JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Ergebnisse
Discussion
Offenlegungen
Acknowledgements
Materials
Referenzen
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biotechnik

Fractionnement asymétrique de flux de champ-flux pour le dimensionnement des nanoparticules d’or dans la suspension

Published: September 11, 2020
doi:
10.3791/61757
, , , ,
1Research & Development,Postnova Analytics GmbH

Summary

Ce protocole décrit l’utilisation de la fractionnement asymétrique de champ de flux de flux couplée à la détection uv-vis pour la détermination de la taille d’un échantillon inconnu de nanoparticules d’or.

Abstract

La taille des particules est sans doute le paramètre physico-chimique le plus important associé à la notion de nanoparticule. Une connaissance précise de la taille et de la taille de la distribution des nanoparticules est de la plus haute importance pour diverses applications. La gamme de taille est également importante, car elle définit le composant le plus « actif » d’une dose de nanoparticules.

La fractionnement asymétrique de flux de champ-flux (AF4) est une technique puissante pour le dimensionnement des particules en suspension dans la gamme de taille d’environ 1-1000 nm. Il existe plusieurs façons de tirer des informations de taille d’une expérience AF4. Outre le couplage af4 en ligne avec des détecteurs sensibles à la taille basés sur les principes de diffusion de la lumière multi-angles ou de diffusion dynamique de la lumière, il est également possible de corréler la taille d’un échantillon avec son temps de rétention en utilisant une approche théorique bien établie (théorie de la FFF) ou en le comparant avec les temps de rétention des normes bien définies de taille des particules (étalonnage de la taille externe).

Nous décrivons ici le développement et la validation interne d’une procédure d’exploitation standard (SOP) pour le dimensionnement d’un échantillon inconnu de nanoparticules d’or par AF4 couplé avec la détection UV-vis utilisant l’étalonnage externe de taille avec des normes de nanoparticules d’or dans la gamme de taille de 20-100 nm. Cette procédure fournit une description détaillée du flux de travail développé, y compris la préparation de l’échantillon, la configuration et la qualification des instruments AF4, le développement de la méthode AF4 et la fractionnement de l’échantillon inconnu de nanoparticules d’or, ainsi que la corrélation des résultats obtenus avec l’étalonnage de taille externe établi. Le SOP décrit ici a finalement été validé avec succès dans le cadre d’une étude de comparaison interlaboratoire mettant en évidence l’excellente robustesse et la fiabilité de AF4 pour le dimensionnement des échantillons nanoparticulés en suspension.

Introduction

Les nanoparticules d’or (AuNP) sous forme d’or colloïdal faisaient partie de la culture humaine bien avant qu’il n’y ait une compréhension de ce qu’étaient les nanoparticules et avant que le terme nanoparticule n’ait trouvé son chemin dans le vocabulaire scientifique contemporain. Sans connaissance distincte de leur apparence nanométrique, suspendu AuNP avait déjà été utilisé à des fins médicales et autres dans la Chine ancienne, l’Arabie et l’Inde dans les V-VI sièclesavant JC 1, et aussi les Anciens Romains ont profité de leur couleur rouge rubis pour tacher leur poterie célèbre dans l’exposition Lycurgus Cup au British Museum2. Dans le monde occidental, au cours des siècles du Moyen Age à l’ère moderne, l’AuNP suspendu a été principalement utilisé comme colorants pour le verre et l’émail (Violet de Cassius)3 ainsi que pour traiter une variété de maladies (Eau potable), en particulier la syphilis4.

Cependant, toutes ces études avaient principalement porté sur l’application de l’AuNP suspendu et c’était à Michael Faraday en 1857 d’introduire la première approche rationnelle pour étudier leur formation, leur nature ainsi que leurs propriétés5. Bien que Faraday était déjà conscient que ces AuNP doivent avoir des dimensions très infimes, ce n’est qu’au développement de la microscopie électronique lorsque des informations explicites sur leur distribution de taille ont été accessibles6,7, permettant finalement la corrélation entre la taille et d’autres propriétés auNP.

Aujourd’hui, grâce à leur synthèse assez simple et simple, à leurs propriétés optiques remarquables (résonance plasmon de surface), à leur bonne stabilité chimique et donc à leur toxicité mineure ainsi qu’à leur grande polyvalence en termes de tailles disponibles et de modifications de surface, AuNP a trouvé des applications répandues dans des domaines tels que la nanoélectronique8,le diagnostic9,la thérapie contre le cancer10,ou la livraisonde médicaments 11. Évidemment, pour ces applications, une connaissance précise de la taille et de la répartition de la taille de l’AuNP appliqué est une condition préalable fondamentale pour assurer une efficacitéoptimale 12 et il y a une demande substantielle d’outils robustes et fiables pour déterminer ce paramètre physico-chimique crucial. Aujourd’hui, il existe une pléthore de techniques analytiques capables de dimensionner auNP en suspension, y compris, par exemple, spectroscopie UV-vis (UV-vis)13, diffusion dynamique de lumière (DLS)14 ou spectrométrie de masse plasmatique couplée à particules simples (spICP-MS)15 avec fractionnement de champ-flux (FFF) étant un acteur clé dans ce domaine16,17,18,19,20.

Conceptualisée pour la première fois en 1966 par J. Calvin Giddings21, la FFF comprend une famille de techniques de fractionnement à base d’élitution, où la séparation se déroule dans un mince canal en forme de ruban sans phase stationnaire22,23. Dans fff, la séparation est induite par l’interaction d’un échantillon avec un champ de force externe qui agit perpendiculairement à la direction d’un flux de canal laminaire, dans lequel l’échantillon est transporté en aval généralement vers des détecteurs en ligne respectifs. Parmi ces techniques de FFF connexes, la fractionnement asymétrique du flux de champ d’écoulement (AF4), où un deuxième flux (flux croisé) agit comme le champ de force, est devenu le sous-type24 le plus largement utilisé. En AF4, le fond du canal (mur d’accumulation) est équipé d’une membrane d’ultrafiltration semi-perméable capable de retenir l’échantillon tout en permettant au flux trans traverser la membrane et de quitter le canal via une prise supplémentaire. Par ce moyen, le flux croisé peut pousser l’échantillon vers la paroi d’accumulation, contrecarrant ainsi son flux induit par la diffusion (mouvement brownien). Dans un équilibre résultant des flux induits par le champ et la diffusion ; les constituants d’échantillons plus petits présentant des coefficients de diffusion plus élevés s’alignent plus près du centre du chenal, tandis que les constituants de l’échantillon plus gros présentant des coefficients de diffusion inférieurs se situent plus près du mur d’accumulation. En raison du profil d’écoulement parabolique à l’intérieur du chenal, les constituants de l’échantillon plus petits sont donc transportés dans la laminée plus rapide du flux du canal et s’élit avant les constituants de l’échantillon plus gros. En utilisant le paramètre de rétention fff et les équations du coefficient de diffusion Stokes-Einstein, le temps d’élitution et, respectivement, le volume d’élitution, d’un échantillon en AF4 peuvent ensuite être directement traduits dans sa taille hydrodynamique22. Ici, le comportement d’élitution décrit se réfère au mode d’élitution normal et est généralement valable pour AF4 dans une gamme de taille de particule entre environ 1-500 nm (parfois jusqu’à 2000 nm selon les propriétés des particules et les paramètres de fractionnement) tandis que l’élitution stérique-hypercouche se produit généralement au-dessus de ce seuilde taille 25.

Il existe trois façons courantes d’obtenir des informations sur la taille après la séparation par la FFF. Puisque fff est un instrument modulaire, il peut être combiné en aval avec de multiples détecteurs tels que les détecteurs de diffusion de lumière sensibles à la taille basés sur le principe de la diffusion de lumière multi-angle (MALS)26,27, diffusion dynamique de lumière (DLS)28,29, ou même une combinaison des deux pour obtenir des informations supplémentaires de forme30,31. Toutefois, étant donné que le comportement de rétention d’un échantillon dans un canal FFF est généralement régi par des forces physiques bien définies, la taille peut également être calculée à l’aide d’une approche mathématique (théorie de la FFF), où un simple détecteur de concentration (p. ex., un détecteur uv-vis) est suffisant pour indiquer la présence d’un échantillon32,33.

Comme troisième option, nous rapportons ici l’application d’un étalonnage externe de taille34,35 utilisant des normes bien définies d’AuNP dans la gamme de taille de 20-100 nm pour dimensionner un échantillon inconnu de nanoparticules d’or en suspension utilisant AF4 couplé avec la détection UV-vis. Cette simple configuration expérimentale a été choisie exprès pour permettre au plus grand nombre possible de laboratoires de rejoindre une comparaison interlaboratoire internationale (CIT), qui a ensuite été réalisée dans le cadre du projet ACEnano horizon 2020 de l’Union européenne sur la base du protocole présenté ici.

Protocol

1. Configuration du système AF4 Assemblez la cartouche AF4 et connectez tous les composants matériels du système AF4 et du détecteur UV-vis(Tableau des matériaux)selon les instructions données dans le manuel du fabricant. Installez tous les logiciels nécessaires pour le contrôle, l’acquisition de données, le traitement et l’évaluation en suivant les instructions données dans le manuel du fabricant. S’assurer que toutes les connexions de signal nécessaires entre le système AF4 et le détecteur UV-vis ont été établies. Assurez-vous que les connexions AF4-UV-vis établies sont serrées et sans fuites en rinçant la configuration avec de l’eau ultrapure (UPW) pendant 15 min (débit de pointe 1 mL-min-1,taux d’écoulement de mise au point 1 mL◊min-1, et taux d’écoulement croisé 1,5 mL-min-1). Pour ce faire, ouvrez le logiciel de contrôle AF4 et entrez les débits dans les panneaux respectifs sur le côté supérieur droit de la page de destination. Serrez les connecteurs respectifs (raccords), si nécessaire, et répétez la procédure jusqu’à ce qu’aucune fuite ne soit observable.REMARQUE : La pression du système interne pendant toutes les mesures doit être surveillée et doit se trouver à moins de 4 à 12 barre. Dans le cas où la pression est plus élevée ou plus faible, le tube de contre-pression doit être ajusté. De plus, la tendance à la pression du canal devrait être constante pendant toute la période de mesure.REMARQUE : Si un four de canal est disponible, réglez sa température à 25 °C pour assurer des conditions de mesure comparables tout au long de toutes les expériences AF4. 2. Préparation de solutions et de suspensions pour la qualification du système AF4-UV-vis et l’analyse d’échantillons Solution de nettoyage Ajouter 8 g d’hydroxyde de sodium solide (NaOH) et 2 g de sulfate de dodédecyl de sodium (SDS) à 1 L d’UPW et remuer la solution jusqu’à dissolution totale. Éluant Ajouter 500 μL de mélange de surfactant filtré à 2 L d’UPW filtré et dégazé pour obtenir l’élitiste (0,025% (v/v), pH autour de 9,4).REMARQUE : Une description détaillée des composés du mélange de surfactants est donnée dans le tableau 1 (également tableau des matériaux). Norme arbitraire de taille auNP pour la détermination de la récupération de masse Vortex une norme arbitraire de taille AuNP (50 mg◊L-1) pendant 2 min et le diluer 1:4 avec UPW pour obtenir une concentration de masse finale de 12,5 mg◊L-1. Vortex pour 2 min supplémentaires après dilution pour homogénéiser la suspension obtenue.ATTENTION : Des mesures de précaution nécessaires et un équipement de protection approprié sont nécessaires lorsque vous travaillez avec des produits chimiques, en particulier des granulés NaOH.REMARQUE : Il est généralement recommandé de dé-gazer et de filtrer toutes les solutions nécessaires (à l’exception de la solution de nettoyage) à l’aide d’un filtre membranaire de 0,1 μm (PVDF hydrophilique ou similaire) afin d’assurer un faible fond de particules lors des expériences AF4-UV-vis. Ceci peut être établi soit par une unité de filtration sous vide dédiée, soit par l’utilisation de filtres à seringues. 3. Qualification du système AF4-UV-vis Utilisez les paramètres logiciels décrits à l’étape 1.4 pour rincer le système avec la solution de nettoyage pendant 30 min (débit de pointe 1 mL-min-1,taux d’écoulement de mise au point 1 mL-min-1, et taux de débit croisé 1,5 mL-min-1). Changer la bouteille élitente respective et rincer le système avec UPW pendant 20 min (débit de pointe 1 mL◊min-1,taux de débit de mise au point 1 mL◊min-1, et taux de débit croisé 1,5 mL◊min-1). Remplacez les filtres de pompe en ligne respectifs. Ouvrez la cartouche AF4 et remplacez la membrane AF4. Remontez la cartouche AF4 et reconnectez-la avec le système AF4-UV-vis. Rincer le système AF4-UV-vis nettoyé avec l’élitiste pendant au moins 30 min afin d’équilibrer la membrane et de stabiliser le système (débit de pointe 1 mL-min-1,taux d’écoulement de mise au point 1 mL-min-1, et taux de débit croisé 1,5 mL-min-1 ). Vérifiez à nouveau les fuites potentielles (voir l’étape 1.4). Qualifiez le système AF4-UV-vis en déterminant la récupération de masse et la variation du temps de rétention à l’aide d’une norme arbitraire de taille AuNP. Effectuez une course d’injection directe sans application d’une force de séparation. Créez un nouveau fichier de mesure en ouvrant file | Nouveau | Exécutez dans le logiciel de contrôle AF4. Définissez l’exemple et la description de mesure ainsi que le volume d’injection et le nom de l’échantillon dans l’onglet Exécuter. Les conditions de mesure sont affichées dans le tableau 2. Définissez les paramètres de mesure dans le deuxième onglet de la méthode FFF selon le tableau 2. Cliquez sur le bouton Exécuter pour démarrer la mesure. Effectuez une fractionnement avec application d’une force de séparation (flux croisé). Définissez la méthode de fractionnement décrite dans la section précédente en utilisant les conditions de fractionnement spécifiées dans le tableau 3. Cliquez sur le bouton Exécuter pour démarrer la mesure. Effectuez la mesure en quadruplicate.REMARQUE : La première course vise à conditionner le système (c’est-à-dire la membrane AF4) et sera exclue de l’évaluation finale des résultats de qualification du système.REMARQUE : Il est recommandé d’enregistrer tous les fichiers exécutés générés en ouvrant file | Enregistrez dans le logiciel de contrôle AF4. Considérez l’AF4-UV-vis-système qualifié si une récupération de masse de >80% et une variation du temps de rétention <2% est obtenu pour la norme arbitraire de taille AuNP. Lorsque vous utilisez un autosampler comme système d’injection, remplissez la bouteille du réservoir de lavage d’aiguilles de l’autosampler avec la même solution qui est pompée par le système AF4-UV-vis (par exemple, solution de nettoyage, UPW, ou eluent respectif) pour assurer des conditions de course optimales. Lors de la modification de l’élixnt, il est généralement recommandé de suivre le rééquilibrage du système AF4 en surveillant le signal UV-vis-détecteur jusqu’à ce que sa ligne de base reste stable à un niveau constant. 4. Analyse de l’échantillon AF4-UV-vis Préparez toutes les normes de taille AuNP pour l’étalonnage de la taille externe en vortexant la suspension AuNP respective (20 nm, 40 nm, 80 nm, 100 nm, chaque 50 mg. L-1) pendant 2 min et diluer 1:4 avec UPW pour obtenir une concentration de masse finale de 12,5 mg◊L-1. Vortex pour 2 min supplémentaires après dilution pour homogénéiser les suspensions obtenues. Préparer l’échantillon auNP inconnu pour analyse en appliquant la même procédure que pour les normes d’étalonnage décrites à l’étape 4.1. Effectuez une mesure d’injection directe de toutes les normes de taille AuNP à l’aide de la méthode AF4 affichée dans le tableau 2. Pour ce faire, entrez les valeurs respectives résumées dans le tableau 2 dans le logiciel du fabricant aux positions appropriées pour définir les paramètres de séparation et d’échantillon et appuyez sur le bouton Exécuter pour démarrer l’expérience. Fractionner chaque norme de taille AuNP individuellement en utilisant la méthode AF4 affichée dans le tableau 3 pour établir la fonction d’étalonnage de taille externe. Entrez les valeurs respectives résumées dans le tableau 3 dans le logiciel du fabricant aux positions appropriées. La méthode de fractionnement est définie par une étape de focalisation, plusieurs étapes d’élitution et une étape de rinçage. Après avoir mis en place la méthode, appuyez sur le bouton Exécuter pour démarrer l’expérience. Effectuez une mesure d’injection directe de l’échantillon auNP inconnu à l’aide de la méthode AF4 affichée dans le tableau 2. Effectuez la fractionnement de l’échantillon inconnu d’AuNP en effectuant la méthode AF4 énumérée dans le tableau 3. Effectuer toutes les mesures mentionnées aux sections 3 et 4 en triplicate, sauf indication contraire, afin d’assurer des résultats significatifs et statistiquement pertinents. Conserver 50 mg-L-1 suspensions de bouillon AuNP à 4-8 °C avant utilisation. Les suspensions AuNP diluées sont idéalement préparées dans les 30 minutes précédant l’application.REMARQUE : Le vortexing est généralement suffisant et aucune échographie des suspensions n’est nécessaire. Afin de permettre une corrélation entre le temps de rétention de l’échantillon inconnu auNP et les temps de rétention obtenus pour les normes de taille AuNP, mesurez tous les échantillons selon la même méthode AF4.REMARQUE : Pour assurer des conditions de séparation constantes et valides, inclure/répéter l’étape de fractionnement décrite dans la section de qualification du système (voir l’étape 3.6.2) après un nombre défini de mesures d’échantillon (p. ex., 10 mesures). En outre, enregistrez la pression du système et la stabilité de base du détecteur UV-vis. Ils doivent rester stables et constants le long d’une course AF4-UV-vis complète.REMARQUE : Habituellement, remplacez la membrane d’ultrafiltration lorsque le détecteur UV-vis (ou détecteur de diffusion de lumière multi-angles (MALS), s’il est disponible) montre un niveau de bruit accru ou que les critères de qualification du système définis tels que la récupération, la forme de pointe de l’échantillon ou la répétabilité sont manqués (ou le système AF4-UV-vis-system a fait l’objet d’une procédure de nettoyage approfondie). Dans les conditions décrites ici, le système AF4-UV-vis qualifié est généralement stable pour au moins 50 mesures utilisant la même membrane; toutefois, le nombre de mesures consécutives possibles répondant aux critères de qualité définis peut varier considérablement selon l’échantillon, la matrice de l’échantillon et la composition élitente. 5. Évaluation des données Effectuer le calcul de récupération de masse à l’aide d’un logiciel d’évaluation des données fourni par le fabricant du système AF4-UV-vis ou d’une analyse de feuille de calcul après exportation de toutes les données brutes nécessaires (c.-à-d. zone de pointe UV-vis) à partir du logiciel d’acquisition de données respectif suivant les instructions données dans le manuel du fabricant. Calculer la récupération de masse auNP en comparant les zones sous les pics UV respectifs de la mesure de fractionnement(fractionnementA) et la mesure de l’injection directe(injection directe) à l’aidede l’équation suivante :REMARQUE : Lors d’une mesure d’injection directe, aucune force de séparation n’est appliquée, et donc les interactions potentielles d’une espèce analyte avec la paroi d’accumulation peuvent être négligées. La zone sous un pic UV-vis respectif peut être directement corrélée à la masse auNP en utilisant la loi Beer-Lambert en supposant qu’aucune autre espèce de l’échantillon n’absorbe à la longueur d’onde respective et/ou i) elutes à un autre moment de rétention dans des conditions de fractionnement ii) est enlevée par la membrane AF4. Importez les fichiers dat. obtenus à la fois à partir de l’injection directe et de l’exécutement de fractionnement. Sélectionnez la trace du détecteur UV-vis dans l’onglet Vue d’ensemble. Définissez une région d’intérêt (ROI) et une ligne de base dans le signal et la vue de base pour toutes les mesures. Insérez un étalonnage d’injection directe via Insert. Sélectionnez toutes les séries d’injection directe dans la vue Paramètres d’étalonnage à injection directe et entrez un coefficient d’extinction UV.REMARQUE : Il est important d’utiliser le même coefficient d’extinction uv-vis pour l’étalonnage et la mesure de fractionnement. Établir la ligne d’étalonnage à l’aide de la zone sous la trace de signal UV-vis dans le roi et la quantité injectée calculée à partir de la concentration saisie et du volume d’injection. L’étalonnage obtenu sera affiché dans la fenêtre distincte de la fonction d’étalonnage par injection directe. Attribuez la fonction d’étalonnage aux mesures de fractionnement respectives.REMARQUE : Pour chaque norme de taille d’étalonnage et l’échantillon inconnu d’AuNP, une fonction d’étalonnage distincte doit être établie en raison de l’absorption uv dépendante de la taille d’AuNP. Cet inconvénient du détecteur UV-vis peut être contourné à l’aide d’un détecteur sensible à la masse tel qu’un ICP-MS. Effectuez les analyses en insérant un calcul des résultats quantitatifs et les résultats seront affichés dans un tableau à droite sous forme de concentration et de valeurs de quantité injectées. Calculer la variation du temps de rétention à l’aide d’un logiciel d’évaluation des données fourni par le fabricant du système AF4 ou d’une analyse de feuille de calcul après exportation de toutes les données brutes nécessaires (c.-à-d. les temps de conservation des normes d’étalonnage AuNP aux maxima de pointe UV-vis respectifs et aux heures de vide respectives) à partir du logiciel d’acquisition de données respectif suivant les instructions données dans le manuel du fabricant. Ouvrez la fenêtre Vue d’ensemble pour afficher les traces UV respectives pour toutes les mesures importées. La détection de pointe sera effectuée automatiquement; ajuster les paramètres de détection de pointe dans la boîte à outils de traitement du signal pour optimiser les performances. Extraire les maxima de pointe respectifs en passant par tous les fichiers de mesure. Calculez l’écart type relatif pour toutes les mesures à l’aide de l’équation suivante :Le calcul peut également être effectué à l’aide d’un logiciel de feuille de calcul respectif. Effectuer la détermination de la taille à l’aide d’un logiciel d’évaluation des données fourni par le fabricant ou d’une analyse de feuille de calcul après l’exportation de toutes les données brutes nécessaires (temps de rétention aux UV par rapport au maximum maximal d’analyte et de temps vide respectif) à partir du logiciel d’acquisition de données respectif suivant les instructions données dans le manuel du fabricant. Une fonction d’étalonnage de taille externe peut être établie en traçant les temps de rétention corrigés du temps vide (temps net de rétention, voir tableau 5)des normes de taille AuNP (20 nm, 40 nm, 80 nm, 100 nm) par rapport à leurs tailles hydrodynamiques obtenues à partir de mesures DLS précédemment effectuées (voir le tableau 4).REMARQUE : Les mesures du SDL devraient être effectuées idéalement le même jour que les mesures de fractionnement respectives afin d’assurer des propriétés d’échantillonnage comparables. Après importation des fichiers .dat toutes les mesures sont affichées dans l’onglet Vue d’ensemble. Sélectionnez le signal du détecteur UV-vis de la liste des détecteurs, qui est affichée sous la fenêtre de superposition. Définissez un retour sur investissement et une ligne de base pour chaque mesure, qui peuvent être ajustés dans la vue Signal et Baseline. Utilisez la boîte à outils de traitement du signal à droite pour lisser les signaux bruyants. Utilisez les paramètres de traitement d’attribution à d’autres fonctions d’exécutement pour permettre aux paramètres d’être attribués à d’autres mesures, respectivement des signaux. Sélectionnez l’étalonnage de la taille des particules à partir de l’onglet Insert. Sélectionnez toutes les courses d’étalonnage en cliquant sur la mesure respective dans la table Sélectionner les références pour étalonnage sur le côté supérieur droit. Toutes les mesures sélectionnées seront affichées dans un tableau ci-dessous. Entrez le rayon hydrodynamique pour toutes les mesures d’étalonnage spécifiées dans le tableau 4. La fonction sera affichée dans l’étalonnage de la taille des particules – Fenêtre de fonction et l’équation sera également affichée.REMARQUE : Le coefficient de corrélation (R2)de la fonction d’étalonnage de taille établie doit être ≥0,990 .990. Attribuez la fonction d’étalonnage aux mesures de l’échantillon AuNP inconnu en sélectionnant les fractionnements respectifs dans la liste Sélectionner les exécutes pour affectation. Affichez les résultats en ouvrant un calcul de distribution de la taille des particules dans l’onglet insertion. L’étalonnage de la taille des particules précédemment créé sera répertorié comme étalonnage pour les mesures inconnues de l’échantillon AuNP, qui est affiché dans les paramètres de la fenêtre droite. La taille calculée sera indiquée dans la fenêtre de distribution de taille étiquetée au maximum de pointe. Sélectionnez les signaux moyens pour la case à cocher de l’échantillon pour faire la moyenne de toutes les mesures d’un échantillon et énumérer le résultat dans l’étiquette maximale maximale maximale. En outre, tracez la ligne d’étalonnage sur le fractogramme en sélectionnant la case à cocher courbe d’étalonnage Show. Une distribution de taille cumulative est disponible en sélectionnant la case à cocher de distribution cumulative Show.REMARQUE : Lorsque vous utilisez le logiciel du fabricant pour l’évaluation des données, il est recommandé d’ajouter tous les résultats à un rapport, qui peut être généré en cliquant sur Rapport à l’intérieur de l’onglet Insert. Le bouton Rapport ajoute tous les résultats, tableaux et diagrammes à un document. Sous l’onglet Rapport, les paramètres du rapport peuvent être modifiés en ouvrant la configuration du rapport dans la section Document.

Representative Results

Tout d’abord, les normes de taille auNP ont été fractionnées par AF4 et détectées par UV-vis mesurant l’absorption de l’AuNP à une longueur d’onde de 532 nm (résonance plasmon de surface d’AuNP). Une superposition des fractogrammes obtenus est présentée à la figure 1. Les temps de rétention de chaque AuNP à son maximum de pointe UV-vis respectif obtenu à partir des mesures de triplicate sont énumérés dans le tableau 5. L’écart type relatif de tous les temps de rétention était inférieur à 1,1 %, avec une variation de mesure décroissante avec une taille croissante. Dans l’ensemble, une excellente répétabilité a été obtenue. Une force de séparation constante a été appliquée, qui a eu comme conséquence une relation linéaire du temps d’elution et de la taille hydrodynamique. La ligne d’étalonnage de taille externe a été établie en traçant le rayon hydrodynamique spécifié par rapport au temps vide corrigé temps d’élitution (temps net de rétention). Une analyse linéaire de régression a donné lieu à une fonction d’étalonnage linéaire avec une interception a = -3,373 nm ± 1,716 nm et une pente b = 1,209 nm-min-1 ± 0,055 nm-min-1. Le comportement linéaire de l’élitution a été confirmé avec un coefficient de corrélation au carré R2 de 0,9958. La fonction d’étalonnage respective est affichée visuellement dans la figure 2. La deuxième partie portait sur l’analyse de l’échantillon inconnu d’AuNP. Trois aliquots de l’échantillon ont été préparés selon la procédure décrite dans la section du protocole(article 4.2). Chacun des trois aliquots a été étudié en triplicate en utilisant la même méthode de fractionnement AF4 qui a également été appliquée pour les normes de taille AuNP. Les neuf fractogrammes AF4-UV-vis qui ont été obtenus de l’échantillon inconnu du PNN sont présentés à la figure 3 et leurs évaluations respectives sont résumées dans le tableau 6. L’écart type relatif des temps de rétention respectifs était considérablement faible et se situe entre 0,1 % et 0,5 %. En utilisant la fonction d’étalonnage de la taille des particules obtenue à partir de la fractionnement des normes de taille AuNP et en la corrélant avec les temps de rétention obtenus de l’échantillon inconnu d’AuNP au maximum de pointe UV-vis, un rayon hydrodynamique moyen global de 29,4 nm ± 0,2 nm a pu être calculé. En outre, une récupération de masse raisonnable de 83,1 % ± 1,2 % n’a été obtenue, ce qui indique qu’il n’y a pas eu d’agglomération ou de dissolution significative de l’échantillon auNP ni d’adsorption considérable de particules à la surface de la membrane. La figure 4 affiche la distribution obtenue de la taille des particules avec les neuf traces de signaux UV par rapport à la moyenne, ce qui met en évidence l’excellente robustesse de la méthode AF4 appliquée. Figure 1: Fractogrammes AF4-UV-vis obtenus à partir de l’analyse triplicate des quatre normes individuelles d’étalonnage de taille AuNP avec intensités de signal normalisées et taux de flux croisé constant appliqué (ligne noire). Le pic vide est mis en surbrillance en gris à environ 5,9 min. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 2: Obtenu la fonction d’étalonnage de taille externe, y compris les barres d’erreur dérivées des écarts types respectifs des mesures DLS (tableau 4) et les écarts dans les temps de rétention AF4 obtenus (tableau 5), après avoir tracé le rayon hydrodynamique spécifié par rapport au temps de rétention de chaque norme d’étalonnage de taille AuNP à son maximum de pointe respectif. Une fonction d’étalonnage linéaire avec des erreurs standard sous forme de y = un + bx avec un = -3.373 nm ± 1.716 nm et b = 1.209 nm·min-1 ± 0.055 nm·min-1 a été calculée à partir d’une analyse linéaire de régression. Un coefficient de corrélation au carré avec R2 = 0,9958 a été déterminé, ce qui indique une relation linéaire. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 3: AF4-UV-vis fractograms des mesures de triplicate de trois aliquots affichant l’AuNP inconnu. Le débit croisé constant appliqué au cours du temps de mesure est illustré comme une ligne noire. Le pic de vide à environ 5,9 min est mis en évidence en gris. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 4: Superposition de la distribution moyenne obtenue de la taille des particules (rouge) de l’échantillon inconnu d’AuNP et de la fonction d’étalonnage linéaire appliquée (ligne pointillée). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Composant CAS-Non Poids (%) Eau 7732-18-5 88.8 9-Octadecenoic acid (Z)-, composé avec 2,2′,2”-nitrilotris[éthanol](1:1) 2717-15-9 3.8 Carbonate de sodium 497-19-8 2.7 Alcools, C12-14-secondaire, éthoxylatés 84133-50-6 1.8 Tetrasodium EDTA 64-02-8 1.4 Polyéthylène glycol 25322-68-3 0.9 Oléate de sodium 143-19-1 0.5 Bicarbonate de sodium 144-55-8 0.1 Tableau 1 : Liste des composants du mélange surfactant utilisé pour préparer l’élitiste (voir aussi Tableau des matériaux). Paramètres AF4-UV-vis Unité Valeur Épaisseur de l’espaceur Μm 350 Débit du détecteur mL min-1 0.5 Débit croisé mL min-1 0 (constant pendant 8 min) Taux de flux de mise au point mL min-1 0 Délai / temps de stabilisation Min 0 Débit d’injection mL min-1 0.5 Temps de transition Min 0 Temps d’injection Min 0.1 Étape d’elution Min 8 Temps d’étape de rinçage Min 0.1 Débit d’étape de rinçage mL min-1 0.1 Volume d’injection Μl 10 Concentration de l’échantillon mg L-1 12.5 Type de membrane Cellulose régénérée Coupure de poids moléculaire membranaire Kda 10 Éluant 0,025% (v/v) mélange surfactant Longueur d’onde UV-vis Nm 532 Sensibilité UV-vis – 0.001 Tableau 2: Résumé des paramètres de la méthode de fractionnement AF4-UV-vis pour effectuer le run d’injection directe sans application d’une force de séparation. Paramètres AF4-UV-vis Unité Valeur Épaisseur de l’espaceur Μm 350 Débit du détecteur mL min-1 0.5 Débit croisé mL min-1 1 (60 min constant, 10 min linéaire) Taux de flux de mise au point mL min-1 1.3 Délai / temps de stabilisation Min 2 Débit d’injection mL min-1 0.2 Temps de transition Min 0.2 Temps d’injection Min 5 Étape d’elution Min 70 (60 min constant, 10 min linéaire) Étape de rinçage Min 9 Débit d’étape de rinçage mL min-1 0.5 Volume d’injection Μl 50 Concentration de l’échantillon mg L-1 12.5 Type de membrane Cellulose régénérée Coupure de poids moléculaire membranaire Kda 10 Éluant 0,025% (v/v) mélange surfactant Longueur d’onde UV-vis Nm 532 Sensibilité UV-vis – 0.001 Tableau 3 : Résumé des paramètres de la méthode de fractionnement AF4-UV-vis pour effectuer l’exécution de fractionnement avec l’application d’un flux croisé comme force de séparation. Norme d’étalonnage Agent de plafonnement Taille moyenne (TEM) (nm) CV (taille moyenne TEM) (%) Potentiel Zeta (mV) SD (potentiel zeta) (mV) Rayon hydrodynamique (DLS) (nm) SD (rayon hydrodynamique) (nm) Pdi SD (PDI) AuNP 20 nm Citrate 20.1 ≤ 8 -48.9 1.5 10.95 0.12 0.082 0.009 AuNP 40 nm Citrate 40.8 ≤ 8 -30.4 1.0 20.30 0.13 0.127 0.006 AuNP 80 nm Citrate 79.2 ≤ 8 -51.5 1.3 38.85 0.23 0.138 0.013 AuNP 100 nm Citrate 102.2 ≤ 8 -50.9 0.9 52.30 0.37 0.078 0.009 Tableau 4 : Résumé des paramètres physico-chimiques des normes d’étalonnage auNP appliquées, y compris l’agent de plafonnement, la taille moyenne TEM, le potentiel zeta déterminé dans la suspension indigène ainsi que le rayon hydrodynamique DLS, et l’indice de polydispersité (IED) déterminé dans l’élixent. Norme d’étalonnage Courir Temps de rétention au maximum de pointe (min) Temps net de rétention au maximum de pointe (min) Temps moyen de rétention nette (min) SD (%) (temps net de rétention) SD (min) (temps net de rétention) AuNP 20 nm 1 17.368 11.468 11.56 1.02 0.12 2 17.409 11.509 3 17.589 11.689 AuNP 40 nm 1 25.316 19.416 19.49 0.68 0.13 2 25.32 19.42 3 25.548 19.648 AuNP 80 nm 1 42.095 36.195 36.29 0.23 0.08 2 42.219 36.319 3 42.257 36.357 AuNP 100 nm 1 50.975 45.075 45.06 0.07 0.03 2 50.924 45.024 3 50.986 45.086 Tableau 5 : Temps de rétention des normes d’étalonnage AuNP au maximum de pointe UV-Vis respectif dérivé des fractogrammes AF4-UV-vis respectifs en utilisant la méthode décrite dans le tableau 3. Aliquote Courir Temps de rétention maximum maximum (min) Temps moyen de rétention au maximum de pointe (min) Temps net de rétention au maximum de pointe (min) SD (%) temps de rétention Rayon hydrodynamique (nm) Récupération (%) 1 1 32.689 32.70 26.789 0.07 29.03 85.34 2 32.687 26.787 3 32.719 26.819 2 1 32.989 33.08 27.089 0.37 29.49 81.73 2 33.073 27.173 3 33.187 27.287 3 1 33.053 33.14 27.153 0.49 29.56 82.14 2 33.071 27.171 3 33.291 27.391 Tableau 6 : Résumé des temps de rétention au maximum de pointe UV-Vis respectif, du rayon hydrodynamique calculé à partir de l’étalonnage de la taille externe (figure 2) et du taux de récupération de l’échantillon inconnu d’AuNP obtenu à partir de l’analyse AF4-UV-vis.

Discussion

La taille hydrodynamique d’un AuNP inconnu a été évaluée avec précision par AF4 couplée à un détecteur UV-vis utilisant des normes bien définies de taille d’AuNP s’étendant de 20 nm à 100 nm. La méthode AF4 développée a été optimisée à l’aide d’un profil de flux croisé constant afin d’établir une relation linéaire entre le temps de rétention mesuré et la taille auNP, permettant ainsi une détermination de taille simple à partir de l’analyse linéaire de régression. Un accent particulier a également été mis sur la réalisation de taux de récupération suffisamment élevés indiquant qu’il n’y avait pas de perte significative d’échantillon pendant la fractionnement, et que la méthode AF4 développée, y compris l’élixent appliqué et la membrane, correspondait bien à tous les échantillons fractionnés d’AuNP.

Le développement de la méthode est sans doute l’étape la plus critique de l’AF4 et plusieurs paramètres, y compris les dimensions du canal, les paramètres d’écoulement ainsi que les propriétés eluent, membrane, espaceur, et même l’échantillon doivent être pris en compte afin d’améliorer la fractionnement dans une fenêtre de temps d’élitution donnée. Le but de ce paragraphe est de guider le lecteur à travers les étapes critiques qui ont été optimisées pour déterminer avec succès la taille de l’échantillon inconnu auNP discuté ici. Pour une description plus détaillée de la façon de développer généralement une méthode AF4, le lecteur est référé à la section AF4 de ‘ISO/TS21362:2018 – Nanotechnologies – Analyse des nano-objets utilisant le flux asymétrique et la fractionnement centrifuge du flux de champ’25. En regardant de plus près les conditions de fractionnement appliquées données dans le tableau 3,la première étape critique est l’introduction et l’assouplissement de l’échantillon AuNP dans le canal AF4. Cette étape est régie par le flux d’injection, le flux de mise au point et le flux croisé, dont l’interaction oblige l’échantillon à se localiser près de la surface de la membrane et à le concentrer dans une bande étroite près du port d’injection du canal AF4 définissant essentiellement le point de départ de la fractionnement. Un assouplissement suffisant de l’échantillon est obligatoire car au cours de cette étape, les constituants de l’échantillon de différentes tailles se trouvent dans différentes hauteurs du canal AF4, fournissant ainsi la base d’une fractionnement de taille réussie. La relaxation incomplète de l’échantillon est habituellement visible par une zone de pic de vide accrue résultant de constituants d’échantillons non retainés (c.-à-d. non détendus). Cet effet peut être atténué en augmentant le temps d’injection et/ou le débit croisé appliqué. Toutefois, les deux paramètres doivent être soigneusement analysés, en particulier pour les échantillons sujets à l’agglomération et à l’adsorption sur la membrane AF4, et peuvent être surveillés par les taux de récupération respectifs obtenus pour différents paramètres36,37. Le temps d’injection appliqué de 5 min ainsi qu’un débit croisé de 1,0mL-min-1 ont révélé des taux de récupération >80% pour tous les échantillons d’AuNP et une zone de pointe vide négligeable indiquant des conditions de relaxation quasi optimales. Après un relâchement suffisant de l’échantillon AuNP, le flux de mise au point a été arrêté et le transport de l’échantillon le long de la longueur du canal AF4 jusqu’au détecteur uv-vis respectif a été lancé, ce qui représente la deuxième étape critique. Afin d’assurer une puissance de fractionnement suffisamment élevée à des temps d’analyse raisonnables, un débit croisé constant de 1,0mL-min-1 pendant 30-50 min (selon la norme de taille AuNP fractionnée respective) suivi d’une décomposition linéaire du débit croisé de 10 min à un débit de détecteur de 0,5 mL.min-1 a été appliqué. L’utilisation d’un profil de flux croisé constant à travers la séparation de toutes les normes de taille AuNP a révélé une relation linéaire entre le temps de rétention et la taille auNP suivant la théorie de la FFF22, permettant ainsi la détermination de la taille de l’échantillon auNP inconnu par une simple analyse linéaire de régression. Cependant, des profils autres qu’un flux croisé constant ont également été exploités pour le dimensionnement des nanoparticules, conduisant finalement à une relation non linéaire entre le temps de rétention et la tailledes particules 38,39. En outre, la détermination de la taille en AF4 à l’aide de normes de taille bien définies ne se limite pas à l’AuNP, mais peut également être appliquée aux nanoparticules avec d’autres tailles et composition élémentaire (p. ex.,argent 38,40 ou nanoparticules de silice41,42). En outre, lorsque vous travaillez avec des échantillons dilués, ICP-MS est un détecteur élémentaire très sensible, qui peut être couplé avec AF4, ajoutant à la polyvalence de cette approche analytique pour le dimensionnement d’une grande variété de nanoparticules en suspension.

En dépit de son application répandue, l’étalonnage de taille externe utilisant des normes de taille bien définies dans AF4 a quelques particularités qui doivent être considérées en l’utilisant pour le dimensionnement précis des échantillons inconnus. Tout d’abord, elle repose fortement sur l’application de conditions comparables lors de la fractionnement des normes de taille respectives et de l’échantillon réel. Dans le cas présenté ici, il est donc obligatoire que les normes de taille AuNP ainsi que l’échantillon auNP inconnu soient fractionnés selon la même méthode AF4 ainsi que la même membrane élitente et la même membrane rendant cette approche assez rigide. De plus, comme il n’y a pas de détecteurs sensibles à la taille, par exemple, la diffusion de la lumière (MALS et DLS) à portée de main, il est difficile de déterminer si une méthode AF4 respective utilisant des normes de taille fonctionne suffisamment bien ou non. Cela est particulièrement vrai pour les échantillons inconnus qui présentent des distributions de très grande taille, où il n’est pas clair si tous les constituants de l’échantillon suivent le modèle normal d’élitution : fractionnement des particules plus petites à plus grosses, ou si les constituants d’échantillons plus gros s’élit déjà en mode stérique-hypercouche, co-exonérer ainsi potentiellement avec les constituants del’échantillon plus petits 43,44. En outre, même si la théorie de la FFF souligne que l’AF4 se sépare uniquement en fonction des différences de taille hydrodynamique avec des particules considérées comme des masses de points sans aucune interaction avecleur environnement 22, la réalité raconte une histoire différente avec les interactions particules-particules et membranes de particules (telles que l’attraction/répulsion électrostatique ou l’attraction van-der-Waals) peut jouer un rôle considérable et peut potentiellement introduire un biais mesurable dans les déterminations de taille par l’intermédiaire de l’étalonnage de tailleexterne 45,46. Il est donc recommandé d’utiliser des normes de taille qui correspondent idéalement à la composition et aux propriétés de surface (potentiel Zeta) de la particuled’intérêt 40,42 ou, si elles ne sont pas disponibles, utilisez au moins des normes de taille de particules bien caractérisées (p. ex., particules de latex de polystyrène) et évaluez soigneusement leur comparabilité avec la particule d’intérêt, en particulier en ce qui concerne leur potentiel zeta de surface dans l’environnement respectif, dans lequel l’analysedoit être effectuée 41,47.

La polyvalence d’AF4 est souvent considérée comme sa plus grande force, car elle offre une gamme d’applications qui va au-delà de la plupart des autres techniques de dimensionnementcourantes dans ce domaine 22,48,49. Dans le même temps, en raison de sa complexité probable associée, il peut également être considéré comme son inconvénient le plus important en particulier contre les techniques de dimensionnement rapide et apparemment facile à utiliser telles que DLS, Nanoparticle Tracking Analysis, ou une seule particule ICP-MS. Néanmoins, lors de la mise en perspective de l’AF4 avec ces techniques de dimensionnement populaires, il devient clair que toutes les techniques ont leurs avantages et leurs inconvénients, mais toutes contribuent à une compréhension plus complète de la nature physico-chimique des nanoparticules et devraient donc être considérées comme complémentaires plutôt que compétitives.

La procédure d’exploitation standard (SOP) présentée ici, met en évidence l’excellente applicabilité d’AF4-UV-vis avec étalonnage de taille externe pour le dimensionnement d’un échantillon auNP inconnu en suspension et a finalement été appliquée comme une ligne directrice recommandée pour l’analyse AF4 d’un échantillon inconnu auNP dans le cadre d’une comparaison interlaboratoire internationale (ILC) qui a été menée dans le cadre du projet Horizon 2020, ACEnano (le résultat de cette CIT fera l’objet d’une future publication). Ce protocole s’ajoute donc aux efforts internationaux encourageants et continus pour valider et normaliser les méthodologies AF425,50,51,52 soulignantle potentiel prometteur de l’AF4 dans le domaine de la caractérisation des nanoparticules.

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient l’ensemble du consortium ACEnano pour des discussions fructueuses à toutes les étapes de la préparation du protocole présenté ici. Les auteurs apprécient également le financement du programme Horizon 2020 de l’Union européenne (H2020) dans le cadre de l’accord de subvention nº 720952 dans le cadre du projet ACEnano.

Materials

0.1 µm Membrane Filters (hydrophilic PVDF) Postnova Analytics GmbH Z-FIL-TEF-002 Used for filtration of aqueous solutions
0.22 µm PVDF Syringe Filter (d = 33 mm) Merck Millipore Durapore Millex Used for filtration of NovaChem100
Adjustable Volume Pipettes (1000 µL) Eppendorf AG Research Plus Used to prepare diluted AuNP suspensions
AF4 cartridge Postnova Analytics GmbH AF2000 MF – AF4 Analytical Channel Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
AF4 Membrane – Regenerated Cellulose (10 kDa MWCO) Postnova Analytics GmbH Z-AF4-MEM-612-10KD Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Analytical Balance (0.1 mg precision) Sartorius ENTRIS124I-1S Used to weigh SDS and NaOH pellets for preparation of cleaning solution
Autosampler Postnova Analytics GmbH PN5300 Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Channel Oven Postnova Analytics GmbH PN4020 Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Crossflow Module Postnova Analytics GmbH AF2000 MF Control Module Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Disposable Pipette Tips (1000 µL) Eppendorf AG ep T.I.P.S Used to prepare diluted AuNP suspensions
Flasks (e.g. 2 liter volume) neoLab 1-0199 Used for eluent storage
Focus Pump Postnova Analytics GmbH PN1131 Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Glass Vials (e.g. 1.5 mL volume) Postnova Analytics GmbH VIA-002 Used for sample storage
Gold Nanoparticle Size Standards (20 nm, 40 nm, 80 nm, 100 nm) Postnova Analytics GmbH NovaCal Gold 50 mg L-1 each, used to establish the size calibration function
Magnetic Stirrer IKA VIBRAX-VXR Used to accelerate dissolution of SDS and NaOH pellets in UPW
Personal Computer (PC) Dell Technologies / Unit to control AF4 runs, record and evaluate collected data, for necessary hardware and software requirements the reader is referred to the Postnova AF2000 manual
Personal protection gear (gloves, lab coat, glasses etc.) / / In accordance with respective laboratory’s safety rules for working with chemicals including engineered nanomaterials
Screw Top for Glass Vials (e.g. 1.5 mL volume) Postnova Analytics GmbH Z-VIA-09150868 Used for sample storage
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS), ≥99 %, Blotting Grade Carl Roth GmbH & Co KG 2326.1 Used for the preparation of the cleaning solution
Sodium Hydroxide (NaOH) Pellets, ≥98 %, p.a Carl Roth GmbH & Co KG 6771.1 Used for the preparation of the cleaning solution
Software Package for Control and Data Acquisition Postnova Analytics GmbH NovaFFF AF2000 Software Software for performing Af4 runs and data aquisition, for necessary hardware and software requirements the reader is referred to the Postnova AF2000 manual
Software Package for Data Evaluation Postnova Analytics GmbH NovaAnalysis Software Software for AF4 data evaluation, for necessary hardware and software requirements the reader is referred to the Postnova NovaAnalysis manual
Software Package for final Data Processing OriginLab Corporation Origin 2019 Used for final data processing
Solvent Degasser Postnova Analytics GmbH PN7520 Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Solvent Selector Postnova Analytics GmbH PN7310 Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Solvent Organizer Postnova Analytics GmbH PN7140 Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Surfactant Mixture Postnova Analytics GmbH NovaChem100 Mixture of different surfactants and salts used for eluent preparation
Tip Pump Postnova Analytics GmbH PN1130 Component of the AF2000 MF – MultiFlow FFF setup, which is described as AF4-system in the manuscript
Unknown AuNP sample BBI Solutions EM.GC60 60 nm AuNP sample used for size determination via size calibration function
UV-vis Detector Postnova Analytics GmbH PN3211 UV-vis detector For downstream coupling with the AF4 system
Vacuum Filtration Unit Postnova Analytics GmbH Eluent Filtration System Used to ensure low particle backgrounds and removal of dissolved air in the used eluents to ensure optimum AF4 fractionation conditions
Vortex IKA Vortex Genie 2 Used for homogenization of diluted AuNP suspensions
Water Purification System Merck Millipore Milli-Q Integral 5 Used to generate ultrapure water (UPW, 18.2 MΩcm resistivity) for preparation of cleaning solution, eluents and dilution of AuNP suspensions
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referenzen

  1. Dykman, L. A., Khlebtsov, N. G. Gold nanoparticles in biology and medicine: recent advances and prospects. Acta Naturae. 3 (2), 34-55 (2011).
  2. Wagner, F. E., et al. Before striking gold in gold-ruby glass. Nature. 407 (6805), 691-692 (2000).
  3. Hunt, L. B. The true story of Purple of Cassius. Gold Bulletin. 9 (4), 134-139 (1976).
  4. Higby, G. J. Gold in medicine. Gold Bulletin. 15 (4), 130-140 (1982).
  5. Faraday, M. X. The Bakerian Lecture. -Experimental relations of gold (and other metals) to light. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. 147, 145-181 (1857).
  6. Borries, B. v., Kausche, G. A. Übermikroskopische Bestimmung der Form und Größenverteilung von Goldkolloiden. Kolloid-Zeitschrift. 90 (2), 132-141 (1940).
  7. Turkevich, J., Hillier, J. Electron Microscopy of Colloidal Systems. Analytical Chemistry. 21 (4), 475-485 (1949).
  8. Homberger, M., Simon, U. On the application potential of gold nanoparticles in nanoelectronics and biomedicine. Philosophical Transactions of the Royal Society A: Mathematical, Physical, and Engineering Sciences. 368 (1915), 1405-1453 (2010).
  9. Cordeiro, M., Ferreira Carlos, F., Pedrosa, P., Lopez, A., Baptista, P. V. Gold Nanoparticles for Diagnostics: Advances towards Points of Care. Diagnostics. 6 (4), 43 (2016).
  10. Vines, J. B., Yoon, J. H., Ryu, N. E., Lim, D. J., Park, H. Gold Nanoparticles for Photothermal Cancer Therapy. Frontiers in Chemistry. 7, 167 (2019).
  11. Dreaden, E. C., Austin, L. A., Mackey, M. A., El-Sayed, M. A. Size matters: gold nanoparticles in targeted cancer drug delivery. Therapeutic Delivery. 3 (4), 457-478 (2012).
  12. Safh, B. P., Antosh, M. Effect of size on gold nanoparticles in radiation therapy: Uptake and survival effects. Journal of Nanomedicine. 2 (1), 1013-1020 (2019).
  13. Haiss, W., Thanh, N. T. K., Aveyard, J., Fernig, D. G. Determination of size and concentration of gold nanoparticles from UV-Vis spectra. Analytical Chemistry. 79 (11), 4215-4221 (2007).
  14. Zheng, T., Bott, S., Huo, Q. Techniques for accurate sizing of gold nanoparticles using dynamic light scattering with particular application to chemical and biological sensing based on aggregate formation. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (33), 21585-21594 (2016).
  15. Liu, J., Murphy, K. E., MacCuspie, R. I., Winchester, M. R. Capabilities of single particle inductively coupled plasma mass spectrometry for the size measurement of nanoparticles: a case study on gold nanoparticles. Analytical Chemistry. 86 (7), 3405-3414 (2014).
  16. Contado, C., Argazzi, R. Size sorting of citrate reduced gold nanoparticles by sedimentation field-flow fractionation. Journal of Chromatography. A. 1216 (52), 9088-9098 (2009).
  17. Calzolai, L., Gilliland, D., Garcìa, C. P., Rossi, F. Separation and characterization of gold nanoparticle mixtures by flow-field-flow fractionation. Journal of Chromatography. A. 1218 (27), 4234-4239 (2011).
  18. Schmidt, B., et al. Quantitative characterization of gold nanoparticles by field-flow fractionation coupled online with light scattering detection and inductively coupled plasma mass spectrometry. Analytical Chemistry. 83 (7), 2461-2468 (2011).
  19. Mekprayoon, S., Siripinyanond, A. Performance evaluation of flow field-flow fractionation and electrothermal atomic absorption spectrometry for size characterization of gold nanoparticles. Journal of Chromatography. A. , (2019).
  20. López-Sanz, S., Rodríguez Fariñas, N., Zougagh, M., Rios, A., Rodriguez Martín-Doimeadios, R. C. C. AF4-ICP-MS as a powerful tool for the separation of gold nanorods and nanospheres. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. , (2020).
  21. Giddings, C. J. A new separation concept based on a coupling of concentration and flow nonuniformities. Separation Science. 1 (1), 123-125 (1966).
  22. Schimpf, M. E., Caldwell, K., Giddings, J. C. . Field-flow fractionation handbook. , (2000).
  23. Contado, C. Field flow fractionation techniques to explore the “nano-world”. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 409 (10), 2501-2518 (2017).
  24. Wahlund, K. G., Giddings, J. C. Properties of an asymmetrical flow field-flow fractionation channel having one permeable wall. Analytical Chemistry. 59 (9), 1332-1339 (1987).
  25. ISO. ISO /TS 21362:2018 Nanotechnologies – of nano-objects using asymmetrical-flow and centrifugal field-flow fractionation. ISO. , (2018).
  26. Gogos, A., Kaegi, R., Zenobi, R., Bucheli, T. D. Capabilities of asymmetric flow field-flow fractionation coupled to multi-angle light scattering to detect carbon nanotubes in soot and soil. Environmental Science: Nano. 6 (1), 584-594 (2014).
  27. Müller, D., et al. Integration of inverse supercritical fluid extraction and miniaturized asymmetrical flow field-flow fractionation for the rapid analysis of nanoparticles in sunscreens. Analytical Chemistry. 90 (5), 3189-3195 (2018).
  28. Capomaccio, R., et al. Gold nanoparticles increases UV and thermal stability of human serum albumin. Biointerphases. 11 (4), (2016).
  29. Levak, M., et al. Effect of protein corona on silver nanoparticle stabilization and ion release kinetics in artificial seawater. Environmental Science & Technology. 51 (3), 1259-1266 (2017).
  30. Mehn, D., et al. Larger or more? Nanoparticle characterisation methods for recognition of dimers. RSC Advances. 7 (44), 27747-27754 (2017).
  31. Sogne, V., Meier, F., Klein, T., Contado, C. Investigation of zinc oxide particles in cosmetic products by means of centrifugal and asymmetrical flow field-flow fractionation. Journal of Chromatography. A. 1515, 196-208 (2017).
  32. Cumberland, S. A., Lead, J. R. Particle size distributions of silver nanoparticles at environmentally relevant conditions. Journal of Chromatography. A. 1216 (52), 9099-9105 (2009).
  33. de Carsalade du pont, V., et al. Asymmetric field flow fractionation applied to the nanoparticles characterization: Study of the parameters governing the retention in the channel. International Congress of Metrology. , (2019).
  34. Loeschner, K., et al. Optimization and evaluation of asymmetric flow field-flow fractionation of silver nanoparticles. Journal of Chromatography. A. 1272, 116-125 (2013).
  35. Mudalige, T. K., Qu, H., Linder, S. W. An improved methodology of asymmetric flow field flow fractionation hyphenated with inductively coupled mass spectrometry for the determination of size distribution of gold nanoparticles in dietary supplements. Journal of Chromatography. A. 1420, 92-97 (2015).
  36. Dubascoux, S., Von Der Kammer, F., Le Hécho, I., Gautier, M. P., Lespes, G. Optimisation of asymmetrical flow field flow fractionation for environmental nanoparticles separation. Journal of Chromatography. A. 1206 (2), 160-165 (2008).
  37. Hagendorfer, H., et al. Application of an asymmetric flow field flow fractionation multi-detector approach for metallic engineered nanoparticle characterization – and limitations demonstrated on Au nanoparticles. Analytica Chimica Acta. 706 (2), 367-378 (2011).
  38. Geiss, O., Cascio, C., Gilliland, D., Franchini, F., Barrero-Moreno, J. Size and mass determination of silver nanoparticles in an aqueous matrix using asymmetric flow field flow fractionation coupled to inductively coupled plasma mass spectrometer and ultraviolet-visible detectors. Journal of Chromatography. A. 1321, 100-108 (2013).
  39. Makselon, J., Siebers, N., Meier, F., Vereecken, H., Klumpp, E. Role of rain intensity and soil colloids in the retention of surfactant-stabilized silver nanoparticles in soil. Environmental Pollution. 238, 1027-1034 (2018).
  40. Bolea, E., Jiménez-Lamana, J., Laborda, F., Castillo, J. R. Size characterization and quantification of silver nanoparticles by asymmetric flow field-flow fractionation coupled with inductively coupled plasma mass spectrometry. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 401 (9), 2723-2732 (2011).
  41. Barahona, F., et al. Simultaneous determination of size and quantification of silica nanoparticles by asymmetric flow field-flow fractionation coupled to ICPMS using silica nanoparticles standards. Analytical Chemistry. 87 (5), 3039-3047 (2015).
  42. Aureli, F., D’Amato, M., Raggi, A., Cubadda, F. Quantitative characterization of silica nanoparticles by asymmetric flow field flow fractionation coupled with online multiangle light scattering and ICP-MS/MS detection. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. 30, 1266-1273 (2015).
  43. Myers, M. N., Giddings, J. C. Properties of the transition from normal to steric field-flow fractionation. Analytical Chemistry. 54 (13), 2284-2289 (1982).
  44. Giddings, J. C. Retention (steric) inversion in field-flow fractionation: practical implications in particle size, density and shape analysis. Analyst. 118 (12), 1487-1494 (1993).
  45. Wahlund, K. G. Flow field-flow fractionation: Critical overview. Journal of Chromatography. A. 1287, 97-112 (2013).
  46. Bendixen, N. L., Adlhart, S., Lattuada, C., Ulrich, A. Membrane-particle interactions in an asymmetric flow field flow fractionation channel studied with titanium dioxide nanoparticles. Journal of Chromatography A. 1334, 92-100 (2014).
  47. Qu, H., Quevedo, I. R., Linder, S. W., Fong, A., Mudalige, T. K. Importance of material matching in the calibration of asymmetric flow field-flow fractionation: material specificity and nanoparticle surface coating effects on retention time. Journal of Nanoparticle Research. 18 (10), 292 (2016).
  48. Giddings, J. C. Field-flow fractionation: analysis of macromolecular, colloidal, and particulate materials. Science. 260 (5113), 1456-1465 (1993).
  49. Cascio, C., Gilliland, D., Rossi, F., Calzolai, L., Contado, C. Critical experimental evaluation of key methods to detect, size and quantify nanoparticulate silver. Analytical Chemistry. 86 (24), 12143-12151 (2014).
  50. Caputo, F., et al. Measuring particle size distribution by asymmetric flow field flow fractionation: a powerful method for the pre-clinical characterisation of lipid-based nanoparticles. Molecular Pharmaceutics. 16 (2), 756-767 (2019).
  51. Parot, J., Caputo, F., Mehn, D., Hackley, V. A., Calzolai, L. Physical characterization of liposomal drug formulations using multi-detector asymmetrical-flow field flow fractionation. Journal of Controlled Release: Official Journal of the Controlled Release Society. 320, 495-510 (2020).
  52. ASTM. ASTM WK68060 – New Test Method for Analysis of Liposomal Drug Formulations using Multidetector Asymmetrical-Flow Field-Flow Fractionation (AF4). ASTM. , (2019).

Tags

Asymmetrical Flow Field-flow FractionationAF4Gold NanoparticlesSize DistributionSuspensionExternal Size CalibrationNanoparticle Size StandardsUV-vis DetectionSample PreparationSystem QualificationFractionation Method Parameters

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Diesen Artikel zitieren
Drexel, R., Sogne, V., Dinkel, M., Meier, F., Klein, T. Asymmetrical Flow Field-Flow Fractionation for Sizing of Gold Nanoparticles in Suspension. J. Vis. Exp. (163), e61757, doi:10.3791/61757 (2020).
Zitat herunterladen
Nachdrucke und Berechtigungen

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image