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電子結晶学研究のための脂質単層法を用いたサンプル調製

Published: November 20, 2021
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Summary

脂質単層は、構造研究のための2次元(2D)タンパク質結晶を形成するための基礎として何十年も使用されてきました。それらは空気水の界面で安定しており、電子のイメージ投射のための薄い支持材料として役立つことができる。ここでは、生物学的研究のための脂質単層を調製するための実証済みのステップを紹介します。

Abstract

電子結晶学は、高解像度の構造決定のための強力なツールです。可溶性または膜タンパク質などの高分子は、好条件下で高度に順序付けられた二次元(2D)結晶に成長させることができます。成長した2D結晶の品質は、2D画像処理による最終的な再構成の分解能にとって非常に重要です。脂質単層は、末梢膜タンパク質や可溶性タンパク質の2D結晶化を促進する支持層として長年にわたり使用されてきました。この方法は、一体膜タンパク質の2D結晶化にも適用できますが、単層への仕切りを促進するために洗剤および透析条件を決定するために、より広範な経験調査が必要です。脂質単層は、水相および非極性のアシル鎖、尾部が空気中に仕切り、表面張力を破り、水面を平らにするような、空気水界面に形成される脂質一層である。頭部群の荷電性または特徴的な化学部分は、溶液中のタンパク質に親和性を提供し、2Dアレイ形成のための結合を促進する。2Dアレイを備えた新しく形成された単層は、結晶アレイを持ち上げて支持するために使用されるカーボンコート銅格子上の電子顕微鏡(EM)に容易に移動することができる。本研究では、極低温電子顕微鏡(クライオ-EM)イメージングのための脂質単層法学的方法論を説明する。

Introduction

2D結晶またはタンパク質のヘリカルアレイを介した電子回折は、好ましい症例1、2、3においてサブナノメートル分解能達成することができる。特に興味深いのは、2D膜タンパク質アレイまたは結晶をほぼネイティブ環境で再構成する1.結晶は特定の空間周波数での構造因子の強度を高める信号増幅器として機能するため、電子結晶学は、単粒子クライオEMよりも小分子などの高解像度で小さいサイズのターゲットを探査することを可能にします。電子ビームは、順序付けられた2Dアレイのタンパク質によって回折することができ、画像面が検出器4に記録される場所に応じて回折パターンまたは格子画像を生成する。回折強度を抽出し、結晶の2D投影構造を再構築するために処理することができます。電子はX線よりも大きな散乱断面を有し、その散乱は主に分子5内の電子と荷電原子とのクーロン相互作用に基づくラザフォードモデルに従う。2D膜結晶の厚さは、通常100nm未満であり、試料6内で動的散乱が起きることなく電子透過に適している。電子結晶学的研究は、膜タンパク質および脂質タンパク質相互作用の高分解能構造情報7、8、9、10、11、12、13、14、15、16、17に対して強力なツールとして得ることを示している。

脂質単層は、空気水界面6で密に詰められたリン脂質からなる1つの脂質層であり、可溶性タンパク質または末梢膜タンパク質18に対する2Dアレイ形成を補助することができる。脂質の密度とそれらの横圧に応じて、脂質分子は、水溶液1、6、19に露出したアシル鎖および親水性ヘッドグループに拡張された空気と水界面に秩序ある2Dアレイを形成することができる。脂質ヘッドグループは、静電相互作用を介してタンパク質と相互作用することができ、または特定のタンパク質ドメインに結合する親和性タグを提供するように改変することができる。例えば、DOGS-NTA-Ni(1,2-ジオレオイル-sn-グリセロ-3-[N-(5-アミノ-1-カルボキシペンチル)イミノジ酢酸)2-Ni2+]は、ポリヒスチジンタグ20、21、22でタンパク質を結合する脂質単層を形成する際によく使用される。また、コレラ毒素Bは、構造研究23,24のための脂質単層にガングリオシドGM1の特定の五糖類結合することができる。脂質のヘッドグループにタンパク質を固定することにより、脂質単層は、高解像度の電子結晶学的研究のために薄い2Dアレイの形成を支援することができます。脂質単層法は、ストレプトアビジン2、25、アネキシンV26、コレラ毒素27、大腸菌ジラーゼBサブユニット28、大腸菌RNAポリメラーゼ25、29、30、カルボキシ性シェルタンパク質31およびHIV-12血糖血症のタンパク質の構造研究のために電子結晶学に使用されてきた33.脂質単層の安定性と化学的性質のために、サンプル調製のための異なる用途がクライオEMイメージング34のために検討されている。しかし、タンパク質アレイ形成には最適化が必要です。

ここでは、クライオEMイメージングのための脂質単層の一般的な調製の詳細と、形成された単層の品質に影響を与える可能性のあるいくつかの考慮事項を提供します。

Protocol

1. テフロンブロックの準備 耐薬品性PTFE(ポリテトラフルオロエチレン)樹脂からテフロンブロックを調製します。一般的なドリルを使用してブロックに穴を開け、その後に 図 1に示した寸法を使用します。 2. 単層脂質製剤 注:推定動作時間:30〜45分 脂質ストック調製 0.01 mg/mL 脂?…

Representative Results

EMグリッド上に堆積した脂質単層は、染色せずに透過型電子顕微鏡(TEM)下で可視化することができる。この単層存在は、ビーム経路に標本を含まない領域とのコントラスト差によって認識することができる。脂質単層被覆率の領域は、空のホールを通る電子ビームは散乱がなく、明るい照明を示すため、カバレッジのない領域よりも局所的なコントラストが低い(図3)。</p…

Discussion

脂質単層は、生体高分子の構造研究のための大きな2D結晶の成長を促進する強力なツールです。空気と水の界面で無傷の脂質単層を作製するには、実験当日に脂質を新たに調製することを強く推奨します。粉末形態で購入した脂質は、リン脂質35を溶解するために一般的に使用されるクロロホルム:メタノール溶媒の混合物を使用して溶解する必要があります。クロロホルム:?…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この原稿の作成は、部分的に米国陸軍研究事務所(W911NF2010321)とアリゾナ州立大学のスタートアップ資金P.-L.Cに支援されました。

Materials

14:0 PC (DMPC) Avanti Lipids 850345 1,2-dimyristoyl-sn-glycero-3-phosphocholine,
1 x 25 mg, 10 mg/mL, 2.5 mL
Bulb for small pipets Fisher Scientific 03-448-21
Chloroform Sigma-Aldrich C2432
Desiccator vacuum Southern Labware 55207
EM grids Electron Microscopy Sciences CF413-50 CF-1.2/1.3-4C 1.2 µm hole, 1.3 µm space
Filter paper GE Healthcare Life Sciences 1001-090 Diameter 90 mm
Glass Pasteur pipets Fisher Scientific 13-678-20A
Hamilton syringe (25 µL) Hamilton Company 80465
Hamilton syringe (250 µL) Hamilton Company 81165
Hamilton syringe (5 µL) Hamilton Company 87930
Hamilton syringe (500 µL) Hamilton Company 203080
Methanol Sigma-Aldrich M1775-1GA
Petri dish VWR 25384-342 100 mm × 15 mm
Teflon block Grainger 55UK05 60 µL wells with side injection ports, manually made
Tweezers Electron Microscopy Sciences 78325 Various styles
Ultra-pure water
Ultrasonic cleaner VWR 97043-996

Referenzen

  1. Raunser, S., Walz, T. Electron crystallography as a technique to study the structure on membrane proteins in a lipidic environment. Annual Review of Biophysics. 38 (1), 89-105 (2009).
  2. Avila-Sakar, A. J., Chiu, W. Visualization of beta-sheets and side-chain clusters in two-dimensional periodic arrays of streptavidin on phospholipid monolayers by electron crystallography. Biophysical Journal. 70 (1), 57-68 (1996).
  3. Braun, T., Engel, A. Two-dimensional electron crystallography. Nature Encyclopedia of Life Sciences. , (2004).
  4. Wang, H. -. W., Wang, J. -. W. How cryo-electron microscopy and X-ray crystallography complement each other. Protein Science: a publication of the Protein Society. 26 (1), 32-39 (2017).
  5. Williams, D. B., Carter, C. B. . Transmission electron microscopy. , (2016).
  6. Abeyrathne, P. D., et al. 1.15 Analysis of 2-D Crystals of Membrane Proteins by Electron Microscopy. Comprehensive Biophysics. , 277-310 (2012).
  7. Muller, M. P., et al. Characterization of Lipid-Protein Interactions and Lipid-Mediated Modulation of Membrane Protein Function through Molecular Simulation. Chemical Reviews. 119 (9), 6086-6161 (2019).
  8. Martínez-Ballesta, M. D. C., Carvajal, M. Mutual Interactions between Aquaporins and Membrane Components. Frontiers in Plant Science. 7, 1322 (2016).
  9. Hite, R. K., Chiu, P. -. L., Schuller, J. M., Walz, T. Effect of lipid head groups on double-layered two-dimensional crystals formed by aquaporin-0. PloS One. 10 (1), 0117371 (2015).
  10. Murata, K., et al. Structural determinants of water permeation through aquaporin-1. Nature. 407 (6804), 599-605 (2000).
  11. Schenk, A. D., et al. The 4.5 A structure of human AQP2. Journal of Molecular Biology. 350 (2), 278-289 (2005).
  12. Gonen, T., et al. Lipid-protein interactions in double-layered two-dimensional AQP0 crystals. Nature. 438 (7068), 633-638 (2005).
  13. Hiroaki, Y., et al. Implications of the aquaporin-4 structure on array formation and cell adhesion. Journal of Molecular Biology. 355 (4), 628-639 (2006).
  14. Gonen, T., Sliz, P., Kistler, J., Cheng, Y., Walz, T. Aquaporin-0 membrane junctions reveal the structure of a closed water pore. Nature. 429 (6988), 193-197 (2004).
  15. Chiu, P. -. L., et al. The structure of the prokaryotic cyclic nucleotide-modulated potassium channel MloK1 at 16 A resolution. Structure. 15 (9), 1053-1064 (2007).
  16. Kowal, J., et al. Ligand-induced structural changes in the cyclic nucleotide-modulated potassium channel MloK1. Nature Communications. 5, 3106 (2014).
  17. Walz, T., Grigorieff, N. Electron Crystallography of Two-Dimensional Crystals of Membrane Proteins. Journal of Structural Biology. 121 (2), 142-161 (1998).
  18. Yeager, M., Dryden, K. A., Ganser-Pornillos, B. K. Lipid monolayer and sparse matrix screening for growing two-dimensional crystals for electron crystallography: methods and examples. Methods in Molecular Biology. 955, 527-537 (2013).
  19. Pal, S. Chapter 6 – Structure analysis and visualization. Fundamentals of Molecular Structural Biology. , 119-147 (2020).
  20. Frey, W., et al. Two-dimensional protein crystallization via metal-ion coordination by naturally occurring surface histidines. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (10), 4937-4941 (1996).
  21. Kubalek, E. W., Le Grice, S. F., Brown, P. O. Two-dimensional crystallization of histidine-tagged, HIV-1 reverse transcriptase promoted by a novel nickel-chelating lipid. Journal of Structural Biology. 113 (2), 117-123 (1994).
  22. Vénien-Bryan, C., et al. Structural study of the response regulator HupR from Rhodobacter capsulatus. Electron microscopy of two-dimensional crystals on a nickel-chelating lipid. Journal of Molecular Biology. 274 (5), 687-692 (1997).
  23. Merritt, E. A., Sarfaty, S., vanden Akker, F., L’Hoir, C., Martial, J. A., Hol, W. G. Crystal structure of cholera toxin B-pentamer bound to receptor GM1 pentasaccharide. Protein Science: a publication of the Protein Society. 3 (2), 166-175 (1994).
  24. Mosser, G., Mallouh, V., Brisson, A. A 9 A two-dimensional projected structure of cholera toxin B-subunit-GM1 complexes determined by electron crystallography. Journal of Molecular Biology. 226 (1), 23-28 (1992).
  25. Edwards, A. M., Darst, S. A., Hemming, S. A., Li, Y., Kornberg, R. D. Epitaxial growth of protein crystals on lipid layers. Nature Structural Biology. 1 (3), 195-197 (1994).
  26. Olofsson, A., Mallouh, V., Brisson, A. Two-dimensional structure of membrane-bound annexin V at 8 A resolution. Journal of Structural Biology. 113 (3), 199-205 (1994).
  27. Ribi, H. O., Ludwig, D. S., Mercer, K. L., Schoolnik, G. K., Kornberg, R. D. Three-dimensional structure of cholera toxin penetrating a lipid membrane. Science. 239 (4845), 1272-1276 (1988).
  28. Celia, H., et al. Three-dimensional model of Escherichia coli gyrase B subunit crystallized in two-dimensions on novobiocin-linked phospholipid films. Journal of Molecular Biology. 236 (2), 618-628 (1994).
  29. Darst, S. A., Kubalek, E. W., Kornberg, R. D. Three-dimensional structure of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme determined by electron crystallography. Nature. 340 (6236), 730-732 (1989).
  30. Schultz, P., et al. Structural study of the yeast RNA polymerase A. Electron microscopy of lipid-bound molecules and two-dimensional crystals. Journal of Molecular Biology. 216 (2), 353-362 (1990).
  31. Dryden, K. A., Crowley, C. S., Tanaka, S., Yeates, T. O., Yeager, M. Two-dimensional crystals of carboxysome shell proteins recapitulate the hexagonal packing of three-dimensional crystals. Protein Science: a publication of the Protein Society. 18 (12), 2629-2635 (2009).
  32. Barklis, E., McDermott, J., Wilkens, S., Fuller, S., Thompson, D. Organization of HIV-1 capsid proteins on a lipid monolayer. The Journal of BIOLOGICAL CHemistry. 273 (13), 7177-7180 (1998).
  33. Barklis, E., et al. Structural analysis of membrane-bound retrovirus capsid proteins. The EMBO Journal. 16 (6), 1199-1213 (1997).
  34. Kelly, D. F., Dukovski, D., Walz, T. Monolayer purification: a rapid method for isolating protein complexes for single-particle electron microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (12), 4703-4708 (2008).
  35. Reis, A., Rudnitskaya, A., Blackburn, G. J., Mohd Fauzi, N., Pitt, A. R., Spickett, C. M. A comparison of five lipid extraction solvent systems for lipidomic studies of human LDL. Journal of Lipid Research. 54 (7), 1812-1824 (2013).
  36. Ueda, E. K. M., Gout, P. W., Morganti, L. Current and prospective applications of metal ion-protein binding. Journal of Chromatography. A. 988 (1), 1-23 (2003).
  37. Dietrich, J., nien-Bryan, C. . Strategies for Two-dimensional Crystallization of Proteins Using Lipid Monolayers. , (2005).
  38. Kuang, Q., Purhonen, P., Hebert, H. Two-Dimensional Crystallization Procedure, from Protein Expression to Sample Preparation. BioMed Research International. 2015, 693869 (2015).
  39. De Zorzi, R., Nicholson, W. V., Guigner, J. -. M., Erne-Brand, F., Vénien-Bryan, C. Growth of large and highly ordered 2D crystals of a K+ channel, structural role of lipidic environment. Biophysical Journal. 105 (2), 398-408 (2013).
  40. Johnson, M. C., Schmidt-Krey, I. Two-dimensional crystallization by dialysis for structural studies of membrane proteins by the cryo-EM method electron crystallography. Methods in Cell Biology. 113, 325-337 (2013).
  41. Rémigy, H. -. W., Caujolle-Bert, D., Suda, K., Schenk, A., Chami, M., Engel, A. Membrane protein reconstitution and crystallization by controlled dilution. FEBS Letters. 555 (1), 160-169 (2003).
  42. Braun, T., Kaufmann, T. C., Rémigy, H., Engel, A. Two-dimensional Crystallization of Membrane Proteins. Encyclopedic Reference of Genomics and Proteomics in Molecular Medicine. , 1936-1942 (2006).
  43. Lebeau, L., Vénien-Bryan, C. Monolayer two-dimensional crystallization of membrane proteins. Methods in Molecular Biology. 955, 59-71 (2013).
  44. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera. Biochimica et Biophysica Acta. 1666 (1-2), 105-117 (2004).
  45. Lebeau, L., et al. Two-dimensional crystallization of a membrane protein on a detergent-resistant lipid monolayer. Journal of Molecular Biology. 308 (4), 639-647 (2001).

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Diesen Artikel zitieren
Truong, C. D., Williams, D. R., Zhu, M., Wang, J. C., Chiu, P. Sample Preparation using a Lipid Monolayer Method for Electron Crystallographic Studies. J. Vis. Exp. (177), e63015, doi:10.3791/63015 (2021).

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