In dieser Studie stellen wir ein effektives und reproduzierbares Protokoll zur Isolierung der Immunpopulationen der murinen Atemwege vor. Wir bieten auch eine Methode zur Identifizierung aller angeborenen und adaptiven Immunzellen, die sich in den Lungen gesunder Mäuse befinden, unter Verwendung eines 9-farbbasierten Durchflusszytometrie-Panels.
Die Atemwege stehen in direktem Kontakt mit der äußeren Umgebung und benötigen ein präzise reguliertes Immunsystem, um Schutz zu bieten und gleichzeitig unerwünschte Reaktionen auf Umweltantigene zu unterdrücken. Lungen beherbergen mehrere Populationen von angeborenen und adaptiven Immunzellen, die Immunüberwachung bieten, aber auch schützende Immunantworten vermitteln. Diese Zellen, die das gesunde Lungenimmunsystem im Gleichgewicht halten, nehmen auch an mehreren pathologischen Zuständen wie Asthma, Infektionen, Autoimmunerkrankungen und Krebs teil. Die selektive Expression von Oberflächen- und intrazellulären Proteinen verleiht den Immunzellen der Lunge einzigartige immunphänotypische Eigenschaften. Folglich spielt die Durchflusszytometrie eine entscheidende Rolle bei der Identifizierung solcher Zellpopulationen während stationärer und pathologischer Zustände. Dieses Papier stellt ein Protokoll vor, das eine konsistente und reproduzierbare Methode beschreibt, um die Immunzellen zu identifizieren, die sich in den Lungen gesunder Mäuse unter stationären Bedingungen befinden. Dieses Protokoll kann jedoch auch verwendet werden, um Veränderungen in diesen Zellpopulationen in verschiedenen Krankheitsmodellen zu identifizieren, um krankheitsspezifische Veränderungen in der Lungenimmunlandschaft zu identifizieren.
Die murinen Atemwege enthalten ein einzigartiges Immunsystem, das für die Bekämpfung von Krankheitserregern und die Aufrechterhaltung der Immunhomöostase verantwortlich ist. Das pulmonale Immunsystem besteht aus zellulären Populationen mit signifikanter Heterogenität in ihrem Phänotyp, ihrer Funktion, ihrem Ursprung und ihrem Standort. Residente alveoläre Makrophagen (AMs), die hauptsächlich aus fetalen Monozyten stammen, befinden sich im alveolären Lumen1, während sich aus dem Knochenmark stammende interstitielle Makrophagen (IMs) im Lungenparenchym befinden2. Sofortnachrichten können durch den Ausdruck CD206 weiter unterteilt werden. CD206+ IMs bevölkern den peribronchialen und perivaskulären Bereich, während sich CD206-IMs am alveolären Interstitium befinden3. In jüngster Zeit wurden einige Unterklassifizierungen von Sofortnachrichten vorgeschlagen3,4,5,6. Obwohl IMs weniger untersucht werden als AMs, unterstützen jüngste Beweise ihre entscheidende Rolle bei der Regulierung des Immunsystems der Lunge7. Darüber hinaus wird CD206 auch in alternativ aktivierten AMs8 ausgedrückt.
Pulmonale dendritische Zellen (DCs) sind eine weitere heterogene Gruppe von Lungenimmunzellen in Bezug auf ihre funktionellen Eigenschaften, ihren Ort und ihre Herkunft. Vier Unterkategorien von DCs wurden in der Lunge beschrieben: konventionelle CD103+ DCs (auch bekannt als cDC1), konventionelle CD11b+ DCs (auch bekannt als cDC2), Monozyten-abgeleitete DCs (MoDCs) und plasmazytoide DCs9,10,11,12,13. Die ersten drei Unterklassen können als Haupthistokompatibilitätskomplex (MHC) II+CD11c+9,10,14,15 definiert werden. Plasmazytoide DCs exprimieren MHC II und sind mittelmäßig positiv für CD11c, exprimieren aber hohe Konzentrationen von B220 und PDCA-19,13,16. In naiven murinen Lungen befinden sich CD103-DCs und CD11b-DCs im Interstitium der Atemwege, während sich plasmazytoide DCs im alveolären Interstitium befinden17.
Zwei Hauptpopulationen von Monozyten befinden sich im stationären Zustand in der Lunge: klassische Monozyten und nicht-klassische Monozyten. Klassische Monozyten sind Ly6C + und sind entscheidend für die anfängliche Entzündungsreaktion. Im Gegensatz dazu sind nicht-klassische Monozyten Ly6C– und wurden weithin als entzündungshemmende Zellen angesehen3,16,18. Kürzlich wurde eine zusätzliche Population von CD64+CD16.2+ Monozyten beschrieben, die aus Ly6C– Monozyten stammen und CD206+ IMs3 entstehen lassen.
Eosinophile treten hauptsächlich in der Lunge während einer Helmintheninfektion oder allergischen Erkrankungen auf. Es gibt jedoch eine kleine Anzahl von Eosinophilen im Lungenparenchym während des stationären Zustands, die als ansässige Eosinophile bekannt sind. Im Gegensatz zu den ansässigen Eosinophilen finden sich entzündliche Eosinophile im Lungeninterstitium und in der bronchoalveolären Lavage (BAL). In Mausmodellen der Hausstaubmilbe (HDM) werden entzündliche Eosinophile nach Antigen-vermittelter Stimulation in die Lunge rekrutiert. Es wurde vorgeschlagen, dass ansässige Eosinophile eine regulatorische Rolle bei der Allergie spielen könnten, indem sie die Sensibilisierung von T helper 2 (Th2) gegenüber HDM19 hemmen.
Im Gegensatz zum Rest der lungenmyeloischen Zellen exprimieren Neutrophile Ly6G, aber nicht CD68 und zeichnen sich durch eine Signatur des CD68-Ly6G+–Immunphänotyps16,20,21 aus. Visualisierungsstudien haben gezeigt, dass die Lunge im stationären Zustand einen Pool von Neutrophilen im intravaskulären Kompartiment reserviert und eine beträchtliche Anzahl extravaskulärer Neutrophilen beherbergt22. Ähnlich wie Eosinophile werden Neutrophile in BAL im stationären Zustand nicht gefunden; Verschiedene Formen der Immunstimulation, wie LPS-Challenge, Asthma oder Lungenentzündung, treiben jedoch Neutrophile in das Alveolarlumen, was zu ihrer Anwesenheit in BAL21,22,23 führt.
Eine beträchtliche Anzahl von CD45+-Zellen der Lunge stellt einen natürlichen Killer (NK), T-Zellen und B-Zellen dar und ist für die meisten myeloischen Marker negativ24. In den Lungen naiver Mäuse können diese drei Zelltypen anhand der Expression von CD11b und MHC II18 identifiziert werden. Etwa 25% der pulmonalen CD45+-Zellen sind B-Zellen, während der Prozentsatz der NK-Zellen in der Lunge höher ist als bei anderen lymphatischen und nicht-lymphatischen Geweben24,25,26. Unter den pulmonalen T-Zellen ist ein beträchtlicher Anteil CD4-CD8– und spielt eine wichtige Rolle bei Atemwegsinfektionen26.
Da die Lunge ein sehr komplexes und einzigartiges Immunsystem beherbergt, wurden mehrere Gating-Strategien zur Identifizierung von Lungenimmunzellen entwickelt und berichtet16,18,20,27. Die hierin beschriebene Gating-Strategie bietet eine umfassende und reproduzierbare Möglichkeit, bis zu 12 verschiedene pulmonale myeloische und nicht-myeloische Immunpopulationen mit 9 Markern zu identifizieren. Zusätzliche Marker wurden verwendet, um die Ergebnisse zu validieren. Darüber hinaus wird eine detaillierte Methode zur Herstellung einer Einzelzellsuspension bereitgestellt, die den Zelltod minimiert und die Identifizierung des vollständigsten Profils des Immunzellkompartiments der Lunge ermöglicht. Es sollte beachtet werden, dass die Identifizierung von Nicht-Immunzellen der Lunge, wie Epithelzellen (CD45-CD326+CD31–), Endothelzellen (CD45-CD326-CD31+), und Fibroblasten einen anderen Ansatz erfordert28,29. Die Identifizierung solcher Populationen ist in dem hier beschriebenen Protokoll und Verfahren nicht enthalten.
Die Identifizierung pulmonaler Immunzellen kann aufgrund der in der Lunge lebenden multiplen Immunzelltypen und ihrer einzigartigen immunphänotypischen Eigenschaften im Vergleich zu ihren in anderen Geweben lebenden Gegenstücken eine Herausforderung darstellen. Unter verschiedenen pathologischen Bedingungen treten Zellen mit ausgeprägten phänotypischen Merkmalen in der Lunge auf. Zum Beispiel führt eine Bleomycin-induzierte Lungenverletzung zur Rekrutierung von zirkulierenden Monozyten-abgeleiteten Makrophagen im Al…
The authors have nothing to disclose.
Diese Arbeit wurde durch die NIH-Zuschüsse R01CA238263 und R01CA229784 (VAB) unterstützt.
10 mL syringe plunger | EXELINT | 26265 | |
18 G needles | BD Precision Glide Needle | 305165 | |
21 G needles | BD Precision Glide Needle | 305195 | |
50 mL conical tubes | Falcon | 3520 | |
70 μm cell strainer | ThermoFisher | 22363548 | |
96-well plates | Falcon/corning | 3799 | |
ACK Lysing Buffer | ThermoFisher | A10492-01 | |
anti-mouse CD11b | Biolegend | 101215 | For details see Table 2 |
anti-mouse CD11c | Biolegend | 117339 / 117337 | For details see Table 2 |
anti-mouse CD45 | Biolegend | 103115 | For details see Table 2 |
anti-mouse CD64 | Biolegend | 139319 | For details see Table 2 |
anti-mouse CD68 | Biolegend | 137009 | For details see Table 2 |
anti-mouse GR-1 | Biolegend | 108433 | For details see Table 2 |
anti-mouse Siglec F | Biolegend | 155503 | For details see Table 2 |
AVERTIN | Sigma-Aldrich | 240486 | |
B220 | Biolegend | 103228 | For details see Table 2 |
Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | 9048-46-8 | |
CD103 | Biolegend | 121405 / 121419 | For details see Table 2 |
CD24 | Biolegend | 138503 | For details see Table 2 |
CD3 | Biolegend | 100205 | For details see Table 2 |
Centrifuge | |||
Collagenase Type 1 | Worthington Biochemical Corp | LS004196 | |
CX3CR1 | Biolegend | 149005 | For details see Table 2 |
DNase I | Millipore Sigma | 10104159001 | |
Ethanol | |||
F4/80 | Biolegend | 123133 | For details see Table 2 |
FcBlock (CD16/32) | Biolegend | 101301 | For details see Table 2 |
Fetal Bovine Serum | R&D Systems | ||
Fine Serrated Forceps | Roboz Surgical Instrument Co | ||
Foxp3 / Transcription Factor Staining Buffer Set | ThermoFisher | 00-5523-00 | |
Futura Safety Scalpel | Merit Medical Systems | SMS210 | |
Live/Dead Fixable Far Read Dead Cell Stain Kit | ThermoFisher | L34973 | For details see Table 2 |
MERTK | Biolegend | 151505 | For details see Table 2 |
MHC-II | Biolegend | 107621 | For details see Table 2 |
NK1.1 | Biolegend | 108705 | For details see Table 2 |
Orbital Shaker | VWR | Model 200 | |
Petri dish | Falcon | 351029 | |
Refrigerated benchtop centrifuge | SORVAL ST 16R | ||
Small curved scissor | Roboz Surgical Instrument Co |