Summary

Визуализация в реальном времени CCL5-индуцированной миграции периостальных скелетных стволовых клеток у мышей

Published: September 16, 2020
doi:

Summary

Этот протокол описывает обнаружение CCL5-опосредованной миграции периостальных скелетных стволовых клеток в режиме реального времени с использованием прижизненной микроскопии живых животных.

Abstract

Периостальные скелетные стволовые клетки (P-SSC) необходимы для пожизненного поддержания и восстановления костей, что делает их идеальным местом для разработки методов лечения для улучшения заживления переломов.  Периостальные клетки быстро мигрируют к травме, чтобы поставлять новые хондроциты и остеобласты для заживления переломов. Традиционно эффективность цитокина для индуцирования миграции клеток проводилась только in vitro путем выполнения анализа трансвелла или царапины. С достижениями в прижизненной микроскопии с использованием многофотонного возбуждения недавно было обнаружено, что 1) P-SSC экспрессируют мигрирующий ген CCR5 и 2) лечение лигандом CCR5, известным как CCL5, улучшает заживление переломов и миграцию P-SSC в ответ на CCL5. Эти результаты были зафиксированы в режиме реального времени. Здесь описан протокол для визуализации миграции P-SSC из ниши скелетных стволовых клеток (SSC) к травме после лечения CCL5. Протокол детализирует конструкцию мышиного ограничителя и крепления для визуализации, хирургическую подготовку кальварии мыши, индукцию дефекта кальварии и получение покадровой визуализации.

Introduction

Восстановление переломов – это динамичный, многоклеточный процесс, который отличается от эмбрионального развития и ремоделирования скелета. Во время этого процесса индукция сигналов повреждения из поврежденной ткани сопровождается быстрым набором, пролиферацией и последующей дифференцировкой скелетных стволовых / прогениторных клеток, которые имеют решающее значение для общей стабильности и фиксации переломов1. В частности, ранние стадии заживления переломов требуют мягкого образования мозоли, которое в основном относят к периостальным резидентным клеткам2. Когда кости повреждаются, подмножество периостальных клеток быстро реагирует и способствует недавно дифференцированным промежуточным продуктам хряща и остеобластам в мозоли3, что подразумевает наличие отдельной скелетной популяции стволовых / прогениторных клеток в надкостнице. Таким образом, идентификация и функциональная характеристика периостеальных скелетных стволовых клеток (SSC) представляют собой перспективный терапевтический подход к дегенеративным заболеваниям костей и дефектам кости4.

Считается, что SSC находятся в нескольких местах ткани, включая костный мозг. Подобно костному мозгу, остеогенные/хондрогенные SSC также были идентифицированы в надкостнице4,5,6.  Эти периостальные SSC (P-SSC) могут быть помечены маркерами ранней мезенхимальной линии (т.е. Prx1-Cre5, Ctsk-Cre7 и Axin2-CreER8) во время развития костей плода4,7,8,9,10. Существенным ограничением этих моделей отслеживания одиночных генетических линий является то, что существует существенная гетерогенность в меченых клеточных популяциях. Кроме того, они не могут отличить меченые SSC от своего потомства in vivo. Чтобы устранить это ограничение, мы недавно разработали двойную репортерную мышь (Mx1-Cre +Rosa26-Tomato+α SMA-GFP+) для четкой визуализации P-SSC из SSC костного мозга (BM-SSC)11. С помощью этой модели было определено, что P-SSC отмечены двойной маркировкой Mx1 + αSMA +, тогда как более дифференцированные клетки Mx1 + находятся в костном мозге, эндостеальных и периостальных поверхностях, а также кортикальных и трабекулярных костях11,12.

Известно, что множественные цитокины и факторы роста регулируют ремоделирование и восстановление костей и были протестированы на усиление восстановления скелета при критических дефектах сегмента1,13. Однако из-за клеточной сложности моделей травм, генерируемых разрушением физического барьера костного компартмента, прямое влияние этих молекул на эндогенную миграцию и активацию P-SSC во время заживления неясно. Функциональные характеристики и миграционная динамика SSC часто оцениваются in vitro путем выполнения трансвелл или скретч-анализа в сочетании с цитокинами или факторами роста, которые, как известно, индуцируют миграцию в других клеточных популяциях. Таким образом, интерпретация результатов этих экспериментов in vitro для применения в соответствующих системах in vivo является сложной задачей. В настоящее время in vivo оценка миграции скелетных стволовых/клеток-предшественников обычно не наблюдается в режиме реального времени; скорее, он измеряется в фиксированных временных точках после перелома5,7,14,15,16.

Ограничение этого метода заключается в том, что миграция не оценивается на уровне одной клетки; скорее, он измеряется через изменения в клеточных популяциях. Благодаря недавним достижениям в области прижизненной микроскопии живых животных и генерации дополнительных репортерных мышей, отслеживание in vivo отдельных клеток теперь возможно. Используя прижизненную микроскопию живых животных, мы наблюдали отчетливую миграцию P-SSC из ниши шва кальварии в травму кости в течение 24-48 ч после травмы у мышей Mx1 / Tomato / αSMA-GFP.

CCL5/CCR5 был недавно определен в качестве регулирующего механизма, влияющего на набор и активацию P-SSC во время раннего реагирования на травмы. Интересно, что не было обнаружено существенной миграции P-SSC в ответ на травму в режиме реального времени. Тем не менее, лечение травмы с помощью CCL5 приводит к надежной, направленной миграции P-SSC, которая может быть зафиксирована в режиме реального времени. Поэтому целью данного протокола является предоставление подробной методологии регистрации миграции P-SSC in vivo в режиме реального времени после лечения CCL5.

Protocol

Все мыши содержались в условиях, свободных от патогенов, и все процедуры были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных Медицинского колледжа Бейлора (IACUC). 1. Подготовка мыши Скрещивание мышей Mx1-Cre17 и Rosa26-loxP-stop-loxP-tdTomato (Tom)18</…

Representative Results

Было высказано предположение, что скелетные прародители обладают миграционным или кровеносным потенциалом20. Недавно были сгенерированы мыши-репортеры Mx1-Cre+Rosa26-Tomato+α SMA-GFP+ (Mx1/Tomato/αSMA-GFP), в которых P-SSC помечены двойной маркировкой Mx1<s…

Discussion

Во время заживления костей периостальные клетки являются основным источником вновь дифференцированных хондроцитов и остеобластов в повреждении мозоли3. Подобно костному мозгу, остеогенные/хондрогенные SSC также были идентифицированы в надкостнице4,5,6.<s…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана Программой заболеваний костей Техаса, премией Каролинского юридического фонда Визса и NIAMS Национальных институтов здравоохранения под номерами R01 AR072018, R21 AG064345, R01 CA221946 для D.P.  Мы благодарим M.E. Dickinson и T.J. Vadakkan в BCM Optical Imaging and Vital Microscopy Core и BCM Advanced Technology Cores при финансировании NIH (AI036211, CA125123 и DK056338).

.

Materials

½” optical post ThorLabs TR2 For imaging mount
1 mL syringe BD 309659
27G needle BD PercisionGlide 305111
29G insulin syringe McKesson 102-SN05C905P
50 mL conicol tube Falcon 352098 For mouse restraint
Adjustable angle plate Renishaw R-PCA-5023-50-20 For imaging mount
Alcohol wipes Coviden 6818
betadine surgical scrub Henry Schen 67618-151-16
Buprenorphine SR-LAB ZooPharm 1mg/mL Sustained Release
Combo III Obtained from staff veterinarian N/A 37.6 mg/mL Ketamine; 1.9 mg/mL Xylazine; 0.37 mg/mL Acepronazine
Coverslip Fisher 12-545-87 24 x 40 premium superslip
Fine tip forcepts FST 11254-20
Ketamine KetaVed 50989-161-06 100 mg/mL
Leica TCS SP8MP with DM6000CFS Leica Microsystems N/A
Matrigel R & D Systems 344500101
Medical tape McKesson 100199 3" x 10 yds (7.6 cm x 9.1 m)
Methocellulose Electron Microscopy Sciences 19560
Microdissection scissors FST 1456-12
Motorized stage Anaheim automation N/A
Needle holder FST 12500-12
Nonabsorbable sutures McKesson S913BX monofilament nylon 5-0 nonabsorbable sutures with attached C-1 reverse cutting needle
Opthalmic ointment Rugby 0536-1086-91
RANTES Biolegend 594202 10 µg/50 µL
Right-angle clamp for ½” post, 3/16” Hex ThorLabs RA90 For imaging mount
Spring-loaded 3/16” Hex-locking ¼” thumbscrew ThorLabs TS25H For imaging mount
Sterile cotton swabs Henry Schen 100-9249
Sterile DPBS (1x) Corning 21-030-CV
Sterile drapes McKessen 25-517
Surgical gloves McKessen 3158VA
Triple antibiotic ointment Taro Pharmaceuticals U.s.a., Inc. 51672-2120-2
Vacutainer blood collection set BD REF 367298 25G butterfly needle infusion set with 12" tubing

Referenzen

  1. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nature Reviews Rheumatology. 11 (1), 45-54 (2015).
  2. Murao, H., Yamamoto, K., Matsuda, S., Akiyama, H. Periosteal cells are a major source of soft callus in bone fracture. Journal of Bone and Mineral Metabolism. 31 (4), 390-398 (2013).
  3. Colnot, C. Skeletal cell fate decisions within periosteum and bone marrow during bone regeneration. Journal of Bone and Mineral Research. 24 (2), 274-282 (2009).
  4. Roberts, S. J., van Gastel, N., Carmeliet, G., Luyten, F. P. Uncovering the periosteum for skeletal regeneration: the stem cell that lies beneath. Bone. 70, 10-18 (2015).
  5. Duchamp de Lageneste, O., et al. Periosteum contains skeletal stem cells with high bone regenerative potential controlled by Periostin. Nature Communications. 9 (1), 773 (2018).
  6. Olivos-Meza, A., et al. Pretreatment of periosteum with TGF-beta1 in situ enhances the quality of osteochondral tissue regenerated from transplanted periosteal grafts in adult rabbits. Osteoarthritis Cartilage. 18 (9), 1183-1191 (2010).
  7. Debnath, S., et al. Discovery of a periosteal stem cell mediating intramembranous bone formation. Nature. 562 (7725), 133-139 (2018).
  8. Ransom, R. C., et al. Axin2-expressing cells execute regeneration after skeletal injury. Scientific Reports. 6, 36524 (2016).
  9. Ouyang, Z., et al. Prx1 and 3.2kb Col1a1 promoters target distinct bone cell populations in transgenic mice. Bone. 58, 136-145 (2013).
  10. Wilk, K., et al. Postnatal Calvarial Skeletal Stem Cells Expressing PRX1 Reside Exclusively in the Calvarial Sutures and Are Required for Bone Regeneration. Stem Cell Reports. 8 (4), 933-946 (2017).
  11. Ortinau, L. C., et al. Identification of Functionally Distinct Mx1+alphaSMA+ Periosteal Skeletal Stem Cells. Cell Stem Cell. 25 (6), 784-796 (2019).
  12. Deveza, L., Ortinau, L., Lei, K., Park, D. Comparative analysis of gene expression identifies distinct molecular signatures of bone marrow- and periosteal-skeletal stem/progenitor cells. PLoS One. 13 (1), 0190909 (2018).
  13. Schindeler, A., McDonald, M. M., Bokko, P., Little, D. G. Bone remodeling during fracture repair: The cellular picture. Seminars in Cell and Developmental Biology. 19 (5), 459-466 (2008).
  14. Shi, Y., et al. Gli1 identifies osteogenic progenitors for bone formation and fracture repair. Cell Stem Cell. 15 (2), 782-796 (2017).
  15. Zhou, B. O., Yue, R., Murphy, M. M., Peyer, J. G., Morrison, S. J. Leptin-receptor-expressing mesenchymal stromal cells represent the main source of bone formed by adult bone marrow. Cell Stem Cell. 15 (2), 154-168 (2014).
  16. Grcevic, D., et al. In vivo fate mapping identifies mesenchymal progenitor cells. Stem Cells. 30 (2), 187-196 (2012).
  17. Kuhn, R., Schwenk, F., Aguet, M., Rajewsky, K. Inducible gene targeting in mice. Science. 269 (5229), 1427-1429 (1995).
  18. Srinivas, S., et al. Cre reporter strains produced by targeted insertion of EYFP and ECFP into the ROSA26 locus. BMC Developmental Biology. 1, 4 (2001).
  19. Park, D., et al. Endogenous bone marrow MSCs are dynamic, fate-restricted participants in bone maintenance and regeneration. Cell Stem Cell. 10 (3), 259-272 (2012).
  20. Nitzsche, F., et al. Concise Review: MSC Adhesion Cascade-Insights into Homing and Transendothelial Migration. Stem Cells. 35 (6), 1446-1460 (2017).
  21. Adler, J., Pagakis, S. N. Reducing image distortions due to temperature-related microscope stage drift. Journal of Microscopy. 210, 131-137 (2003).
  22. Roberts, S. J., Ke, H. Z. Anabolic Strategies to Augment Bone Fracture Healing. Current Osteoporosis Reports. 16 (3), 289-298 (2018).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Ortinau, L., Lei, K., Jeong, Y., Park, D. Real-Time Imaging of CCL5-Induced Migration of Periosteal Skeletal Stem Cells in Mice. J. Vis. Exp. (163), e61162, doi:10.3791/61162 (2020).

View Video