تصوير الفوتون عبر الحدقة في الجسم الحي لشبكية العين الفأرية
Summary
التصوير في الجسم الحي هو أداة قوية لدراسة علم الأحياء في الصحة والمرض. يصف هذا البروتوكول التصوير عبر الحدقتين لشبكية الفأر باستخدام مجهر قياسي ثنائي الفوتون. كما أنه يوضح اختلافا في طرق التصوير الحي لتسمية مجموعات خلوية متعددة من شبكية العين.
Abstract
تقوم شبكية العين بتحويل الإشارات الضوئية من البيئة إلى إشارات كهربائية تنتشر إلى الدماغ. أمراض الشبكية منتشرة وتسبب ضعف البصر والعمى. إن فهم كيفية تقدم هذه الأمراض أمر بالغ الأهمية لصياغة علاجات جديدة. يعد الفحص المجهري في الجسم الحي في النماذج الحيوانية للمرض أداة قوية لفهم التنكس العصبي وقد أدى إلى تقدم مهم نحو علاج الحالات التي تتراوح من مرض الزهايمر إلى السكتة الدماغية. بالنظر إلى أن شبكية العين هي بنية الجهاز العصبي المركزي الوحيدة التي يمكن الوصول إليها بطبيعتها عن طريق الأساليب البصرية ، فإنها تفسح المجال بشكل طبيعي للتصوير في الجسم الحي. ومع ذلك ، فإن البصريات الأصلية للعدسة والقرنية تمثل بعض التحديات للوصول الفعال إلى التصوير.
يحدد هذا البروتوكول طرق التصوير في الجسم الحي ثنائي الفوتون للمجموعات والهياكل الخلوية في شبكية العين في شبكية الفأر بدقة خلوية ، والتي تنطبق على كل من تجارب التصوير الحادة والمزمنة. يقدم أمثلة على خلايا العقدة الشبكية (RGC) ، وخلية amacrine ، والتصوير الدبقي الصغير ، والأوعية الدموية باستخدام مجموعة من تقنيات وضع العلامات بما في ذلك ناقلات الفيروسات المرتبطة بالغدي (AAV) ، والفئران المعدلة وراثيا ، والأصباغ غير العضوية. الأهم من ذلك ، أن هذه التقنيات تمتد إلى جميع أنواع خلايا شبكية العين ، ويتم وصف الطرق المقترحة للوصول إلى المجموعات الخلوية الأخرى ذات الأهمية. كما تم تفصيل أمثلة على استراتيجيات المعالجة اللاحقة للصور اليدوية للعرض والقياس الكمي. هذه التقنيات قابلة للتطبيق مباشرة على دراسات وظيفة الشبكية في الصحة والمرض.
Introduction
يتطلب التصور في الجسم الحي للجهاز العصبي المركزي عموما إجراءات غازية مثل ترقق الجمجمة وتركيب النوافذ الزجاجية أو عدسات الترحيل البصرية. شبكية العين هي الهيكل الوحيد في الجهاز العصبي الذي يمكن ملاحظته مباشرة دون الحاجة إلى التحضير الغازي لأنه يتلقى الضوء من البيئة أصلا. سهولة الوصول البصري إلى شبكية العين تجعلها نظاما نموذجيا جذابا لدراسة الجهاز العصبي المركزي.
تم استخدام التصوير الفلوري الحي لشبكية العين في الفئران لتتبع وفاة RGC في نماذج الجلوكوما 1،2 ، وإصابة العصب البصري1،3،4 ، والسكتة الدماغية5 ، بالإضافة إلى التغيرات في تنشيط الخلايا الدبقية الصغيرة6،7،8 والأوعية الدموية9 في الظروف التنكسية. يمكن أيضا استخدام الإشارات الجوهرية لتصور المستقبلات الضوئية 10،11،12 والخلايا الظهارية الصبغية في شبكية العين 13. تستخدم العديد من طرق التصوير في الجسم الحي لشبكية العين إما أجهزة عالية التخصص مصممة خصيصا لأغراض طب العيون6 أو أنظمة بصرية معدلة للغاية لتصحيح الانحرافات الأصلية للقرنية والعدسة8،9،11،12،13،14.
يوضح البروتوكول الحالي نهجا للتصوير الحي للإشارات الفلورية في شبكية العين بدقة خلوية ، باستخدام طريقة أساسية للتصحيح الجزئي للبصريات الأمامية لعين الفأر. تتطلب هذه الاستراتيجية تعديلات طفيفة جدا على إعدادات المجهر متعدد الفوتونات التي تستخدم عادة للتصوير في الجسم الحي للدماغ. نظرا لأن هذا النهج سهل الإعداد ، والفئران تحت ضغط قليل ، فإنه يساعد على إجراء تجارب الفاصل الزمني على كل من الفترات الحادة والمزمنة. بالإضافة إلى ذلك ، فإن الإجراءات الجينية والعضوية القائمة على الصبغة التي تصنف مكونات الشبكية الفردية ، بما في ذلك RGCs وخلايا amacrine والخلايا الدبقية الصغيرة والأوعية الدموية ، متوافقة مع تقنية التصوير هذه وتمكن من المراقبة في الجسم الحي لأنواع الخلايا والهياكل الحيوية لوظيفة الشبكية. يمكن تكييف هذه الأدوات لتسمية معظم أنواع الخلايا العصبية الأخرى وكذلك المكونات الدبقية والأوعية الدموية في شبكية العين.
Protocol
Representative Results
Discussion
يتيح إجراء التصوير ثنائي الفوتون الموصوف هنا التصوير الطولي في الجسم الحي لشبكية الفأر. يمكن الحصول على صور قابلة للتكرار لنفس المنطقة من شبكية العين لفترة مستمرة تصل إلى 6 ساعات أو أكثر تحت إيزوفلوران. يمكن أيضا تصوير الماوس في أيام مختلفة باستخدام المعالم الخلوية والأوعية الدموية لتحديد موقع منطقة التصوير نفسها (الشكل 3). تم تطبيق استخدام غمر الجل الشفاف جنبا إلى جنب مع غطاء زجاجي لهذا الغرض سابقا على مجموعة من الإجراءات ، بما في ذلك تصور شبكية العين للحقن تحت الشبكية ، ونماذج إصابة الشبكية التي يسببها الليزر ، وتصوير قاع العين20،21،22.
يمثل تشريح العين تحديات فريدة للتصوير في الجسم الحي ، حيث أن القوة البصرية العالية لقرنية الفأر والعدسة تعيق التصوير المباشر على الرغم من التلميذ دون تصحيح. تعتمد العديد من طرق التصوير الأخرى في الجسم الحي على استخدام عدسة لاصقة مقعرة مستوية لتصحيح البصريات الأمامية لعين الفأر7،17،18،19. مع التصحيح البصري فقط في القرنية ، تؤدي القوة البصرية العالية لعدسة الماوس إلى كمية لا مفر منها من اختلاف المنظر ، خاصة الهياكل في مجال المسح المحيطي ، والتي تظهر على شكل تمدد وحركة متعدية في البعد X-Y في مستويات Z المختلفة. لتقليل التشوه المرتبط باختلاف منظر الصورة في أبعاد X و Y ، من الأهمية بمكان أن يتم توجيه عين الماوس بحيث يكون المستوى المماس لشبكية العين في منطقة التصوير عموديا على مسار ضوء المجهر. الإعداد الموصوف هنا يفضي إلى معالجة دقيقة لزاوية العين لتحقيق هذه المحاذاة. يسمح حامل رأس الماوس القابل للتعديل الذي يسمح بالدوران على طول محورين بإجراء تعديلات يدوية سهلة لزاوية العين حيث يقوم المجرب بالتمرير عبر البعد Z لتقليل اختلاف المنظر. يتحايل هذا الإمالة أيضا على تأثير توقف المجال للتلميذ للسماح بتصوير مناطق أكبر من شبكية العين. كما أن تقييد حامل الرأس يقلل بشكل كبير من القطع الأثرية للحركة الناتجة عن التنفس.
يجب توخي الحذر للحفاظ على وضوح عين الماوس ، حيث ستتدهور جودة الصورة مع التعتيم أثناء التصوير المستمر. تساعد إعادة الاستخدام المتكرر لجل التشحيم أثناء التصوير ، وتطبيق المرهم بعد كل جلسة تصوير على منع العين من الجفاف وتطور العتامة. بعض عتامة القرنية سوف تحل تلقائيا بعد 24-48 ساعة. يوفر استخدام الجل الشفاف وزجاج الغطاء كما هو موضح في هذا البروتوكول جودة صورة مماثلة وتصحيح انحراف مثل العدسات اللاصقة7 ، مع السماح بتعديلات أسهل لزاوية العين دون الحاجة إلى إعادة محاذاة زجاج الغطاء. بالإضافة إلى ذلك ، يوفر الجل ترطيبا مستمرا للعين ، مما يجعل من الممكن إجراء جلسات تصوير حادة تصل إلى عدة ساعات. أخيرا ، نظرا لأن غطاء الزجاج لا يلامس القرنية ، فإنه يسبب الحد الأدنى من تهيج العين الذي قد يقلل من الوضوح البصري لجلسات التصوير المتكررة.
أحد قيود هذا النهج هو حقيقة أن الانحرافات البصرية لا يتم تصحيحها بالكامل. في حين أن هذا يقلل بشدة من الدقة المحورية بسبب اختلاف المنظر الثقيل ، يمكن الحصول على قياسات كمية للسوما في طائرات ذات صورة واحدة. وتجدر الإشارة إلى أنه نظرا لأن شدة إشارة التألق للخلايا العصبية في شبكية العين تعتمد على محاذاة العينة بهذه الطريقة ، فإن أجهزة الاستشعار القائمة على نسبة الإثارة والانبعاث أكثر ملاءمة للتجارب التي تقارن العينات بشكل مزمن عبر جلسات التصوير المختلفة. نهج لتصحيح الانحرافات البصرية على مستوى النظام هو البصريات التكيفية ، والتي تسمح بالدقة تحت الخلوية في شبكية العين8،9،14،21. ومع ذلك ، تتطلب البصريات التكيفية معدات عالية التخصص وخبرة واسعة للتنفيذ.
الطرق البديلة لتصوير الفوتون الشبكي في الجسم الحي هي الفحص المجهري متحد البؤر أو تنظير العين6. يجب أن يكون النهج المقدم هنا قابلا للترجمة بسهولة إلى الفحص المجهري واسع المجال أو متحد البؤر. ربما يكون التصوير بالفوتون الواحد أكثر قوة ويشكل خطرا أقل لإتلاف شبكية العين بسبب الطاقة العالية لليزر ثنائي الفوتون اللازمة لتحقيق تأثير ثنائي الفوتون الفعال من خلال القرنية وعدسة العين. لتجنب تلف الليزر ثنائي الفوتون ، يجب تحديد عتبة طاقة الليزر القصوى تجريبيا عن طريق فحص شبكية العين الكاملة بعد الانتهاء من تجارب التصوير والتلوين المناعي لأنواع الخلايا في الطبقات المصورة. في النظام المعروض هنا ، تم تمييز RGCs بعلامة عموم RGC ، Rbpms ، وكانت الكثافات طبيعية تصل إلى 45 ميجاوات من طاقة التصوير ، بينما تسببت 55 ميجاوات في خسارة كبيرة في RGCs (غير معروضة).
عيب التصوير أحادي الفوتون هو حقيقة أن هذا النهج سيحفز بشدة الدوائر البصرية الأصلية لشبكية العين مقارنة بالتصوير ثنائي الفوتون23. أظهرت التجارب السابقة باستخدام حوامل الشبكية الكاملة أو مستحضرات فنجان العين أن المسح بالليزر ثنائي الفوتون يثير تنشيط الدائرة التي تكون عابرة إلى حد كبير24. هنا ، يظهر تصوير نشاط RGC باستخدام مستشعر Ca 2+ Twitch2b أن بداية المسح بالليزر تحفز ارتفاعات Ca 2+ ، والتي تعود إلى خط الأساس على مدار5-20 ثانية في معظم RGCs (الشكل 8). بالنظر إلى أن قوة الليزر في هذا البروتوكول تقع في نطاق التجارب السابقة التي أبلغت عن استجابة ضوء الشبكية في الجسم الحي8 ، فمن المحتمل أن تكون الطريقة الموصوفة حاليا قابلة لتسجيلات نشاط الدائرة في شبكية العين. هذه الاعتبارات مهمة للتجارب التي قد تتأثر بنشاط الدائرة.
يوضح هذا البروتوكول التصوير في الجسم الحي لنوعين من الخلايا العصبية في شبكية العين ، RGCs وخلايا amacrine. يمكن تحقيق علامات مماثلة لأنواع الخلايا الرئيسية الأخرى ، بما في ذلك الخلايا الأفقية (Cx57-Cre25) ، والخلايا ثنائية القطب (Chx10-Cre 26 ؛ mGluR6-GFP27) ، والمستقبلات الضوئية المخروطية (S- أو M-opsin-Cre 28) ، والمستقبلات الضوئية للقضيب (Nrl-Cre 29) ، و Müller glia (Foxg1-Cre 26) ، و pericytes (NG2-DsRed9). تتوفر أيضا الفئران المعدلة وراثيا لتسمية مجموعات فرعية منفصلة من RGCs (على سبيل المثال ، KCNG4-Cre ل αRGCs30 ؛ OPN4-Cre ل ipRGCs31 ؛ JAM-B-CreER ل J-RGCs 32) وخلايا amacrine (على سبيل المثال ، ChAT-Cre لخلايا amacrine النجمية26 ومحركات محفز الببتيد العصبي لمختلف الأنواع الفرعية لخلايا amacrine 3,34). يمكن استخدام النواقل الفيروسية لاستهداف مجموعات خلايا معينة بدلا من الفئران المعدلة وراثيا. الحقن داخل الجسم الزجاجي من AAV2 مع عنصر محفز CAG في كل مكان بشكل حصري تقريبا تسمية RGCs وخلايا amacrine والخلايا الأفقية25. يسمح إقران قفيصة AAV2.7m8-Y444F المعدلة ببنية مروج mGluR6 الهندسية بوضع علامات واسعة على الخلايا ثنائية القطبON 35. تؤدي الحقن تحت الشبكية من AAV إلى إثراء المستقبلات الضوئية ، مع النمط المصلي AAV2 / 5 الذي يتمتع بأعلى كفاءة نقل36. Shh10 ، بروتين قفيصة AAV6 معدل ، مقترنا بعناصر محفزة للبروتين الحمضي الليفي الدبقي تم إثباته بشكل خاص ب Müller glia37.
يمكن استخدام القدرة على مراقبة الخلايا في الجهاز العصبي المركزي بنهج غير جراحي تماما لدراسة كل من الخصائص الأساسية للدوائر العصبية8 ، وكذلك آليات التنكس العصبي3،4،5،6،38. تستهدف العديد من الأمراض المسببة للعمى المجموعات الخلوية في شبكية العين ، وقد تم استخدام أساليب التصوير في الجسم الحي في الفئران لدراسة إصابة العصب البصري1،3،4 ، والضمور البقعي13 ، والسكتة الدماغية5 ، والزرق2،6 ، والتهاب القزحية7. علاوة على ذلك ، تظهر العديد من الحالات التنكسية العصبية للجهاز العصبي المركزي في شبكية العين بما في ذلك مرض الزهايمر39 والتصلب المتعدد40 ومرض باركنسون41. لذلك ، يمكن تطبيق هذه التقنية التي يمكن الوصول إليها بسهولة للتصوير في الجسم الحي لشبكية العين كأداة لدراسة مجموعة واسعة من الحالات التنكسية العصبية.
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم دعم هذا العمل من خلال منح من مؤسسة البحث لمنع العمى (جائزة التطوير الوظيفي ل P.R.W. ومنحة غير مقيدة لقسم طب العيون والعلوم البصرية في كلية الطب بجامعة واشنطن في سانت لويس) ، وأبحاث الجلوكوما الوطنية (برنامج مؤسسة برايت فوكس) ، ومركز ماكدونيل لبيولوجيا الأعصاب الخلوية والجزيئية. ZW مدعوم بجائزة خدمة البحوث الوطنية المؤسسية T32 EY013360. تم دعم هذا العمل أيضا من قبل مركز الأمل للناقلات الفيروسية الأساسية في كلية الطب بجامعة واشنطن.
Materials
| #1.5 coverslip | ThermoFisher | 152440 | Richard-Allan #1.5 24 mm x 40 mm |
| 50 mL glass syringe | Hamilton | 80950 | 22G cemented needle |
| Adeno-associated virus (AAV2) | Hope Center Viral Core | NA | |
| Anesthesia Air Pump | RWD Life Science | R510-30 | |
| Atropine | Sigma | A0132 | For pupil dilator solution |
| Basic Small Animal Anesthesia Device | RWD Life Science | R500IE | |
| Borosilicate glass capillary | Sutter | B150-86-10 | Outside diameter 1.50 mm, inside diameter 0.86 mm, length 10 cm |
| CFP/YFP filter cube | Chroma | custom | 480/40, 505 long pass, 535/30 |
| ChromoFlex – Two channel PMT detection unit | Scientifica | S-MPLG-1002 | |
| Circulating heating pump | Braintree Scientific | tp-700 | Set to 37 °C |
| Cling film | VWR | 10713-916 | |
| Compact Filter Holder | ThorLabs | DH1 | Holds coverslip over mouse eye |
| Cx3cr1-GFP transgenic mice (B6.129P2(Cg)-Cx3cr1tm1Litt/J) | The Jackson Laboratory | 005582 | |
| DAQ controller chassis | National Instruments | PXIe-1073 | |
| Data acquisition device | National Instruments | BNC-2090A | |
| Evans Blue dye | Fisher Scientific | AAA1677409 | |
| FPGA module with digitizer | National Instruments | NI-5734 | |
| Gas Evacuation Apparatus | RWD Life Science | R546W | |
| GenTeal Severe lubricant eye gel | Alcon | (from local pharmacy) | For use during imaging |
| GFP/Red filter cube | Chroma | custom | 535/30, 560 long pass, 605/70 |
| Heating pad | McKesson Medical and Surgical | 190147 | |
| HyperScope Launch Optics for use with Pockels Cell | Scientifica | S-MP-101080 | |
| HyperScope Main module | Scientifica | S-MP-100466 | |
| HyperScope Scan Path | Scientifica | S-MP-100406 | |
| HyperScope X galvo Module | Scientifica | MP-100443 | |
| ImageJ Fiji software | Freeware | ||
| Isoflurane | Patterson Veterinary | NDC 14043-704-06 | |
| Isoflurane gas filter cannister (active scavenging) | RWD Life Science | R510-31 | |
| Isoflurane gas filter cannister (passive scavenging) | RWD Life Science | R510-31S | |
| ketamine HCl (100 mg/mL) | Vedco | NDC 50989-161-06 | |
| M32 to M26 adapter | ThorLabs | M32M26S | |
| MaiTai GUI software | Spectra-Physics | NA | |
| MATLAB software | MathWorks | NA | R2015b |
| meloxicam (5 mg/mL) | Boehringer Ingelheim | NDC 0010-6013-01 | Analgesic |
| Micorscope Objective | Edmund Optics | 46-404 | Mitutoyo WE715042319 |
| micropipette puller | Sutter | Flaming/Brown Model P-97 | |
| Mineral oil | Fisher | BP2629-1 | |
| Mini bulldog hemostatic clamp | Fine Science Tools | 18053-28 | |
| Miniature EVA Tubing 0.02" ID, 0.06" OD | McMaster Carr | 1883T1 | |
| Miniature EVA Tubing 0.05" ID, 0.09" OD | McMaster Carr | 1883T4 | |
| Mouse head holder | Narishige | SGM-4 | |
| No. 5 Forceps | Fine Science Tools | 11251-10 | |
| Optic Posts 1/2" | ThorLabs | TR3-P5 | |
| Optical power meter kit | ThorLabs | PM100D | |
| pE-300 Ultra LLG Deivery | Scientifica | COO-LED3ULLGs | |
| Phenylephrine hydrochloride | Sigma | P6126 | For pupil dilator solution |
| Pockels cell | Conoptics | 350-80-02 | |
| Pockels cell amplifier | Conoptics | Model 302RM | |
| Proparacaine hydrochloride | Sigma | 1571001 | For eye immobilization |
| Red & Far Red short pass filter Cube | Chroma | custom | 560 short pass |
| Rotating 1/2" post clamp | ThorLabs | SWC | |
| ScanImage package | Vidrio Technologies | Freeware | Image acquisition software; Version 5.4.0 (2018); requires MATLAB |
| sodium chloride solution, sterile (0.9%) | Fresenius Kabi | NDC 63323-186-01 | |
| Stereomicroscope | Leica | S9 E | |
| Tabletop centrifuge | Oxford | Benchmate C8 | |
| Terramycin oxytetracycline/polymyxin B antibiotic ophthalmic ointment | Zoetisus | NA | For use after intravitreal injection |
| ThermoRack cooling system | Solid State Cooling Systems | ThermoRack 401 | Set to 20 °C |
| Ultrafast Ti:Sapphire laser | Spectra-Physics | Mai Tai DeepSee | |
| Vgat-Cre transgenic mice (Slc32a1tm2(cre)Lowl/J) | The Jackson Laboratory | 016962 | |
| VGlut2-Cre transgenic mice (Slc17a6tm2(cre)Lowl/J) | The Jackson Laboratory | 016963 | |
| VivoScope for In Vivo Imaging | Scientifica | S-MPVS-1200-00P | |
| White petrolatum-mineral oil lubricant eye ointment | Stye | NA | For use after imaging |
| xylazine HCl (20 mg/mL) | Akorn | NDC 59399-110-20 |
Referenzen
- Smith, C. A., Chauhan, B. C. In vivo imaging of adeno-associated viral vector labelled retinal ganglion cells. Scientific Reports. 8 (1), 1490 (2018).
- Liu, H., Ding, C. Establishment of an experimental glaucoma animal model: A comparison of microbead injection with or without hydroxypropyl methylcellulose. Experimental and Therapeutic Medicine. 14 (3), 1953-1960 (2017).
- Chauhan, B. C., et al. Longitudinal in vivo imaging of retinal ganglion cells and retinal thickness changes following optic nerve injury in mice. PLoS One. 7 (6), 40352 (2012).
- Leung, C. K., et al. Longitudinal profile of retinal ganglion cell damage after optic nerve crush with blue-light confocal scanning laser ophthalmoscopy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49 (11), 4898-4902 (2008).
- Murata, H., et al. Imaging mouse retinal ganglion cells and their loss in vivo by a fundus camera in the normal and ischemia-reperfusion model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49 (12), 5546-5552 (2008).
- Bosco, A., Romero, C. O., Ambati, B. K., Vetter, M. L. In vivo dynamics of retinal microglial activation during neurodegeneration: confocal ophthalmoscopic imaging and cell morphometry in mouse glaucoma. Journal of Visualized Experiments. (99), e52731 (2015).
- Bremer, D., et al. Longitudinal Intravital Imaging of the Retina Reveals Long-term Dynamics of Immune Infiltration and Its Effects on the Glial Network in Experimental Autoimmune Uveoretinitis, without Evident Signs of Neuronal Dysfunction in the Ganglion Cell Layer. Frontiers in Immunology. 7, 642 (2016).
- Qin, Z., et al. Adaptive optics two-photon microscopy enables near-diffraction-limited and functional retinal imaging in vivo. Light: Science & Applications. 9, 79 (2020).
- Schallek, J., Geng, Y., Nguyen, H., Williams, D. R. Morphology and topography of retinal pericytes in the living mouse retina using in vivo adaptive optics imaging and ex vivo characterization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (13), 8237-8250 (2013).
- Williams, D. R. Imaging single cells in the living retina. Vision Research. 51 (13), 1379-1396 (2011).
- Carroll, J., Neitz, M., Hofer, H., Neitz, J., Williams, D. R. Functional photoreceptor loss revealed with adaptive optics: an alternate cause of color blindness. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (22), 8461-8466 (2004).
- Rossi, E. A., et al. Imaging retinal mosaics in the living eye. Eye. 25 (3), 301-308 (2011).
- Rossi, E. A., et al. In vivo imaging of retinal pigment epithelium cells in age related macular degeneration. Biomedical Optics Express. 4 (11), 2527-2539 (2013).
- Geng, Y., et al. Adaptive optics retinal imaging in the living mouse eye. Biomedical Optics Express. 3 (4), 715-734 (2012).
- Thestrup, T., et al. Optimized ratiometric calcium sensors for functional in vivo imaging of neurons and T lymphocytes. Nature Methods. 11 (2), 175-182 (2014).
- Takeda, A., et al. Microglia mediate non-cell-autonomous cell death of retinal ganglion cells. Glia. 66 (11), 2366-2384 (2018).
- Ikeda, W., Nakatani, T., Uemura, A. Cataract-preventing contact lens for in vivo imaging of mouse retina. Biotechniques. 65 (2), 101-104 (2018).
- Palczewska, G., Kern, T. S., Palczewski, K., Weber, B. H. F., Langmann, T. Noninvasive two-photon microscopy imaging of mouse retina and retinal pigment epithelium. Retinal Degeneration. Methods in Molecular Biology. 1834, 333-343 (2019).
- Wahl, D. J., Jian, Y., Bonora, S., Zawadzki, R. J., Sarunic, M. V. Wavefront sensorless adaptive optics fluorescence biomicroscope for in vivo retinal imaging in mice. Biomedical Optics Express. 7 (1), 1-12 (2016).
- Park, S. W., Kim, J. H., Park, W. J., Kim, J. H. Limbal approach-subretinal injection of viral vectors for gene therapy in mice retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (102), e53030 (2015).
- Biss, D. P., et al. In vivo fluorescent imaging of the mouse retina using adaptive optics. Optics Letters. 32 (6), 659-661 (2007).
- Shah, R. S., Soetikno, B. T., Lajko, M., Fawzi, A. A. A mouse model for laser-induced choroidal neovascularization. Journal of Visualized Experiments. (106), e53502 (2015).
- Palczewska, G., et al. Human infrared vision is triggered by two-photon chromophore isomerization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (50), 5445-5454 (2014).
- Euler, T., et al. Eyecup scope–optical recordings of light stimulus-evoked fluorescence signals in the retina. Pflügers Archive-European Journal of Physiology. 457 (6), 1393-1414 (2009).
- Zhang, Y., et al. Elevating Growth Factor Responsiveness and Axon Regeneration by Modulating Presynaptic Inputs. Neuron. 103 (1), 39-51 (2019).
- Ivanova, E., Hwang, G. S., Pan, Z. H. Characterization of transgenic mouse lines expressing Cre recombinase in the retina. Neurowissenschaften. 165 (1), 233-243 (2010).
- Morgan, J. L., Dhingra, A., Vardi, N., Wong, R. O. Axons and dendrites originate from neuroepithelial-like processes of retinal bipolar cells. Nature Neuroscience. 9 (1), 85-92 (2006).
- Akimoto, M., et al. Transgenic mice expressing Cre-recombinase specifically in M- or S-cone photoreceptors. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (1), 42-47 (2004).
- Brightman, D. S., Razafsky, D., Potter, C., Hodzic, D., Chen, S. Nrl-Cre transgenic mouse mediates loxP recombination in developing rod photoreceptors. Genesis. 54 (3), 129-135 (2016).
- Duan, X., et al. Subtype-specific regeneration of retinal ganglion cells following axotomy: effects of osteopontin and mTOR signaling. Neuron. 85 (6), 1244-1256 (2015).
- Ecker, J. L., et al. Melanopsin-expressing retinal ganglion-cell photoreceptors: cellular diversity and role in pattern vision. Neuron. 67 (1), 49-60 (2010).
- Kim, I. J., Zhang, Y., Yamagata, M., Meister, M., Sanes, J. R. Molecular identification of a retinal cell type that responds to upward motion. Nature. 452 (7186), 478-482 (2008).
- Akrouh, A., Kerschensteiner, D. Morphology and function of three VIP-expressing amacrine cell types in the mouse retina. Journal of Neurophysiology. 114 (4), 2431-2438 (2015).
- Zhu, Y., Xu, J., Hauswirth, W. W., DeVries, S. H. Genetically targeted binary labeling of retinal neurons. Journal of Neuroscience. 34 (23), 7845-7861 (2014).
- Lu, Q., et al. AAV-mediated transduction and targeting of retinal bipolar cells with improved mGluR6 promoters in rodents and primates. Gene Therapy. 23 (8-9), 680-689 (2016).
- Surace, E. M., Auricchio, A. Versatility of AAV vectors for retinal gene transfer. Vision Research. 48 (3), 353-359 (2008).
- Yao, K., et al. Wnt regulates proliferation and neurogenic potential of Muller glial cells via a Lin28/let-7 miRNA-dependent pathway in adult mammalian retinas. Cell Reports. 17 (1), 165-178 (2016).
- Williams, P. R., et al. A recoverable state of axon injury persists for hours after spinal cord contusion in vivo. Nature Communications. 5, 5683 (2014).
- Cheung, C. Y., et al. Microvascular network alterations in the retina of patients with Alzheimer’s disease. Alzheimer’s & Dementia. 10 (2), 135-142 (2014).
- Kerrison, J. B., Flynn, T., Green, W. R. Retinal pathologic changes in multiple sclerosis. Retina. 14 (5), 445-451 (1994).
- Sung, M. S., et al. Inner retinal thinning as a biomarker for cognitive impairment in de novo Parkinson’s disease. Scientific Reports. 9 (1), 11832 (2019).
