التسليم داخل الشرايين للخلايا الجذعية العصبية إلى الدماغ الفئران والفأر: تطبيق على الإقفاري الدماغي
Summary
طريقة لتوصيل الخلايا الجذعية العصبية، قابلة للتكيف مع حلول الحقن أو التعليقات، من خلال الشريان السباتي المشترك (الماوس) أو الشريان السباتي الخارجي (الجرذ) بعد السكتة الدماغية الإقفارية. يتم توزيع الخلايا عن طريق الحقن على نطاق واسع في جميع أنحاء الدماغ parenchyma ويمكن الكشف عنها تصل إلى 30 د بعد الولادة.
Abstract
العلاج بالخلايا الجذعية العصبية (NSC) هو علاج مبتكر ناشئ للسكتة الدماغية وإصابات الدماغ الرضية والاضطرابات العصبية. بالمقارنة مع الولادة داخل الجمجمة، فإن الإدارة داخل الشرايين للNSCs أقل توغلاً وتنتج توزيعاً أكثر انتشاراً للـ NSCs داخل الدماغ. وعلاوة على ذلك، يسمح التسليم داخل الشرايين تأثير المرور الأول في الدورة الدموية في الدماغ، مما يقلل من احتمال محاصرة الخلايا في الأجهزة الطرفية، مثل الكبد والطحال، وهي مضاعفات مرتبطة بالحقن المحيطي. هنا، نحن بالتفصيل منهجية، في كل من الفئران والجرذان، لتسليم NSCs من خلال الشريان السباتي المشترك (الماوس) أو الشريان السباتي الخارجي (الفئران) إلى نصف الكرة الأرضية أقل من المتوسط بعد السكتة الدماغية. باستخدام NSCs المسمى GFP ، نوضح التوزيع الواسع النطاق الذي تحقق في جميع أنحاء نصف الكرة الأرضية الإب وسائل القوارض في 1 d و 1 أسبوع و 4 أسابيع بعد الولادة بعد الإشهار ، مع كثافة أعلى في موقع إصابة الإقفاري أو بالقرب منه. بالإضافة إلى البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل، نعرض أدلة على تمايز الخلايا التي تحمل علامة GFP في 4 أسابيع. ويمكن أيضاً استخدام نهج التسليم داخل الشرايين الموصوف هنا بالنسبة للـ NSCs في إدارة المركبات العلاجية، وبالتالي قابليته للتطبيق الواسع على نماذج الإصابات والأمراض المتنوعة في الجهاز العصبي المركزي عبر أنواع متعددة.
Introduction
العلاج بالخلايا الجذعية (SC) يحمل إمكانات هائلة كعلاج للأمراض العصبية، بما في ذلك السكتة الدماغية، صدمة الرأس والخرف1،2،3،4،5،6. ومع ذلك ، فإن طريقة فعالة لتقديم SCs الخارجية إلى الدماغ المريض لا تزال إشكالية2،6،7،8،99،10،11،12،13. SCs تسليمها من خلال طرق التسليم الطرفية، بما في ذلك الحقن الوريدي (IV) أو داخل الصفاق (IP)، تخضع لتصفية أول تمريرة في دوران الأوعية الدقيقة، وخاصة في الرئة والكبد والطحال والعضلات8،,9،,13،,14،وزيادة فرص تراكم الخلايا في المناطق غير المستهدفة. طريقة الحقن داخل المخية الغازية ينتج في الأنسجة المخية المترجمة الضرر وتوزيع مقيد جدا من SCs بالقرب من موقع الحقن2,6,8,14,15,16. لقد أنشأنا مؤخرًا طريقة حقن داخل الشرايين تعتمد على القسطرة لتقديم SCs العصبية الخارجية (NSCs) ، والتي يتم وصفها هنا في نموذج القوارض من السكتة الدماغية الدماغية المحورية. نحن نحفز عابرة (1 ح) إصابة نقص التروية reperfusion في نصف الكرة الأرضية واحد باستخدام خيوط مطاط سيليكون المغلفة لocclude الشريان الدماغي الأوسط الأيسر (MCA) في الفأر أو الفئران17،18،19. في هذا النموذج لاحظنا أن ما يقرب من 75-85٪ اكتئاب تدفق الدم الدماغي (CBF) في نصف الكرة الأرضية ipsilateral مع دوبلر الليزر أو الليزر التصوير البقع17،19، مما يؤدي إلى عجز عصبي ثابت17،18،19.
لأغراض توفير الوقت، يتم تعيين الفيديو للعب بمعدل ضعف السرعة العادية والإجراءات الجراحية الروتينية مثل إعداد الجلد وإغلاق الجرح مع خياطة واستخدام وإعداد مضخة حقنة الآلية لا تقدم. ويتضح طريقة التسليم داخل الشرايين من NSCs في سياق نموذج انسداد الشريان الدماغي الأوسط (MCAO) من السكتة الدماغية التجريبية في القوارض. لذلك، نحن نشمل إجراء السكتة الدماغية الإقفارية العابرة من أجل إظهار كيفية إجراء الجراحة الثانية، الحقن داخل الشرايين، باستخدام الموقع الجراحي السابق على نفس الحيوان. 10- ويتضح جدوى الولادة داخل الشرايين من مراكز الأمومة الوطنية في نماذج السكتة الدماغية القوارض من خلال تقييم توزيع والبقاء في المراكز غير المتخصصة الخارجية. سيتم الإبلاغ عن فعالية العلاج NSC لتكين أمراض الدماغ والخلل العصبي بشكل منفصل.
Protocol
Representative Results
Discussion
ولا يزال العلاج بالخلايا الجذعية للأمراض العصبية في مرحلة استكشافية مبكرة. وتتمثل إحدى القضايا الرئيسية في عدم وجود طريقة راسخة لإيصال الـ SCs أو NSCs إلى الدماغ.
على الرغم من أنه يمكن اكتشاف SCs/NSCs الخارجية في الدماغ بعد الحقن الوريدي (IV) أو داخل الصفاق (IP) أو الحقن داخل البارفين?…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وقد تم دعم هذا البحث من قبل ما يلي: جائزة AHA 14SDG20480186 لLC، فريق الابتكار الموضوع من جامعة شانشي للطب الصيني 2019-QN07 لBZ، والحبل الشوكي كنتاكي والرأس البحوث منحة 14-12A لKES وLC.
Materials
| 20 G needle | Becton & Dickinson | BD PrecisionGlide 305175 | preparation of injection catheter |
| 26 G needle | Becton & Dickinson | BD PrecisionGlide 305111 | preparation of injection catheter |
| 27 G needle | Becton & Dickinson | BD PrecisionGlide 305136 | preparation of injection catheter |
| 4-0 NFS-2 suture with needle | Henry Schein Animal Health | 56905 | surgery |
| 6-0 nylon suture | Teleflex/Braintree Scientific | 104-s | surgery |
| Accutase | STEMCELL Technologies | 7922 | cell detachment solution |
| blade | Bard-Parker | 10 | surgery |
| Buprenorphine-SR Lab | ZooPharm | Buprenorphine-SR Lab® | analgesia (0.6-1 mg/kg over 3 d) |
| Calcium/magnisum free PBS | VWR | 02-0119-0500 | NSC dissociation |
| DCX antibody | Millipore | AB2253 | immunostaining |
| GFAP antibody | Invitrogen | 180063 | immunostaining |
| Isoflurane | Henry Schein Animal Health | 50562-1 | surgery |
| MCAO filament for mouse | Doccol | 702223PK5Re | surgery |
| MCAO filament for rat | Doccol | 503334PK5Re | surgery |
| MRE010 catheter | Braintree Scientific | MRE010 | preparation of injection catheter |
| MRE025 catheter | Braintree Scientific | MRE025 | preparation of injection catheter |
| MRE050 catheter | Braintree Scientific | MRE050 | preparation of injection catheter |
| Nu-Tears Ointment | NuLife Pharmaceuticals | Nu-Tears Ointment | eye care during surgery |
| S&T Forceps – SuperGrip Tips JF-5TC Angled | Fine Science Tools | 00649-11 | surgery |
| S&T Forceps – SuperGrip Tips JF-5TC Straight | Fine Science Tools | 00632-11 | surgery |
| Superglue | Pacer Technology | 15187 | preparation of injection catheter |
| syringe pump | Kent Scientific | GenieTouch | surgery |
| Tuj1 antibody | Millipore | MAb1637 | immunostaining |
| two-component 5 minute epoxy | Devcon | 20445 | preparation of injection catheter |
| Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-08 | surgery |
| vascular clamps | Fine Science Tools | 00400-03 | surgery |
| Zeiss microscope | Zeiss | Axio Imager 2 | microscopy |
Referenzen
- Wang, Y. Stroke research in 2017: surgical progress and stem-cell advances. The Lancet. Neurology. 17, 2-3 (2018).
- Bliss, T., Guzman, R., Daadi, M., Steinberg, G. K. Cell transplantation therapy for stroke. Stroke. 38, 817-826 (2007).
- Boese, A. C., Le, Q. E., Pham, D., Hamblin, M. H., Lee, J. P. Neural stem cell therapy for subacute and chronic ischemic stroke. Stem Cell Research & Therapy. 9, 154 (2018).
- Kokaia, Z., Llorente, I. L., Carmichael, S. T. Customized Brain Cells for Stroke Patients Using Pluripotent Stem Cells. Stroke. 49, 1091-1098 (2018).
- Savitz, S. I. Are Stem Cells the Next Generation of Stroke Therapeutics. Stroke. 49, 1056-1057 (2018).
- Wechsler, L. R., Bates, D., Stroemer, P., Andrews-Zwilling, Y. S., Aizman, I. Cell Therapy for Chronic Stroke. Stroke. 49, 1066-1074 (2018).
- Muir, K. W. Clinical trial design for stem cell therapies in stroke: What have we learned. Neurochemistry International. 106, 108-113 (2017).
- Guzman, R., Janowski, M., Walczak, P. Intra-Arterial Delivery of Cell Therapies for Stroke. Stroke. 49, 1075-1082 (2018).
- Misra, V., Lal, A., El Khoury, R., Chen, P. R., Savitz, S. I. Intra-arterial delivery of cell therapies for stroke. Stem Cells and Development. 21, 1007-1015 (2012).
- Argibay, B., et al. Intraarterial route increases the risk of cerebral lesions after mesenchymal cell administration in animal model of ischemia. Scientific Reports. 7, 40758 (2017).
- Kelly, S., et al. Transplanted human fetal neural stem cells survive, migrate, and differentiate in ischemic rat cerebral cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 11839-11844 (2004).
- Chen, L., Swartz, K. R., Toborek, M. Vessel microport technique for applications in cerebrovascular research. Journal of Neuroscience Research. 87, 1718-1727 (2009).
- Fischer, U. M., et al. Pulmonary passage is a major obstacle for intravenous stem cell delivery: the pulmonary first-pass effect. Stem Cells and Development. 18, 683-692 (2009).
- Misra, V., Ritchie, M. M., Stone, L. L., Low, W. C., Janardhan, V. Stem cell therapy in ischemic stroke: role of IV and intra-arterial therapy. Neurology. 79, 207-212 (2012).
- Muir, K. W., Sinden, J., Miljan, E., Dunn, L. Intracranial delivery of stem cells. Translational Stroke Research. 2, 266-271 (2011).
- Boltze, J., et al. The Dark Side of the Force – Constraints and Complications of Cell Therapies for Stroke. Frontiers in Neurology. 6, 155 (2015).
- Huang, C., et al. Noninvasive noncontact speckle contrast diffuse correlation tomography of cerebral blood flow in rats. Neuroimage. 198, 160-169 (2019).
- Wong, J. K., et al. Attenuation of Cerebral Ischemic Injury in Smad1 Deficient Mice. PLoS One. 10, 0136967 (2015).
- Zhang, B., et al. Deficiency of telomerase activity aggravates the blood-brain barrier disruption and neuroinflammatory responses in a model of experimental stroke. Journal of Neuroscience Research. 88, 2859-2868 (2010).
- Walker, T. L., Yasuda, T., Adams, D. J., Bartlett, P. F. The doublecortin-expressing population in the developing and adult brain contains multipotential precursors in addition to neuronal-lineage cells. The Journal of Neuroscience. 27, 3734-3742 (2007).
- Progatzky, F., Dallman, M. J., Lo Celso, C. From seeing to believing: labelling strategies for in vivo cell-tracking experiments. Interface Focus. 3, 20130001 (2013).
- Bertrand, L., Dygert, L., Toborek, M. Induction of Ischemic Stroke and Ischemia-reperfusion in Mice Using the Middle Artery Occlusion Technique and Visualization of Infarct Area. Journal of Visualized Experiments. , (2017).
- Leda, A. R., Dygert, L., Bertrand, L., Toborek, M. Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery. Journal of Visualized Experiments. , (2017).
- Chua, J. Y., et al. Intra-arterial injection of neural stem cells using a microneedle technique does not cause microembolic strokes. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31, 1263-1271 (2011).
- Potts, M. B., Silvestrini, M. T., Lim, D. A. Devices for cell transplantation into the central nervous system: Design considerations and emerging technologies. Surgical Neurology International. 4, 22-30 (2013).
- Duma, C., et al. Human intracerebroventricular (ICV) injection of autologous, non-engineered, adipose-derived stromal vascular fraction (ADSVF) for neurodegenerative disorders: results of a 3-year phase 1 study of 113 injections in 31 patients. Molecular Biology Reports. 46, 5257-5272 (2019).
