Monitoreo en tiempo real de la respiración mitocondrial en células T primarias humanas diferenciadas por citoquinas
Summary
La adaptación metabólica es fundamental para las células T, ya que dicta la diferenciación, la persistencia y la citotoxicidad. Aquí, se presenta un protocolo optimizado para monitorear la respiración mitocondrial en células T primarias humanas diferenciadas por citoquinas ex vivo .
Abstract
Durante la activación, el metabolismo de las células T se adapta a los cambios que afectan su destino. Un aumento en la fosforilación oxidativa mitocondrial es indispensable para la activación de las células T, y la supervivencia de las células T de memoria depende de la remodelación mitocondrial. En consecuencia, esto afecta el resultado clínico a largo plazo de las inmunoterapias contra el cáncer. Los cambios en la calidad de las células T a menudo se estudian mediante citometría de flujo utilizando marcadores de superficie bien conocidos y no directamente por su estado metabólico. Este es un protocolo optimizado para medir la respiración mitocondrial en tiempo real de las células T humanas primarias utilizando un analizador de flujo extracelular y las citoquinas IL-2 e IL-15, que afectan de manera diferente el metabolismo de las células T. Se ha demostrado que el estado metabólico de las células T se puede distinguir claramente midiendo el consumo de oxígeno al inhibir complejos clave en la vía metabólica y que la precisión de estas mediciones depende en gran medida de la concentración óptima de inhibidores y la estrategia de inyección de inhibidores. Este protocolo estandarizado ayudará a implementar la respiración mitocondrial como un estándar para la aptitud de las células T en el monitoreo y estudio de las inmunoterapias contra el cáncer.
Introduction
El correcto desarrollo y función de las células T son esenciales para la capacidad del sistema inmunitario de reconocer y responder a los antígenos. La fosforilación oxidativa mitocondrial (OxPhos) cambia según el estado de la célula T. Las células T naïve utilizan predominantemente OxPhos para producir ATP, mientras que las células T activadas experimentan una transición metabólica donde la glucólisis se vuelve dominante1. Después de la fase efectora, el pequeño subconjunto restante de células T de memoria vuelve a un estado metabólico dominado por OxPhos2,3. Los cambios de OxPhos siguen la diferenciación de las células T a tal grado que incluso subconjuntos de células T pueden diferenciarse por sus propiedades específicas de OxPhos1. Por el contrario, OxPhos es importante para la función de las células T, y se ha demostrado que la inhibición de OxPhos bloquea la proliferación y la producción de citoquinas de las células T4. Por lo tanto, la capacidad de cuantificar las propiedades de oxPhos de células T de una manera precisa y reproducible es una herramienta poderosa para cualquier persona que trabaje con células T.
En este protocolo, las propiedades de oxPhos de células T se miden utilizando un analizador de flujo extracelular. La función principal de este analizador es medir continuamente el contenido de oxígeno de los medios de crecimiento de las células a analizar. Se supone que el oxígeno eliminado de los medios de crecimiento es absorbido por las células. Al tratar las células con una variedad de inhibidores o modificadores de OxPhos, una caída en la absorción de oxígeno se asocia con la función inhibida o modulada. Por ejemplo, la inhibición de la ATP sintasa conducirá a una absorción celular reducida de oxígeno que de otro modo se utilizaría para producir ATP por fosforilación oxidativa. Otros equipos, incluidos el electrodo Clark y el instrumento Oroboros, ofrecen una funcionalidad similar, y cada instrumento tiene diferentes ventajas y deficiencias. Se puede utilizar una amplia gama de tipos de células para estudios en estos dispositivos, pero un tipo de célula particularmente desafiante son los linfocitos T primarios humanos5. Debido a su pequeño tamaño, pobre supervivencia ex vivo y propiedades no adherentes, las células T primarias humanas pueden ser difíciles de estudiar.
Este es un protocolo para estudiar la respiración mitocondrial de las células T primarias humanas mediante un analizador extracelular. El protocolo se divide en una ejecución de optimización, donde se determinan las concentraciones óptimas de número de células por pozo, así como la concentración óptima de oligomicina y FCCP. Además, se ejecuta un ensayo, donde se utilizan las condiciones optimizadas.
Utilizando PBMC humanos derivados de la sangre y cultivos de células T primarias ex vivo , este protocolo demuestra la importancia de una concentración óptima de inhibidores y la relevancia de usar una inyección separada en lugar de una inyección secuencial de inhibidores mitocondriales cuando se trabaja con tipos de células sensibles. Finalmente, está demostrado que este ensayo puede detectar de manera robusta diferencias sutiles en la respiración mitocondrial tras la polarización con las citoquinas IL-2 e IL-15.
Protocol
Representative Results
Discussion
La cuantificación detallada y correcta de la fosforilación oxidativa es una herramienta indispensable a la hora de describir los estados energéticos de las células T. El estado de aptitud mitocondrial puede estar directamente relacionado con el potencial de activación, supervivencia y diferenciación de las células T1,5. Con este protocolo, es posible determinar las diversas propiedades de la fosforilación oxidativa (ver Tabla 4 para una e…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Kasper Mølgaard y Anne Rahbech recibieron subvenciones de Tømmermester Jørgen Holm og Hustru Elisa f. Hansens Mindelegat. Kasper Mølgaard también recibió una subvención de Børnecancerfonden.
Materials
| 24-well tissue culture plate | Nunc | 142485 | |
| Anti-CD3xCD28 beads | Gibco | 11161D | |
| Antimycin A | Merck | A8674 | |
| Carbonyl cyanide 4-(trifluoromethoxy)-phenylhydrazone (FCCP) | Sigma-Aldrich | C2920 | |
| Cell-Tak | Corning | 354240 | For coating |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Sigma Aldrich | D9170 | |
| Human Serum | Sigma Aldrich | H4522 | Heat inactivated at 56 °C for 30 min |
| IL-15 | Peprotech | 200-02 | |
| IL-2 | Peprotech | 200-15 | |
| Lymphoprep | Stemcell Technologies | 07801 | |
| Oligomycin | Merck | O4876 | |
| PBS | Thermo Fisher | 10010023 | |
| RPMI 1640 | Gibco-Thermo Fisher | 61870036 | |
| Seahorse Calibrant | Agilent Technologies | 102416-100 | |
| Seahorse XF 1.0 M glucose solution | Agilent Technologies | 103577-100 | |
| Seahorse XF 100 mM pytuvate solution | Agilent Technologies | 103578-100 | |
| Seahorse XF 200 mM glutamine solution | Agilent Technologies | 103579-100 | |
| Seahorse XF RPMI medium, pH7.4 | Agilent Technologies | 103576-100 | XF RPMI media |
| Seahorse XFe96 Analyser | Agilent Technologies | Flux analyzer | |
| Seahorse XFe96 cell culture microplates | Agilent Technologies | 102416-100 | XF cell culture plate |
| Seahorse XFe96 sensor cartridge | Agilent Technologies | 102416-100 | |
| Sodium Bicarbonate concentrate 0.1 M (NaHCO3) | Sigma Aldrich | 36486 | |
| Sodium Hydroxide solution 1 N (NaOH) | Sigma Aldrich | S2770-100ML | |
| X-VIVO 15 | Lonza | BE02-060F | |
| T cell beads magnet DynaMag-2 Magnet | Thermo Fisher | 12321D | |
| Seahorse wave | Flux analyzer software |
Referenzen
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