Worm-align and Worm_CP, Two Open-Source Pipelines for Straightening and Quantification of Fluorescence Image Data Obtained from Caenorhabditis elegans

Die Kultivierung und Abbildung von C. elegans nach der in diesem Protokoll beschriebenen Methode erzeugt große Übersichtsbilder von Wurmpopulationen. Um die visuelle Inspektion und Klassifizierung von Würmern aus diesen Bildern zu erleichtern, haben wir Worm-align entwickelt. Worm-align ist ein einfaches und benutzerfreundliches FIJI-Skript, das verwendet werden kann, um Montagen von begradigten und ausgerichteten Würmern zu erstellen. Würmer werden aus Übersichtsbildern ausgewählt, indem eine Linie entlang der Längsachse der Würmer gezeichnet wird. Jedem ausgewählten Wurm wird eine Zahl zugewiesen, beschnitten und begradigt und einer Montage hinzugefügt. Montagen können pro Bild generiert werden oder alle Bilder aus dem ursprünglichen Eingabeordner kombinieren. Wie erwartet hängt die Ausgabe der Pipeline weitgehend von der Qualität der Linien ab, die über den Bildern gezeichnet werden. Zur Veranschaulichung dieses Punktes zeigt Abbildung 4 mehrere Linienbeispiele und deren Ausgabe aus Worm-align. Eine komplette Linie vom Kopf bis zur Schwanzspitze erzeugt einen richtig ausgerichteten Wurm (mit der Aufschrift “gut”). Abbildung 4 zeigt auch, wie sich Ungenauigkeiten bei der Ablaufverfolgung von Worm-Align auf die Ausgabe der Ausrichtung auswirken. Aus der in Abbildung 4Centhaltenen anmerkungsierten Montage ist darauf zu achten, dass die folgenden Fehler vermieden werden, da sie die richtige Ausrichtung von Würmern behindern: Inkonsistente Rückverfolgung des Wurms von Kopf zu Schwanz (mit der Aufschrift “Schwanz bis Kopf”). Dies führt dazu, dass Würmer in verschiedene Richtungen (d.h. Schwanz-zu-Kopf versus Kopf-zu-Schwanz) in der Ausrichtung ausgerichtet werden. Unvollständige Ablaufverfolgung (mit der Bezeichnung “unvollständig”). Dies führt nur dazu, dass nur der Teil des Wurms, der für die Montage abgeschnitten wurde, abgeschnitten wurde. Einschließlich mehrerer Würmer in einer einzigen Spur (mit der Bezeichnung “Wurm mit zwei Köpfen”). Dies führt dazu, dass Würmer und (bedeutende Abschnitte) ihrer Nachbarn in das gleiche Panel der Montage eingefügt werden. Hinzufügen zufälliger Linien zum Bild (mit der Bezeichnung “zufällig”). Dies führt zum Einfügen von zufälligen Panels in die Montage. Für die Erstellung der Montage ist es kein Problem, wenn sich zwei einzelne Zeilen schneiden (mit der Bezeichnung “schneidend”) oder an beiden Enden des Wurms verbunden sind (mit der Bezeichnung “verbunden”), solange jede Zeile die gesamte Länge eines einzelnen Wurms nachverfolgt: Das Worm-Align-Skript wählt jede Zeile ROIs einzeln und sequenziell aus, schneidet und richtet sie, so dass jedes Panel in der endgültigen Montage eine einzelne Zeilenablaufverfolgung darstellt. Bei den sich schneidenden Würmern, obwohl in der Montage für Wurm “intersecting1” und “intersecting2” in voller Länge aufgefallen sind, fällt deutlich auf, dass sich diese Würmer im ursprünglichen Übersichtsbild kreuzen. Daher kann der Schluss gezogen werden, dass die visuelle Identifizierung von sich schneidenden Linien aus dem Overlay-Bild im Unterordner “Daten” (Abbildung 5A) sowie aus den Panels einzelner Würmer in der Montage möglich ist (Abbildung 5B). Darüber hinaus können alle Überlappungen von Würmern/Linien aus der Qc-Tabelle (Quality Control) identifiziert werden, die für jedes verarbeitete Bild von Worm-align generiert und im Datenunterordner gespeichert wird. Diese Tabelle zeichnet drei Parameter für jeden der im Bild gezeichneten Linien-ROIs auf (siehe Abbildung 5C):Davon gibt Länge die Länge des Linien-ROI an, was ein guter Indikator für die Größe des Wurms ist; und die Wurmnummer gibt die Reihenfolge an, in der die Zeilen auf dem Übersichtsbild gezeichnet wurden. Schließlich gibt die letzte Spalte an, ob es eine Überlappung zwischen dem betreffenden Wurm/der betreffenden Zeile und einem der anderen im Bild ausgewählten Würmer/Linien gibt. Im Falle einer Überlappung unterscheidet sich die Zahl in dieser Spalte von der in der Spalte Wurmnummer aufgeführten. In Kombination mit dem Überlagerungsbild sollte die QC-Tabelle dem Forscher helfen, erlernte Entscheidungen darüber zu treffen, welche Würmer von der Montage und/oder Quantifizierung ausgeschlossen werden sollten. Die Ausgabe von Worm-align kann für die nachfolgende Quantifizierung der Fluoreszenzintensität in einzelnen Würmern verwendet werden. In FIJI können die Line-ROIs verwendet werden, um die Fluoreszenzintensität in den ursprünglichen Bilddaten zu messen, z. B. durch Ausführen des einfachen FIJI-Skripts ‘ Worm-quant.ijm’, das auch im Worm-Align-Repository auf Github zu finden ist. Alternativ kann die Worm-Align-Ausgabe in Bildanalysesoftware von Drittanbietern importiert werden. Wir demonstrieren dies, indem wir die Worm-Align-Ausgabe von zwei Datasets in Worm_CP importieren, eine Pipeline, die wir in CellProfiler generiert haben. Worm_CP verwendet die Dateien im Unterordner “CellProfiler” des Wurm-Ausrichtung-Ausgabeordners, um Segmentierungsmasken der einzelnen Würmer, die während der Ausführung des Wurm-Align-Makros ausgewählt wurden, zu optimieren. Insbesondere verwendet es die Linienmaske (benannt: Lines_), um ausgewählte Würmer von der Wurmpopulation zu isolieren, die in der Binärmaske (benannt: Mask_) zu sehen ist. Es sei darauf hingewiesen, dass Linien, die sich auf dem Übersichtsbild schneiden (Abbildung 5A), obwohl kein Problem für die Erzeugung von Montagen, sind problematisch für die Worm_CP Pipeline. Warum dies der Fall ist, wird in Abbildung 5 D-Everanschaulicht. Worm_CP verwendet die Linienmaske (Abbildung 5D) und nicht einzelne ROIs, um die Identifizierung einzelner Würmer zu unterstützen. Die sich schneidende Linie, die während der Ausführung von Worm-align an zweiter Stelle gezogen wird, wird auf der ersten Linie überlagert, und daher wird die Intensität entlang dieser Linie die des ROI2 sein, einschließlich in dem Bit, in dem sich Linie 1 und 2 überlappen. Daher segmentiert CellProfiler Zeile2 als ein Objekt, aber zeile1 als zwei Objekte, die an der Stelle getrennt sind, an der sie sich mit Zeile2 schneidet. Dies bedeutet, dass CellProfiler zwei (halbe) Wurmmasken für Wurm ‘intersecting1’ erzeugt (Abbildung 5E). Die einfachste Möglichkeit, diese Ereignisse aus der Endanalyse auszuschließen (falls erforderlich), besteht darin, die Wurmanzahl der sich schneidenden Würmer aus der QC-Tabelle (Datenunterordner) zu identifizieren und Messungen für diese Würmer aus den CellProfiler-Ausgabedateien zu entfernen. Bitte beachten Sie, dass Würmern in FIJI und CellProfiler nicht unbedingt die gleiche Nummer zugewiesen werden: Um die FIJI-Wurmnummer in der CellProfiler-Ausgabe zu identifizieren, schauen Sie sich die Intensity_Max_Intensity Werte in der Ausgabedatei “Lines.csv” an. Jeder Intensity_Max_Intensity Wert, der mehr als einmal pro Bild in der Tabelle “Linien.csv” angezeigt wird, ist ein Hinweis auf diesen Roi der Linie, der zu einer gebrochenen Wurmmaske führt. Sobald einzelne Wurmmasken segmentiert sind, können Worm_CP die Fluoreszenzintensität in den ausgewählten Würmern für alle aufgezeichneten Kanäle messen. Alle Messungen stammen aus den ursprünglichen (Roh-)Bilddaten, wobei zu beachten ist, dass CellProfiler die Pixelintensität automatisch auf einer Skala von 0-1 skaliert. Dies wird erreicht, indem der Rohpixelintensitätswert durch die maximal mögliche Pixelintensität für das Bild dividiert wird. Bei 8-Bit-Bildern ist dieser Wert 255, bei 16-Bit-Bildern 65535. CellProfiler-Intensitätswerte müssen daher mit dem maximal möglichen Intensitätswert multipliziert werden, um Werte wiederzuerlangen, die den Rohbilddaten entsprechen. Die Worm_CP Ausgabe besteht aus zwei csv-Dateien, ‘worms.csv’ und ‘Lines.csv’, die im ausgewählten Ausgabeordner gespeichert werden. Bei der Überprüfung dieser Dateien ist klar, dass CellProfiler eine große Anzahl von Parametern im Zusammenhang mit der Fluoreszenzintensität aufzeichnet. Davon entspricht die Intensity_IntegratedIntensity der Gesamtfluoreszenz pro Wurm (d. h. der Summe der Fluoreszenzintensität in allen Pixeln, die die Maske eines einzelnen Wurms auslegt). Der Parameter Intensity_MeanIntensity bezieht sich auf die durchschnittliche Fluoreszenzintensität innerhalb eines einzelnen Wurms (d. h. die durchschnittliche Fluoreszenzintensität pro Pixel für alle Pixel, die in einem einzelnen Wurm enthalten sind). Aufgrund des gelegentlichen Auftretens von (kleinen) Fehlern bei der Segmentierung der Schneckenmasken wird empfohlen, beim Vergleich von Fluoreszenzmessungen einzelner Würmer zwischen zwei Bedingungen MeanIntensity-Messungen zu verwenden. Wenn Sie die Hintergrundfluoreszenz von quantifizierten Messumsuren subtrahieren möchten, verwenden Sie die measurments, die MeanIntensity_Threshold genannt werden. Wir haben die Worm_CP-Pipeline verwendet, um die Fluoreszenzintensität von festen Tieren zu quantifizieren, die mit einem fluoreszierenden Farbstoff gekennzeichnet wurden, der in Lipidtröpfchen (LDs) einbaut (Abbildung 6). Um die Fluoreszenzquantifizierung aus der Worm-Align/Worm_CP-Pipeline zu validieren, quantifizierten wir die Fluoreszenzintensität in demselben Satz von Würmern aus dem BODIPY-Dataset entweder durch die Wurm-Align/Worm_CP-Pipeline oder die manuelle Quantifizierung in FIJI/ImageJ. Die manuelle Quantifizierung erfolgte in FIJI/ImageJ, indem jeder Wurm sowie eine dunkle Hintergrundzone in jedem Bild umkreist wurden. Die Fluoreszenzintensität wurde im ROI-Manager gemessen und der für den Bildhintergrund gemessene Wert von der Wurmfluoreszenzmessung jedes Wurms subtrahiert, wiebeschrieben 17. Wir verglichen Wildtyp (WT) N2 Würmer mit dbl-1(nk3) Mutanten, die einen verringerten Lipidtröpfchengehalt18aufweisen. Wie erwartet ist die grüne Fluoreszenzintensität zwischen WT- und dbl-1(nk3)-Würmern mit beiden Methoden signifikant verringert (Abbildung 6A,B). Beispiele für ausgerichtete Würmer sind in Abbildung 6C,Dzu finden. Der Lipidtröpfchengehalt wird durch manuelle Quantifizierung um 17% (p-Wert<0.0001, unpaired t-test) zwischen WT und dbl-1(nk3) und um 14% (p-wert=0.0051 unpaired t-test) mit der Worm_CP Pipeline verringert. Die hier in dbl-1(nk3) beobachtete Abnahme des Lipidtröpfchengehalts bei beiden Quantifizierungsmethoden entspricht der Literatur18. Dies zeigt, dass die Quantifizierung der erfassten Fluoreszenzbilder mit der Worm_CP CellProfiler-Pipeline mit der manuellen Quantifizierung vergleichbar ist. Wir haben auch Worm_CP verwendet, um die Hitzeschockreaktion bei lebenden Würmern zu quantifizieren, die GFP unter Kontrolle des Hitzeschock-induzierbaren Gens hsp-70(C12C8.1)9ausdrücken. Abbildung 7 zeigt repräsentative Bilder von lebenden C. Eleganen, die den hitzeempfindlichen hsp-70(C12C8.1)p::GFP-Reporter tragen. In Ermangelung von Hitzespannung induzieren die Würmer keine GFP-Expression (Abbildung 7A,B). Wenn Würmer jedoch einem kurzen Hitzeschock von 30 min bei 34 °C ausgesetzt sind, induzieren sie GFP-Expression (Abbildung 7C,D). GfP-Expressionsniveaus mit und ohne Hitzeschock sind in Abbildung 7Equantifiziert. So wie es aussieht, ist Worm_CP eine sehr grundlegende Pipeline. Dieser Ansatz ermöglicht jedoch eine genauere Segmentierung einzelner Wurmmasken, was eine genauere Quantifizierung der Fluoreszenzintensität in den würmern ermöglicht, die aus dem Bild ausgewählt wurden. Aus diesem Grund bevorzugen wir diesen Ansatz gegenüber einer groben Quantifizierung in FIJI, indem wir nur die Linienmasken verwenden. Darüber hinaus bietet CellProfiler den Vorteil, dass zusätzliche Analysemodule problemlos in die Pipeline eingebunden werden können. Für das Dataset, das sich mit dem Fetttröpfchengehalt befasst, könnte das Einfügen zusätzlicher Module in die Worm_CP-Pipeline beispielsweise lipidtröpfchenzahlen und die Fluoreszenzintensität einzelner Tröpfchen in den in den Übersichtsbildern ausgewählten Würmern untersuchen. Abbildung 1: Generieren einer Mundmikropipette. Eine Glaskapillare wird in der Flamme eines Bunsenbrenners (A) verlängert, bis sie dünne, längliche Extremitäten liefert (B). Die verlängerte Glaskapillare wird dann in das Adapterstück der Mundmikropipette eingesteckt. (C) Schemat einer Mundmikropipette. Die Mundmikropipette wurde mit einer Glaskapillare in einen Adapter gesteckt montiert. Ein 6-mm-Silikonrohr verbindet den Adapter mit einem 0,2-mm-Spritzenfilter, der zur Sicherheit verwendet wird. Das andere Ende des Filters ist an einem 3 mm Silikonrohr befestigt, das mit einer 1ml Filterspitze endet. Der Experimentator kann über die Filterspitze aspirieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 2: Aspiration der Flüssigkeit, die das Wurmpellet umgibt, mit der Mundmikropipette. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 3: Hinzufügen des Deckelzettels auf die Würmer, die auf dem Agarose-Pad liegen, klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 4: Beispiele für die Begradigung des Wurms mit Wurmausrichtung auf Fluoreszenzbildern, die von lebenden Tieren mit dem Transkriptionsreporter Fett-7paufgenommen wurden: :GFP im Darm und ein roter Co-Injektionsmarker im Rachen (myo-2p::tdtomato). (A) Screenshot eines zusammengesetzten Bildes, das am Fluoreszenzmikroskop von lebenden Würmern am 3. Tag des Erwachsenenalters aufgenommen wurde. Das Bild wurde mit Worm_align geöffnet und Linien entlang der Längsachse der Würmer mit Worm-Align gezeichnet. (B) Screenshot des gleichen Bildes wie in (A), mit Beispielen, die von einer guten und schlechten Zeichnung der Linien entlang der Achse der Würmer mit Worm-Align kommentiert wurden. (C) Beispiele für Linien, die auf Würmern gezeichnet werden und zu falsch ausgerichteten Würmern ansteigen können. Die Wurm-Ausrichtung-Ausgabe der in B ausgewählten Würmer wurde aufgenommen. Bilder wurden mit einem 20-fachen Objektiv auf einem invertierten Weitfeldmikroskop (siehe Materialtabelle) mit grüner Fluoreszenzintensität=1, Exposition=60 ms und roter Fluoreszenzintensität = 8, Exposition = 60 ms aufgenommen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 5: Beispiele für die Begradigung des Wurms mit Wurmausrichtung bei sich schneidenden Würmern. (A) Screenshot eines zusammengesetzten Bildes, das am 3. Tag von Tieren im Erwachsenenalter, die den Transkriptionsreporter Fat-7ptragen, auf dem fluoreszierenden Mikroskop von lebenden Würmern aufgenommen wurde: :GFP im Darm und ein roter Co-Injektionsmarker im Rachen (myo-2p::tdtomato). Schneidende Würmer werden als “intersecting1” und “intersecting2” gekennzeichnet, während nicht überlappende Würmer als “good3” und “good4” gekennzeichnet sind. (B) Montage, die von Worm-align erstellt wurde und begradigte Würmer darstellt, die in (A )ausgewählt wurden. In der Montage fällt auf, dass sich die Würmer 1 und 2 auf dem Originalbild kreuzten (Würmer, die als “schneidend1” und “intersecting2” bezeichnet werden). (C) Screenshot der QC-Tabelle von Worm-align, mit dem Fälle entdeckt werden können, in denen sich Würmer schneiden. Länge: Länge der ROI-Linie; Wurmnummer: Reihenfolge, in der die Linien gezeichnet wurden; Die letzte Spalte gibt an, ob es eine Überlappung zwischen dem Wurm/der Interessenlinie und einem anderen Wurm gibt. In diesem Beispiel überlappt sich der Wurm im ersten Rohformat (Wurmnummer1) mit Wurmnummer 2, wie durch die Zahl “2” in der letzten Spalte angegeben. (D) Screenshot der mit Worm-align gezeichneten Linien auf den vier Würmern, die in A. (E) ausgewählt wurden, Screenshot der Masken, die von Worm-align auf den vier in A ausgewählten Würmern generiert werden, zeigt, wie die Masken für die beiden sich schneidenden Würmer gerendert werden. In diesem Fall entsprechen nun zwei Masken statt einer dem Wurm “intersecting1”. Die Bilder wurden mit einem 20-fachen Objektiv auf einem invertierten Weitfeldmikroskop (siehe Materialtabelle) mit grüner Fluoreszenzintensität=1, Exposition=60ms und roter Fluoreszenzintensität = 8, Belichtung = 60 ms aufgenommen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 6: Die Worm_CP-Pipeline quantifiziert die Fluoreszenz so genau wie die manuelle Quantifizierung. Vergleich der Fluoreszenzquantifizierung junger erwachsener Würmer, die für den Fetttröpfchengehalt fixiert und gebeizt wurden, mit dem grünen Fluoreszenzfarbstoff BODIPY, entweder mit Worm_CP Pipeline (A) oder manueller Quantifizierung (B). Der Lipidtröpfchengehalt von WT und dbl-1 (nk3) wurde durch Fixierung und Färbung von Tieren mit BODIPY überwacht, die zu Fettsäuren von Lipidtröpfchen intercaliert (siehe Protokoll A). Junge erwachsene Tiere wurden mit 60% Isopropanol fixiert und mit BODIPY für 1h gebeizt. Derselbe Satz von Tieren wurde entweder anhand der Worm_CP-Pipeline (siehe Schritt 7) oder durch manuelle Quantifizierung nach Standardverfahren17quantifiziert. (A) Quantifizierung der Fluoreszenz unter Verwendung Worm_CP Pipeline. WT: n=22 Tiere, durchschnittliche Fluoreszenz= 1,016 (A.U) ± 0,206 SD; dbl-1(nk3): n=25 Tiere, durchschnittliche Fluoreszenz= 0,8714 (A.U) ± 0,126 SD. Ungepaarter t-Test. (B) Manuelle Quantifizierung der Fluoreszenz. WT: n=22 Tiere, durchschnittliche Fluoreszenz = 1,048 ± 0,153 SD; dbl-1(nk3): n=25 Tiere, durchschnittliche Fluoreszenz = 0,8632 ± 0,109 SD. Ungepaarter t-Test. (C, D) Repräsentatives Beispiel oder Worm-Align-Ausgang für WT (C) und dbl-1(nk3) (D) Tiere, die mit der Worm-Align-Pipeline begradigt wurden. Die Bilder wurden mit einem 20-fachen Objektiv auf einem invertierten Weitfeldmikroskop (siehe Materialtabelle) mit grüner Fluoreszenzintensität=2, Exposition=60ms aufgenommen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 7: Beispiel für die Fluoreszenzquantifizierung und Ausrichtung von lebenden Würmern aus Fluoreszenzbildern von lebenden Würmern, die den Transkriptionsreporter hsp-70(C12C8.1)p::GFP nach Hitzeschock tragen. (A) Bei einem kurzen Hitzeschock (30 min bei 34 °C) wurden junge erwachsene Würmer bei ihrer Kultivierungstemperatur (25 °C) geborgen und dann 3,5h nach dem Hitzeschock abgebildet. Etwa 30 Würmer wurden nach einem Hitzeschock mit Hilfe der Wurm-Align-Pipeline quantifiziert. (A-B) Beispiele für ausgerichtete Würmer, die keinem Hitzeschock ausgesetzt waren. (C-D) Beispiele für hitzegeschockte Würmer, die hsp-70(C12C8.1)p::GFP mit Worm-align tragen. (E) zeigt die GFP-Durchschnittsintensität (Worm_CP Parameter: MeanIntensity_Threshold) der jungen Erwachsenenwürmer, die ohne Hitzeschock oder bei Einwirkung von Hitzeschock (34 °C für 30 min) angebaut wurden. Die Bilder wurden mit einem 20-fachen Objektiv auf einem invertierten Weitfeldmikroskop (siehe Materialtabelle) mit grüner Fluoreszenzintensität=1, Exposition=60ms aufgenommen; ohne HS: n=12, HS: n=32. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Ergänzende Abbildung 1: Position in FIJI, wo sich das Wurm-Ausrichtung-Makro nach der Installation befindet. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 2: Auswahl des Ordners mit allen Bildern, die mit den gleichen Einstellungen aufgenommen wurden. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 3: Generierung von 4 Unterordnern im Ausgabeordner in FIJI. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 4: Zeichnen einer Linie über die Breite des Wurms und Kanaleinstellungen für die Montage. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 5: Vorschau des Bildes mit den angewendeten Einstellungen. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 6: Zeichnen einer Linie entlang der Längsachse der Würmer von Interesse für die Aufnahme in die Montage und/oder Quantifizierung. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 7: Montage der ausgewählten Würmer im Ausgabeordner unter “ausgerichtet”. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 8: Löschen früherer Bilder aus früheren Analysen in Cell Profiler. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 9: Importieren von Metadaten in CellProfiler aus dem Wurm-Ausrichtung-Ausgabeordner, indem Sie den Unterordner Einstellungen.csv auswählen. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 10: Die CellProfiler-Pipeline Worm_CP.cpproj verwendet die Lines_-Bilder, um die ausgewählten Würmer (A) zu einzeln zu halten, und erzeugt einzelne Wurmmasken der Würmer von Interesse (C). Die Pipeline misst auch die Hintergrundintensität (B). Outlook aller parameter, die von der Pipeline Worm_CP.ccproj gemessen werden, die in einer csv-Datei (D) exportiert werden. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung 11: Auswahl von Ausgabedateien in der “ExportToSpreadsheet in der Worm_CP.cpproj-Pipeline. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.