O desenvolvimento embrionário requer coordenação em larga escala do movimento celular. A ablação a laser mediada por dois fótons permite a ablação espacialmente controlada em três dimensões de grandes grupos de células profundas. Além disso, essa técnica pode sondar a reação de células migratórias coletivamente in vivo a perturbações em seu ambiente mecânico.
A morfogênese envolve muitos movimentos celulares para organizar células em tecidos e órgãos. Para o desenvolvimento adequado, todos esses movimentos precisam ser rigorosamente coordenados, e acumular evidências sugere que isso é alcançado, pelo menos em parte, através de interações mecânicas. Testar isso no embrião requer perturbações físicas diretas. As ablações a laser são uma opção cada vez mais utilizada que permite aliviar restrições mecânicas ou isolar fisicamente duas populações celulares uma da outra. No entanto, muitas ablações são realizadas com um laser ultravioleta (UV), que oferece resolução axial limitada e penetração tecidual. Um método é descrito aqui para ablto de volumes profundos, significativos e espacialmente bem definidos usando um microscópio de dois fótons. As ablações são demonstradas em uma linha transgênica de zebrafish expressando a proteína fluorescente verde no mesendoderme axial e usadas para cortar o mesendoderme axial sem afetar o ectoderme sobreceptório ou a célula de gema subjacente. O comportamento celular é monitorado por imagens ao vivo antes e depois da ablação. O protocolo de ablação pode ser usado em diferentes estágios de desenvolvimento, em qualquer tipo de célula ou tecido, em escalas que variam de alguns mícrons a mais de cem mícrons.
As interações célula-célula desempenham papéis vitais no desenvolvimento. As células fornecem sinais que seus vizinhos diretos, ou células mais distantes, podem perceber, influenciando assim seu destino e/ou comportamento. Muitos desses sinais são de natureza química. Por exemplo, nos eventos de indução bem caracterizados, um grupo celular produz moléculas difusíveis que afetam o destino de outra população celular1. Outros sinais, no entanto, são mecânicos; as células exercem forças e restrições sobre seus vizinhos, que os vizinhos percebem e respondem a2.
Uma forma de estudar a importância dessas interações célula-célula in vivo é eliminar algumas células e observar o desenvolvimento subsequente. Infelizmente, as técnicas disponíveis para remover ou destruir células são limitadas. As células podem ser removidas cirurgicamente3,4, usando agulhas ou pequenos fios, mas tais tratamentos são invasivos, não muito precisos, e geralmente realizados sob um estereoscópio, impedindo imagens imediatas sob um microscópio. Além disso, mirar células profundas implica perfurar um buraco em tecidos sobrelvando, criando perturbações indesejadas. Fotosensibilizadores geneticamente codificados, como KillerRed, têm sido usados para induzir a morte celular através da iluminação 5. Fotosensitizers são cromóforos que geram espécies reativas de oxigênio após a irradiação da luz. Sua principal limitação é que eles requerem longas iluminação luminosas (cerca de 15 minutos), o que pode ser difícil de alcançar se as células estão se movendo, e que induzem a morte celular através da apoptose, o que não é imediato.
Finalmente, as ablações a laser foram desenvolvidas e amplamente utilizadas nos últimos 15 anos6,7,8,9,10,11,12. Um raio laser é focado na célula/tecido alvo. Induz sua ablação através do aquecimento, fotoblação ou ablação induzida pelo plasma; o processo envolvido depende da densidade de energia e do tempo de exposição13. A maioria dos protocolos de ablação usam lasers UV para sua alta energia. No entanto, a luz UV é absorvida e espalhada por tecidos biológicos. Assim, mirar células profundas requer uma alta potência laser, que então induz danos em tecidos mais superficiais e fora do avião. Isso limita o uso de lasers UV para estruturas superficiais e explica sua resolução axial relativamente baixa. A óptica não linear (a chamada microscopia de dois fótons) usa propriedades não lineares de luz para excitar um fluoróforo com dois fótons de aproximadamente metade da energia no domínio infravermelho. Quando aplicado a ablações, isso tem três principais vantagens. Primeiro, a luz infravermelha é menos dispersa e menos absorvida do que a luz UV por tecidos biológicos14, permitindo alcançar estruturas mais profundas sem aumentar a potência laser necessária. Em segundo lugar, o uso de um laser pulsado femtosegundo fornece densidades de energia muito altas, criando uma ablação através da indução plasmática, que, ao contrário do aquecimento, não difunde espacialmente15. Em terceiro lugar, a densidade de energia induzindo a formação plasmática é alcançada apenas no ponto focal. Graças a essas propriedades, as ablações a laser de dois fótons podem ser usadas para atingir precisamente células profundas sem afetar o ambiente tecidual circundante.
As migrações coletivas são um excelente exemplo de processos de desenvolvimento nos quais as interações célula-células são fundamentais. As migrações coletivas são definidas como migrações celulares nas quais as células vizinhas influenciam o comportamento de uma célula16. A natureza dessas interações (químicas ou mecânicas) e como elas afetam a migração celular podem variar muito e muitas vezes não são totalmente compreendidas. A capacidade de remover células e observar como isso afeta os outros é fundamental para desvendar ainda mais esses processos coletivos. Há alguns anos, estabelecemos — usando abordagens cirúrgicas — que a migração do polster durante a gastrusão de zebrafish é uma migração coletiva17. O polster é um grupo de células que constitui as primeiras células internalizadoras no lado dorsal do embrião18. Essas células, rotuladas em verde na linha transgênica Tg(gsc:GFP), estão localizadas profundamente no embrião, abaixo de várias camadas de células epiblastos. Durante a gastruação, esse grupo lidera a extensão do mesoderme axial, migrando do organizador embrionário para o polo animal19,20,21,22,23 (Figura 1A). Estabelecemos que as células precisam de contato com seus vizinhos para orientar sua migração na direção do polo animal. No entanto, entender melhor as bases celulares e moleculares dessa migração coletiva envolve a remoção de algumas células para ver como isso influencia as demais. Nós, portanto, desenvolvemos ablações de grandes e profundos volumes usando uma configuração de microscopia de dois fótons. Aqui, demonstramos o uso deste protocolo para cortar o polster em seu meio e observar as consequências na migração celular rastreando núcleos rotulados com Histone2B-mCherry.
Aqui, descrevemos um protocolo que usa óptica não linear para realizar ablações de volume profundas e espacialmente bem definidas. O passo mais crítico do protocolo é encontrar condições de tratamento que forneçam energia suficiente para permitir ablações, mas não muita energia, para evitar detritos excessivos ou cavitação. A quantidade de energia entregue no local alvo depende principalmente de: (1) a potência de saída a laser, (2) a qualidade do alinhamento a laser, (3) a natureza do tecido através do …
The authors have nothing to disclose.
Agradecemos a Emilie Menant pelo cuidado com os peixes, o Polytechnique Bioimaging Facility, em particular Pierre Mahou, pela assistência com imagens ao vivo em seus equipamentos, em parte apoiados por Région Ile-de-France (interDIM) e Agence Nationale de la Recherche (ANR-11-EQPX-0029 Morphoscope2, ANR-10-INBS-04 France BioImaging). Este trabalho foi apoiado pelas bolsas ANR 15-CE13-0016-1, 18-CE13-0024, 20-CE13-0016, e o programa de pesquisa e inovação Horizon 2020 da União Europeia sob o acordo de subvenção Marie Skłodowska-Curie No 840201, a Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche e o Centre National de la Recherche Scientifique.
25x water immersion objective | Olympus | XLPLN25XWMP2 | |
Agarose | PanReac AppliChem | A8963,0500 | |
Data analysis software : Matlab | Math Works | ||
Electro-optic modulator (EOM) | ConOptics | 350-80LA | |
Embryo Medium (EM) solution | Westerfield, M. The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio), 5th Edition. University of Oregon Press, Eugene (Book). (2000). | ||
Environmental chamber chamber | Okolab | H201-T-UNIT-BL | |
EOM driver | ConOptics | 302RM | |
Fluorescence source | Lumencor | SOLA | |
Glass bottom dishes | MatTek | P35G-0-10-C | |
Glass capillaries | Harvard Apparatus | 300085 | Outside diameter 1.0 mm, inside diameter 0.58 mm |
Glass pipettes | Volac | D810 | Tip should be fire polished |
Green/ablation laser | Spectra Physics | Mai Tai HP DeepSee | |
Histone2B-mCherry mRNA | Synthesized from pCS2-H2B-mCherry plasmid (Dumortier& al. 2012) | ||
Image analysis software: IMARIS | Bitplane | ||
ImSpector software | Abberior Instruments Development Team | ||
Injection mold | Adapative Science Tools | I-34 | |
Microloader tips | Eppendorf | 5242956003 | |
Micromanipulator | Narishige | MN-151 | |
Micropipette puller | Sutter | P-1000 | |
mMESSAGE mMACHINE SP6 Transcription Kit | Invitrogen | AM1340 | |
Penicillin-Streptomycin | Thermofisher | 15140-122 | 10 000 units penicillin and 10 mgstreptomycin per ml |
Photomultiplier tube (PMT) | Hammamatsu | H7422-40 | |
PicoPump (Air injector) | World Precision Instrument | PV820 | |
Red laser | Spectra Physics | OPO/Insight DeepSee | |
RNAse free water for injection | Sigma | W3500 | |
Spreadsheet software: Excel | Microsoft | ||
Stereomicroscope | Nikon | SMZ18 | |
Tg(gsc:GFP) zebrafish line | Doitsidou, M. et al. Guidance of primordial germ cell migration by the chemokine SDF-1. Cell. 111 (5), 647–59, doi: doi.org/10.1016/S0092-8674(02)01135-2 (2002). | ||
TriM Scope II microscope | La Vision Biotech |