing the potential of native microbial communities for bioremediation of oil spills in the Iberian Peninsula NW coast. Frontiers in Microbiology. 12, 879 (2021).
  12. Wang, Y., et al. A culture-independent approach to unravel uncultured bacteria and functional genes in a complex microbial community. PloS One. 7 (10), 47530 (2012).
  13. Jovel, J., et al. Characterization of the gut microbiome using 16S or shotgun metagenomics. Frontiers in Microbiology. 7, 459 (2016).
  14. Spini, G., et al. Molecular and microbiological insights on the enrichment procedures for the isolation of petroleum degrading bacteria and fungi. Frontiers in Microbiology. , 2543 (2018).
  15. Pightling, A. W., et al. Interpreting whole-genome sequence analyses of foodborne bacteria for regulatory applications and outbreak investigations. Frontiers in Microbiology. , 1482 (2018).
  16. Salipante, S. J., et al. Application of whole-genome sequencing for bacterial strain typing in molecular epidemiology. Journal of Clinical Microbiology. 53 (4), 1072-1079 (2015).
  17. Lovley, D. R. Cleaning up with genomics: applying molecular biology to bioremediation. Nature Reviews Microbiology. 1 (1), 35-44 (2003).
  18. Janda, J. M., Abbott, S. L. 16S rRNA gene sequencing for bacterial identification in the diagnostic laboratory: pluses, perils, and pitfalls. Journal of Clinical Microbiology. 45 (9), 2761-2764 (2007).
  19. Poindexter, J. S. Biological properties and classification of the Caulobacter group. Bacteriological Reviews. 28 (3), 231-295 (1964).
  20. Reasoner, D. J., Geldreich, E. A new medium for the enumeration and subculture of bacteria from potable water. Applied and Environmental Microbiology. 49 (1), 1-7 (1985).
  21. Pardee, A. B. The genetic control and cytoplasmic expression of “Inducibility” in the synthesis of β-galactosidase by E. coli. Journal of Molecular Biology. 1 (2), 165-178 (1959).
  22. Ely, B. Genetics of Caulobacter crescentus. Methods in Enzymology. 204, 372-384 (1991).
  23. R, C. Gram staining. Current Protocols in Microbiology. , (2005).
  24. Green, M. R., Hughes, H., Sambrook, J., MacCallum, P. Molecular cloning: a laboratory manual. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. , 1890 (2012).
  25. Chauhan, D., Agrawal, G., Deshmukh, S., Roy, S. S., Priyadarshini, R. Biofilm formation by Exiguobacterium sp. DR11 and DR14 alter polystyrene surface properties and initiate biodegradation. RSC Advances. 8 (66), 37590-37599 (2018).
  26. Takeo, M., Nishimura, M., Shirai, M., Takahashi, H., Negoro, S. Purification and characterization of catechol 2,3-Dioxygenase from the aniline degradation pathway of Acinetobacter sp. YAA and its mutant enzyme, which resists substrate inhibition. Bioscience, Biotechnology, Biochemistry. 71, 70079-70080 (2007).
  27. Nguyen, O. T., Ha, D. D. Degradation of chlorotoluenes and chlorobenzenes by the dual-species biofilm of Comamonas testosteroni strain KT5 and Bacillus subtilis strain DKT. Annals of Microbiology. 69 (3), 267-277 (2019).
  28. Hupert-Kocurek, K., Guzik, U., Wojcieszyńska, D. Characterization of catechol 2, 3-dioxygenase from Planococcus sp. strain S5 induced by high phenol concentration. Acta Biochimica Polonica. 59 (3), (2012).
  29. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry. 72 (1-2), 248-254 (1976).
  30. Peterson, G. L., et al. A simplification of the protein assay method of Lowry et al. which is more generally applicable. Analytical Biochemistry. 83 (2), 346-356 (1977).
  31. Chen, W. P., Kuo, T. T. A simple and rapid method for the preparation of gram-negative bacterial genomic DNA. Nucleic Acids Research. 21 (9), 2260 (1993).
  32. William, S., Feil, H., Copeland, A. Bacterial genomic DNA isolation using CTAB. Sigma. 50 (6876), (2012).
  33. Frank, J. A., et al. Critical evaluation of two primers commonly used for amplification of bacterial 16S rRNA genes. Applied and Environmental Microbiology. 74 (8), 2461-2470 (2008).
  34. Sanger, F., Nicklen, S., Coulson, A. R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 74 (12), 5463-5467 (1977).
  35. Johnson, M., et al. NCBI BLAST: a better web interface. Nucleic Acids Research. 36, 5-9 (2008).
  36. Harayama, S., Rekik, M. Bacterial aromatic ring-cleavage enzymes are classified into two different gene families. Journal of Biological Chemistry. 264 (26), 15328-15333 (1989).
  37. Li, X., et al. Efficiency of chemical versus mechanical disruption methods of DNA extraction for the identification of oral Gram-positive and Gram-negative bacteria. The Journal of International Medical Research. 48 (5), 300060520925594 (2020).
  38. Coico, R. Gram staining. Current Protocols in Microbiology. , (2005).
  39. Clarridge, J. E. III Impact of 16S rRNA gene sequence analysis for identification of bacteria on clinical microbiology and infectious diseases. Clinical Microbiology Reviews. 17 (4), 840 (2004).
  40. Dereeper, A., et al. Phylogeny. fr: robust phylogenetic analysis for the non-specialist. Nucleic Acids Research. 36, 465-469 (2008).
  41. Wadowsky, R. M., Wolford, R., McNamara, A. M., Yee, R. B. Effect of temperature, pH, and oxygen level on the multiplication of naturally occurring Legionella pneumophila in potable water. Applied and Environmental Microbiology. 49 (5), 1197-1205 (1985).
  42. du Toit, W. J., Pretorius, I. S., Lonvaud-Funel, A. The effect of sulphur dioxide and oxygen on the viability and culturability of a strain of Acetobacter pasteurianus and a strain of Brettanomyces bruxellensis isolated from wine. Journal of Applied Microbiology. 98 (4), 862-871 (2005).
  43. Johnson, J. S., et al. Evaluation of 16S rRNA gene sequencing for species and strain-level microbiome analysis. Nature Communications. 10 (1), 1-11 (2019).
  44. Kim, E., et al. Design of PCR assays to specifically detect and identify 37 Lactobacillus species in a single 96 well plate. BMC Microbiology. 20 (1), 1-14 (2020).
  45. Poretsky, R., Rodriguez-R, L. M., Luo, C., Tsementzi, D., Konstantinidis, K. T. Strengths and limitations of 16S rRNA gene amplicon sequencing in revealing temporal microbial community dynamics. PLoS ONE. 9 (4), (2014).
  46. Johnson, B. H., Hecht, M. H. Recombinant proteins can be isolated from E. coli cells by repeated cycles of freezing and thawing. Bio/Technology. 12 (12), 1357-1360 (1994).
  47. Rodríguez-Carmona, E., Cano-Garrido, O., Seras-Franzoso, J., Villaverde, A., García-Fruitós, E. Isolation of cell-free bacterial inclusion bodies. Microbial Cell Factories. 9 (1), 71 (2010).
  48. Hoiczyk, E., Hansel, A. Cyanobacterial cell walls: News from an unusual prokaryotic envelope. Journal of Bacteriology. 182 (5), 1191 (2000).
  49. Erstad, S. M., Sakuragi, Y. Easy and efficient permeabilization of cyanobacteria for in vivo enzyme assays using B-PER. Bio-Protocol. 8 (1), (2018).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Sethi, D., Priyadarshini, R. Isolation, Propagation, and Identification of Bacterial Species with Hydrocarbon Metabolizing Properties from Aquatic Habitats. J. Vis. Exp. (178), e63101, doi:10.3791/63101 (2021).

View Video