JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Ergebnisse
Discussion
Offenlegungen
Acknowledgements
Materials
Referenzen
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medizin

מודל ארנב של מחלה מימית לקויה עין יבש הנגרמת על ידי Concanavalin זריקה לתוך בלוטות לקטמאל: יישום ללימודי יעילות הסמים

Published: January 24, 2020
doi:
10.3791/59631
, ,
1Department of Ophthalmology,Stony Brook University, 2Department of Preventive Medicine,Stony Brook University, 3Medicon Pharmaceuticals, Inc.

Summary

מאמר זה מתאר את ההתפתחות של שיטה לגרום למחלת עיניים חריפה או כרונית בארנבים על ידי הזרקת concanavalin A לכל החלקים של מערכת בלוטת מסלולית לקטמאל. שיטה זו, מעולה לאלה שכבר דיווחו, יוצר מודל מותאם, יציב של עין יבשה מתאים לחקר של סוכני תרופתי.

Abstract

מחלות עיניים יבשות (DED), מחלה דלקתית רב עצרת של המשטח העינית, משפיע על 1 ב 6 בני אדם ברחבי העולם עם השלכות מדהימות על איכות החיים והבריאות עלויות. העדר מודלים אינפורמטיביים בעלי חיים כי לכידה התכונות העיקריות שלה מעכבת את החיפוש אחר סוכנים טיפוליים חדשים עבור DED. הדגמים הזמינים בעלי חיים בעלי מוגבלות ויעילות מוגבלת. מודל מוצג כאן שבו DED הוא המושרה על ידי הזרקת concanavalin מיכל A (קון A) לתוך הבלוטות מסלולית של ארנבים. היבטים חדשניים של מודל זה הם השימוש אולטרסאונד (ארה ב) הדרכה כדי להבטיח הזרקה אופטימלית ולהפוך של קון A לתוך בלוטת לקטמל הנחות; הזרקה של קון A לתוך כל בלוטות לקטמאל מסלולית המגביל את ייצור הפיצוי של דמעות; ושימוש בזריקות חוזרות תקופתיות של קון א ההאריך את מצב הפעולה של DED. מודגש והתגובה שלו לסוכני הבדיקה מנוטרים עם פאנל של פרמטרים העריכו את הייצור דמעה, את היציבות של הסרט דמעה, ואת מעמדם של הקרנית ואת רירית הלחמית. הם כוללים מאוסמלי דמעה, זמן הפסקה מדמיע, מבחן הדמעות של שיימר, מכתים בנגלי, ולקרוע רמות לקטופרין. האינדוקציה של DED וניטור הפרמטרים שלה מתוארים בפרוטרוט. מודל זה הוא פשוט, עמיד, להיות מ, ואינפורמטיבי. מודל זה בעלי חיים מתאים לחקר הפיזיולוגיה דמעה של הפתופסולוגיה של DED, כמו גם להערכת היעילות והבטיחות של סוכני המועמדים לטיפול ב-DED.

Introduction

מחלת עיניים יבשות (DED) היא מצב כרוני עם שכיחות גבוהה ותחלואה1,2,3,4. דלקת ממלאת תפקיד מרכזי בפתוגנזה שלה5,6. הפתופסולוגיה של DED הוא המשכן כנובע או תחת הייצור או מעל אידוי של דמעות; הראשון ידוע גם בשם מימית לקויה7. תסמונת sjגרייגרן, הגורם הנרחב לחקור באופן מקיף של DED, משפיע בעיקר על בלוטות lacrimal (LGs) והוא דוגמה מרשימה של החשיבות שלהם בפתוגנזה של DED. DED מטופלים לעתים קרובות עם דמעות מלאכותיות המספקות הקלה זמנית, או עם ציקלוספורן או lifitegrast, שניהם מדכאים את הדלקת העינית. אף אחד הטיפולים הזמינים עבור DED הם אופטימליים, המחייב פיתוח של סוכנים חדשים8,9.

החיפוש אחר הסוכנים הטיפוליים החדשים ב-DED מושפע משלושה אתגרים עיקריים: חוסר היעד הdruggable מוכר, אשר עשוי להיות חמקמק בהינתן המורכבות הפתופסולוגית של DED; הצלעות של סוכנים מבטיחים; והעדר מודלים של בעלי חיים, אשר לכידה של תכונות מפתח של DED.

כמו ברוב המאמצים לפיתוח סמים, מודלים בעלי חיים אינפורמטיביים של DED הם כלי חקירה מכריע, על אף ההצהרה אקסיומתי כי לא מודל בעלי חיים לחלוטין לכידה של מחלה אנושית. עכבר, עכברוש, ומודלים ארנבת של DED הם הנפוצים ביותר בעוד כלבים ופרימטים משמשים לעתים רחוקות10,11. רוב מודלים של יותר 12 הארנב המפורסם דיווחו על תאריך ניסיון להפחית את ייצור הדמעות על ידי הסרת lgs או על ידי הרחקת הפונקציה שלהם12,13,14,15,16. גישות כאלה כוללות כריתה כירורגית של ILG; סגירת צינור הפרשות; והפגיעה בפונקציה LG על ידי הקרנה או הזרקה של אחד הבאים: לימפוציטים הופעל, mitogens, בוטולינום טוקסין, אטרופין, או benzalklonium. המגבלות המרכזיות של שיטות אלה הן חוסר העקביות שלהם ואת הדיכוי החלקי התדיר של ייצור הדמעה.

קונקאנאבאלין A (קון A), מקור הצמח, מהווה מערכות המשנה החזקות של תא T-cell, ושימש במודלים ניסיוניים של צהבת מדגם17 ו-18מודגש. המודל המקורי של ה-Con הראשון נמסר להציע יתרונות משמעותיים, כולל הפשטות היחסית שלה; תא דלקתי זרם ב-LGs, מחקה מחלות כגון של סג’וגרן; גירוי של ציטוקינים proinflammatory IL-1β, IL-8, ו TGF-β1; מופחתת בתפקוד הדמעה על ידי מדידת הסיווג מדמיע fluorescein ולשבור את הזמן (TBUT); ותגובתיות התרופה המוצגת לסטרואידים אנטי דלקתיות.

כאשר מיושם שיטה מבטיחה זו, בנוסף ליתרונותיה, זוהו מגבלות המחייב את התיקון הכולל והשיפורים הדרסטיים שלה. שלושה חסרונות קריטיים של השיטה מתועדים. ראשית, המודל היה חד; ה-DED המושרה נרגע לאחר כשבוע אחד. שנית, תגובת החיות. לא הייתה עקבית כפי שמתואר, ב “עיוור” זריקות הטרנסעורית LG הנחות (ILG), קון A נמסר רק באופן אקראי בלוטת ממוקדות. מחקר מפורט של האנטומיה של ILG גילה כי הגודל שלה יכול להשתנות ככל האפשר 4-קיפול19 ביצוע זריקות כאלה “פגע או להחמיץ” מאמצים. לבסוף, גם כאשר ILG הוזרק, LG מעולה (SLG) מפוצה לעתים קרובות עבור זרימת דמעה מופחתת, מה שהופך את המודל בעייתי.

מגבלות מפתח אלה התגברו על ידי החדרת שלושה שינויים לשיטה, יצירת דגם בעל חיים מעולה של DED. ראשית, ההזרקה של קון A לתוך ILG בוצעה תחת אולטרסאונד (ארה ב) הדרכה, להבטיח כי קון A נכנס בלוטת. הצלחת הזריקה אושרה על ידי קבלת תמונה שלאחר הזרקה של ארה ב, כפי שמוצג באיור 1. שנית, כדי להסיר את תרומת הפיצוי לקרוע של SLG, הן palpebral ומסלולית חלקים של בלוטה זו הוזרקו עם קון A. לבסוף, זה מודל אקוטי של DED הוסב לאחד כרוני על ידי זריקות חוזרות של קון A כל 7-10 ימים. המשך של 2 חודשים מושגת בקלות בארנבים אלה. הצלחת גישה זו הייתה מתועדת באופן מאוד מוצלח ב-19.

כפי שהוזכר כבר, יישום חשוב של מודלים בעלי חיים של DED הוא לקבוע את היעילות והבטיחות של סוכנים טיפוליים מועמד. השירות של מודל זה הוכח על ידי המחקר של פוספהוזולינדאק (oxt-328), מולקולה הרומן אנטי דלקתי קטן20, 21 מנוהל כמו טיפות עיניים. יעילותה הוכח מבוסס על פאנל של פרמטרים DED19. הפשטות היחסית והאופי האינפורמטיבי של מודל זה מותרים גם זה לצד זה השוואה של פוספוסלינדאק לשני תרופות ה-FDA אישר עבור DED, cyclosporine ו lifitegrast, הדגמת עליונות חזקה קדם קלינית שלה.

Protocol

כל מחקרי בעלי חיים אושרו על ידי מועצת הסקירה המוסדית של אוניברסיטת אבן ברוק והופיעה בהתאם להצהרת ARVO לשימוש בעלי חיים במחקר אופטלמולוגי וחזון. 1. בעלי חיים ודיור לרכוש ניו זילנד לבן (NZW) ארנבות שוקלת 2-3 ק ג. בית הארנבים ביחידים בכלובים עם טמפרטורה קפדנית (65 ± 5 ° פ’) ולחות (45 ± 5%) פקד. התאורה צריכה להיות. מחזור של 12 שעות מספקים גישה בלתי מוגבלת למים ולאוכל הארנבים הסטנדרטיים. לחסל enrichments תזונתיים כפי שהם עשויים להכיל ויטמין A זה משפיע על העין. Acclimate החיות לפחות 2 שבועות לפני אמצעי הבסיס או אינדוקציה של עין יבשה. 2. שיטות הרדמה והמתת חסד הערה: כל ההליכים דורשים הרגעה קלה למעט הזרקת Con המחייב הרגעה מתונה. עבור הרגעה קלה, הכנס איזופרומאזין (1 מ”ג/ק”ג) תת-עורי על הכתפיים באמצעות מחט 26-מד. נקודת קצה עבור הרגעה קלה: בעלי חיים לשמור על מעמד ראש נינוח עם אונות האוזן כבר לא לגמרי זקוף.הערה: אם לא מגיעים לנקודת הקצה המתאימה, ניתן להעניק הזרקה נוספת של איזופרומאזין. בעלי חיים צריכים תמיד להישאר ערים, מגיבים למגע של השפם שלהם, ולעולם לא מראים נשימה מאיטה. להרדמה מתונה, הראשון לתת את החיות אספפרואזין כאמור. לאחר שנקודת הקצה מגיעה (ראה את ההערה לעיל), תן isofלאנה באמצעות מסיכת גז עם O2 זרימה להגדיר ב 1 L/min ו isofלוריאן משלוח להגדיר 5% (איור 2). עד שטונוס הגוף של הארנב רגוע לחלוטין והאוזניים הן לגמרי רפוי.הערה: אין לגרום לתנועות שרירים מפיצוי כאשר החיה מופעלת על צידו; נשימה תמיד. נשארת ספונטנית התאוששות ספונטנית מתרחשת בתוך 2-5 דקות: הסימנים כוללים תנועות ראש ספונטנית ושרירי מוגברת או נורמלי טון. לאחר השלמת ההליך הנסיוני עם הרדמה מתונה, שימו לב לארנבים במשך כ -30 דקות או עד שההתנהגות שלהם תחזור לשגרה.הערה: משחה אופטלמולוגית אינה נדרשת במהלך אחת הצורות של הרגעה. 1) בהרדמה קלה, בעלי החיים עדיין ערניים ושומרים על רפלקס הבהוב. בהרדמה מתונה, עיכוב רפלקס המצמוץ קצר כל כך כי משטח העינית אינו בסיכון. 2) הצבת משחה אופטלמולוגית על פני העיניים מונע הדמיה של מבנים המוערך במהלך הבדיקה. המתת חסד: השתמש במנת יתר של פנטוברביטל ורידי (100 מ”ג/ק”ג). 3. הסרת קרום ניקגטינג בצע את ההסרה במהלך תקופת הסתגלות (בדרך כלל השבוע הראשון) כדי לאפשר הערכה מלאה ומדויקת של הקרנית. הזרקה לממברנה הניגסת הימניתהערה: אם הממברנה הניגפת של שתי העיניים מוסרת, הדבר הפשוט ביותר הוא לעשות זאת בפגישה אחת. התחל בעין אחת והמשך כמתואר. לבהירות התיאור, שיטה זו מתחילה בעין הימנית. מניחים את הארנב בשקית מרסנת בגודל כראוי. לגרום להרדמה קלה כפי שמתואר בשלב 2.1. החל 25 μL של לידוקאין ללא שימור לעין ימין באמצעות מיקרופיפטה. מניחים מכסה תיל גמיש ספקולום בין העפעפיים. שימוש 0.3 מלקחיים (או שווה ערך), לתפוס את הקרום nictitating על הקודקוד שלה ולהאריך אותו על הקרנית. הכנס את הלידוקאין 1% עם 1:100,000 אפינפרין בתוך הבסיס של הממברנה הניגלית באמצעות מחט חדה בקוטר 26 (איור 3א). Bleb מתון צריך ליצור על הקרום הניגסת. הסר את הספקולום. בצעו זריקה זהה לקרום הניקגסת השמאלי. חיתוך הקרום הניקגכי לאחר כ 5 דקות, המקום ספקולום מכסה בעין ימין. לתפוס ולמשוך את קרום nictitating על הפיסגה שלה באמצעות 0.3 מלקחיים (או דומה). חותכים את הקרום הניקגסת בבסיסו באמצעות מספריים ווסטקוט או שווה ערך (איור 3B).הערה: דימום הוא מינימלי ואינו דורש בדרך כלל קאטרי. אף על פי כן, הסוללה בטמפרטורות גבוהות הוא תמיד נשמר בקרבת מקום במקרה הקפאה נוספת נדרשת. הסר את הספקולום. המקום משחה אנטיביוטית אקטואלי על העין (למשל, neomycin, polymyxin, bacitracin, ו הידרוקורטיזון). . השאר את בלוטת הרדאן ללא פגע בלוטת הרדאנית נראית לפעמים כאשר הקרום הניקפת משתכן.הערה: אם המסה הלבנה גדול או העלאת רקמות הוא נראה באזור האף או העליון מעולה לאחר להסיר את הקרום הניקפת, הקרום היה מחדש קרוב מדי לבסיס שלה המאפשר את בלוטת הרדאנית לצניחה ספונטנית. כדי למנוע את זה בהליכים הבאים, להשאיר יותר של קרום ניקגטינג בבסיס. לאפשר את המשטח העינית לרפא למשך שבוע לפחות 1 לפני מניפולציות נוספות נעשים או העינית משטח מראה מבוצעים. 4. מדידת פרמטרים של עיניים יבשות ואיסוף דגימות דמעה הערה: למדוד פרמטרים מודגשים בהתבסס על צורכי פרוטוקול הלמידה (לדוגמה, בנקודות בסיסית ובזמן שצוין לאחר מכן). יש לבצע מדידות עבור DED בסדר הבא, עם מאמץ קפדני כדי לשכפל אותם בנאמנות בכל פעם. לבחון את כל החיות בערך באותו הזמן של היום (± 1 h) כדי למזער וריאציות מעגליות. מדידות אלה דורשות בדרך כלל צוות של שני חוקרים. . שים את הארנב בשקית הרחקה לגרום להרדמה קלה. לקרוע את האוסמולזה22 באופן ידני למצמץ העפעפיים 5-10 פעמים כדי להפיץ בצורה שווה את שכבת הדמעה על פני השטח העינית. . משכי בעדינות את המכסה התחתון דמעות לדוגמה עם Osmometer המעבדה בצומת של הpalpebral ובולבר לחמית לאורך הנמוך ביותר, רק אחורי בסיס של קרום ניקטיטינג נחתך. מדידת האוסמדות בעזרת מבחן העבסמלדוק בעקבות הוראות היצרן. פרק זמן הפסקת הקריעה (tbut) הכהיה את החדר לצורך שיטת הפעולה. מניחים מכסה תיל המכסה בין העפעפיים. החלת טיפה 50 μL של 0.2% x fluorescein מעל פני הקרנית באמצעות מיקרופיפטה. אם אפילו התפלגות של fluorescein מעל הקרנית לא מתקבל עם הטיפה הראשונה, המקום טיפה שנייה. מייד להתחיל טיימר. צפו בסרט הדמעות שלפני הקרנית. מתחת לאור כחול TBUT מוגדר כזמן שנלקח לפתח נקודות שחורות, קווים או הפרעה ברורה של הסרט fluorescein (איור 4). במידת הצורך, השתמש בלופסי כירורגי המספקים + 1.50 הגדלה כדי להמחיש טוב יותר סימנים מוקדמים של ברייק-up. צג עד 1 דקות; אם הפסקה כהגדרתה כאן מתרחשת לאחר 1 דקות, הקלט TBUT עבור 60 s בלבד. מבחן הדמעה של שיימר (stt) החלת טיפה של 25 μL של לידוקאין ללא משמר למשטח העינית. מניחים תא וו כירורגי לתוך הנחותים. כדי לקלוט לידוקאין שיורית וכל נוזל דמעה במקרה הצורך, השתמשו בעפעף התחתון כדי לכסות את הקצה הקטן ביותר של הספוג כדי לסייע לשמור אותו במקומו (איור 5א). לאחר כ -30 ס מ, הסר את הספוג של Weck. מיד הכנס את רצועת מבחן הדמעה של שיימר לחלל שבין הקרנית לבין הpalpebral מית בנקודה האמצעית של המכסה התחתון. להתחיל מיד טיימר (איור 5ב). לאחר 5 דקות, למדוד את אורך החלק ההרטיב של הרצועה; זהו ערך ה-STT. בצע מדדים בטרילקאט ודווח על הממוצע של 3 הקריאות כערך STT. אוסף דגימות דמעה כדי לאסוף דגימות דמעה עבור הרמות של מנתחי שונים של אנליטים השונים כגון lactoferrin, לאחר הערך STT נרשם ב 5 דקות, לעזוב את הרצועה במקום עד הרטבה של לפחות 20 מ”מ מתקבל.הערה: אם הרטבה הולמת לא מתרחשת לאחר DED כבר המושרה, לקדם את רצועת עמוק יותר לתוך החוצה כדי לעזור להגיע לנקודת הקצה הזה בזמן סביר. חותכים את רצועת הלחלח ומניחים מיד לתוך 490 μL של מאגר אוסף מקורר (4% BSA, 1M הנאל, 0.1% יצירת רצף-20 ב-PBS עם קוקטייל מעכבי פרוטטינואז). שמרו את הדגימות על הקרח עד שניתן יהיה לאחסנו ב-80 ° c, שם הם צריכים להישאר עד הבוקר. ורדים בנגלי מכתים (RBS) החל 50 μL של 1% לידוקאין ללא משמר לקרנית באמצעות מיקרו פיפטה. לאחר 30 s, מקום 25 μL של 1% רוז בנגל על פני השטח העינית ולמצמץ ידנית את העפעף כדי להפיץ אותו באופן שווה. מייד להתחיל טיימר. בשעה 3.5 דקות, מניחים מכסה תיל במכסה בין העפעפיים. בשעה 4.0 דקות, לצלם את משטח הקרנית העליון והמצמוץ (איור 6).הערה: התאם לסוג המצלמה שבשימוש. הגדרות אופייניות: מצלמת רפלקס דיגיטלית בודדת עדשה, מצב עדיפות צמצם (צמצם 13 או יותר), ISO 6000, 100 mm עדשת המאקרו מצורף שני 12.5 הארכה מספר צינורות, מצב מיקוד ידני, עדשה בהגדלה מקסימלית, תאורה מאקרו/טבעת פלאש להגדיר אוטומטית עם דרך-the-עדשה מצב. מנורת המיקוד של הטבעת מופעלת כדי לסייע להתמקד בקרנית. השלם את כל התמונות עבור שתי העיניים בתוך 1 דקות. ציון משטח בעינית להכתים באמצעות שיטת ניי23 שונה כדלקמן. דון לא ציון 6 אזורי לחאלה נפרדים. ציון לחמית מעולה של כל עין. זהו החלק של משטח לחאך בקלות צולם מבלי לתמרן את הגלובוס. מניפולציה יכולה לשנות במעשה את ההכתמים של המשטח העינית. לקרוע רמות לקטופרין הם אמצעי מחליף של הפקת דמעה מן הבלוטות לקונות. שיטת הקרע הליטופרין בדמעות שנאסף לעיל על ידי שימוש במערכת החיסונית מקושרת אנזים24 kit לאחר הוראות היצרן. 5. אינדוקציה וטיפול בעין יבשה הערה: שלושה חלקים של מערכת הבלוטה מסלולית לקטמאל מוזרק. הרגעה לארנבים עם אספפרואזין 0.2 מ”ג/ק”ג תת-עורי. להטות את הפרווה באזור הפריביטל והקרקפת ולהסיר לחלוטין פרווה שיורית באמצעות נייר השמש. השאר את העור לגמרי חלק להדמיה טובה יותר של הסימנים האנטומיים והזרקה מודרכת מארה ב (איור 7). לגרום להרדמה מתונה כפי שמתואר לעיל. הזרקה של החלק הpalpebral של בלוטת מעולה לקטמל (PSLG)הערה: בצע הזרקה של PSLG תחילה. החל על העין המתאימה 25 μL של לידוקאין ללא משמר 1% עם מיקרופיפטה. אוורט העפעף העליון ולהחיל לחץ המדיאלי עדין על הרים מסלולית האחורי עד לציון החלק הpalpebral של בלוטת נראה. PSLG מופיע כגובה בולבוסי קטן בחלק האחורי (הזמני) של המכסה העליון.הערה: כדי להציג את רקמת בלוטת במהלך תהליך הלמידה, להחיל 5% fluorescein לאזור (איור 8א). דמעות ניתן לראות הזרמת PSLG בולבוסי. יישום של fluorescein אינו נדרש עבור המינהל של קון A; זה נעשה רק למטרות המחשה להראות את רקמת בלוטת. בעזרת מלקחיים בעלי שיניים משובחות ומחט של 27 מנות על מזרק טוברקולין, החודר ישירות לבלוטה באמצעות גישה ללחפון. מראש את המחט 2 מ”מ לתוך הרקמה ולהזריק 500 μg של קון A בכרך של 0.1 mL (איור 8ב).הערה: הזרקה זו יכולה לפעמים להיות כואבת. במקרה הצורך, שמרו על בעלי החיים מתחת לגיל ה, עד שהזריקה תושלם. הזרקה של בלוטת המסלול העליון (oslg)הערה: OSLG בעקבות רצף מהיר. להחיל את הלחץ המדיאלי על הגלובוס גורם OSLG לבלוט מincisure האחורי (ראה ref25 עבור אנטומיה, במידת הצורך). להחיל את הלחץ המדיאלי על הגלובוס (איור 9, החץ האדום) עם איזשהו של oslg מן incisure האחורי. הפרוטוברנס משמשת לוקליזציה ברוטו למציאת הincisure האחוריים. השתמש מלקחיים מעוקל עם טיפים סגורים כדי להסיט את האזור עד הפתח הגרמי בגולגולת הוא הרגיש. זה יהיה כמו לחתוך עם כיוון קדמי/אחורי תחת הרוויה. החל לחץ צנוע עם מלקחיים כדי להשאיר כניסת העור, אשר תשמש כנקודת הציון עבור מיקום המחט (איור 10א). הכנס מחט (מזרק טוברקולין עם המחט 27, 5/8 אינץ ‘) בניצב על העור מעל סימן הכניסה (איור 10B) ~ 1/4 אינץ לתוך incisure, ולאחר מכן לנתב את המחט באופן חיצוני לכיוון canthus לרוחב מכוון נקודת האמצע בין הזרקת האתר הגרמי מסלולית.הערה: אם הincisure לא ממוקדת בדיוק עם המחט, הגולגולת חוסמת את התקדמותו. לאחר hub של המחט הוא הגיע, לאט להזריק 1000 μg של קון A בנפח של 0.2 mL (איור 10ג). להשלים את ההזרקה של שני PSLG ו OSLG בתוך 2-3 דקות. הסר את בעל החיים מהרדמה מרבית (אם לא נעשה עדיין). הזרקה של בלוטת לקטמאל הנחות (ILG) בדרך כלל ניתן להשלים ללא הרגעה נוספת. הזרקת הבלוטה הנחותה . הראה את בעל החיים מהצד הגדולה של ILG ניתן לראות לאורך החלק הקדמי התחתון של המסלול (איור 11א). צייר קו אנכי באמצעות עט סימון כירורגי או סמן קבוע מתאים על העור שבו החלק השטייתי של בלוטת ilg מעברים מ שטחי שלה (חיצוני יותר) מנוחה מקום על העצם לחי למיקום המדילי שלה במסלול. זה בדרך כלל נחות על לימבוס הקדמי (איור 11א). לזהות את הסוף של עצם הזיגומה על ידי ניקוי הבדיקה האנכית של ארה ב על קו זה על העור. מעבר ilg מתרחש כאשר התמונה של הבלוטה משתנה באופן ברור מובהק (קו hyperecho ic של עצם הזיגומית נתפסת לאורך הקצה התחתון של הבלוטה בתמונה) לאחד ללא גבול המדיאלי מוכר (הד עצם לחי כבר לא נוכח, איור 1). שימו לב למיקום היחסי של החלק הידני לשורה שצוירה על העור כאשר המסך האמריקאי מראה את השינוי. זהו “אתר ההזרקה” שבו יש להעניק קון A. לשלוט על עומק ההזרקה כדי למקם Con A לתוך בלוטת בנקודה רק האמצעי לעצם הקשת הזיגובטית. לקבוע את עומק ההזרקה כדלקמן: להגדיר את העומק הרצוי של הזרקה כעומק של עצם הזיגומית (אות היפראקו) ועוד 1 מ”מ. הפחת ערך זה מהאורך הידוע של המחט (15 מ”מ בדוגמה זו). הכנס את המחט לתוך הבלוטה באתר “הזרקה” ~ 12 מ”מ, ואז לאט לסגת אותו עד לאורך של המחט החשופה מחוץ לגוף (נמדד עם מחוגות כירורגי) שווה להבדל מחושב 5.8.6 (איור 12). הכנס 1000 μg של קון A ב 0.2 mL.הערה: כדי להבטיח כי הקפסולה של בלוטת הוא נדקר ולא רק דחף על ידי המחט, המחט יש להוסיף ~ 12 מ”מ או כמעט לרכזת לפני הנסיגה שלה מתחיל. חזור על ארה ב כדי לאשר את הצלחת הזריקה. ILG צריך להראות חלל היפואקו אופייני (איור 1).הערה: הזרקת ILG הוא אחד הנסבל הטוב ביותר על ידי בעלי חיים26 והוא, לכן, נעשה אחרון. להשלים את ההליך כולו כדי להזריק את כל הבלוטות של שתי העיניים בתוך 10 דקות. הדבר ידרוש השגת יכולות בהליך.הערה: ערכה אחת של זריקות לתוך 2 בלוטות האורביטל מסלולית יגרום מתמשך לאורך 1-2 שבועות. עבור DED של משך זמן ארוך יותר, הכנס קון A בדיוק כמו מעל כל 7 ימים. עד 6 זריקות כאלה בוצעו בהצלחה. 6. טיפול שלאחר ההליך בעקבות הזרקה של קון A, לפקח על בעלי החיים בשקיות הרסן שלהם לפחות 10-20 דקות, או עד שאפקט ההרדמה בלוי. אין להשאיר את החיות ללא השגחה עד שיהיו מודעות מספיקות כדי לשמור על שכיבה משנית. אל תחזיר אותם הכלובים הבודדים שלהם עד שהם התאושש לחלוטין. לאחר נוהל כאב הוא בדרך כלל מתון ונמשך פחות מ 48 h. להעריך את הכאב בקנה מידה של ארנב מימן. אם יש צורך, לתת מנה אחת של הקטורולאק תת עורית (5 מ”ג/ק”ג). לקבלת כאבים חמורים יותר, לתת בופריפין תת עורית 0.1 מ”ג/ק”ג כל 8 h.

Representative Results

Con הזריקות המושרה תגובה דלקתית חזקה בלוטות הלקמל המאופיינת לימפוציטית צפופה חדירה (איור 13), מלווה בייצור דמעה ירד. כל פרמטרי הדמעה שונו במידה ניכרת (טבלה 1 ושולחן 2). בנוסף, רמות לקטופרין שדוכאו (שליטה = 3.1 ± 0.45 vs. Con A מוזרק = 2.7 ± 0.02 ng/mg חלבון (כלומר ± SEM); p < 0.03). התוצאה הסופית היתה הקרנית בסיכון האפיתל ואת הלחמית, המעידים על ידי מוגברת רוז בנגלי מכתים (איור 6). הזרקה של שלושת הרקמות המסלולית LG הפיק מדינה עקבית ואחידה בניגוד למדינות שהושגו על ידי שיטות קודמות18,27. התורמים המרכזיים לתוצאה זו היו הזרקה של ה-ILG וההזרקה של OSLG. טבלה 1 מסכמת את התוצאות הבולטות של שיטה זו. כל השינויים תואמים ל-DED בצורה חמורה. קבוצה אחת של הזרקות Con A מייצרת DED מתמשך כשבוע 1; כל הפרמטרים הקליניים לנרמל לפי יום 10 (טבלה 2). שבוע סדרתי הזרקת כשבוע בנפרד הרחבת המשך של DED בהתאם. לדוגמה, הסט השני של הזריקות Con A ביום 7 מתחזק במשך שבועיים וכדומה. לאחר כ 5 סטים של זריקות, המדינה DED לעתים קרובות הופך קבוע ללא צורך בזריקות נוספות. כאשר הארנבים עם Con A-המושרה DED טופלו עם הסוכן הרומן פוספוסוינדאק, זה דיכא במידה ניכרת את המחלה. לדוגמה, לאחר טיפול של שבוע עם זה הסוכן TBUT גדל באופן מוגדל לעומת בעלי חיים שטופלו ברכב (43.6 ± 4.0 vs. 12.2 ± 2.8 s; p < 0.001; מתכוון ± SEM בהתאמה, עבור ערכים אלה והבאים) בעוד האוסמלריות דמעה היה מנורמל (294 ± 4.6 vs. 311 ± 2.0 mOsm Sm מכונאי, פוספופולילינדאק ירד רמות של שני interleukins קריטי, IL-1β (8.4 ± 1.2 vs 21.2 ± 6.6 pg/mg חלבון; p < 0.03) ו-IL-8 (4.9 ± 1.7 vs. 13.5 ± 5.0 pg/mg חלבון; p < 0.05)19. איור 1: תמונת אולטרסאונד של בלוטת התחתית לקטמאל. הלוח העליון: ILG כפי שהוא נע עמוק יותר במסלול לשכב מתחת לקשת הזיגובטית. הקו המקווקו מייצג את השורה על העור שעליה מטאטאת הבדיקה הארה ב. לוחות הביניים: בזמן שעבודת היד נסחפת על הקו הזה, הבודק מחפש אובדן של הד עצם הזיגותני שנמצא בתמונה השמאלית (חץ) ונעלם מימין. לוחות תחתונים: תמונות של ILG שצולמו לפני (משמאל) ואחרי (ימין) הזרקה של קון a. פיתוח של מרחב סיסטיק גדול בתוך הבלוטה מאשרת מסירה נכונה. הודפסה מודפס בהרשאה19. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 2: הרגעה למסיכת גז. התמונה הזאת מראה את מסיכת הגז. שמספקת הרדמה מתונה עם איזוofלאנה אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 3: הסרת הממברנה הניגמית. (א) הזרקת לידוקאין/אפינפרין. (ב) חיתוך של קרום הניקגטינג בבסיסו עם מספריים של ווסטקוט. (ג) המשטח העינית דמיינו בקלות רבה יותר לאחר הסרת הקרום ניקוטיטינג. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 4: מדידת זמן הפרידה מדמעה. (א) מראה ממדים ירוק הסרט דמעה של משטח הקרנית תחת אור כחול מיד לאחר היישום של טיפות fluorescein. (ב) משטח הקרנית שכבר עבר מסומן לשבור את העדות על ידי עיגולים כהים מרובים פסים ליניארי בתוך fluorescein. זמן ההפסקה נרשם ברגע שהנקודה או הקו האפל הראשון מתפתח. שני עיגולים כחולים בהירים הם השתקפויות של מקור האור מתוך הקרנית. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 5: מבחן הדמעות של שמימר. (A) את המיקום הנכון של הספוג weck-Cel ב הנמוך ביותר כדי להסיר את כל פתרון לידוקאין אקטואלי ודמעות הבסיסית. על ידי הצבת הקצה האחורי של ספוג משולש מתחת לשולי המכסה התחתון, ניתן לשמור על טכניקה אחידה מאוד כדי לייבש את המשטח העינית לפני הצבת רצועות הדמעות. (ב) רצועת דמעה הממוקמת כראוי באמצע המיקום של המכסה התחתון בין הגלובוס והמכסה התחתון (palpebral לחמית). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 6: רוז כתמים בנגלי. עליונים: . תמונות של משטח הקרניות שמאל: אין כתמים בנגלי ורדים נוכח לפני הטיפול עם קון A. מימין: לפזר כתמים הקרנית ולחאך הוא נראה ברביע האף העליון שלאחר ההזרקה (הימנית העליונה). נמוך יותר: התרשמות מהלחמית מהבר העליון לחמית. שמאל: בתאי גביע רבים נמצאים לפני הטיפול. מימין: תאים אפיתל הם נוכחים אבל בתאי גביע נעדרים לאחר הטיפול. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 7: הכנת הארנב לקונקנאלין. זריקות (A) מזמרה קטנה משמשים כדי להסיר פרווה, המאפשר הדמיה קלה יותר של ציוני דרך לזהות את הבלוטה העליונה מסלולית לקטמאל. (ב) משמש להסרת שיער שנשאר לאחר ההטיה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 8: הזרקת של בלוטת palpebral lacrimal. (א) בלוטת palpebral lacrimal, המופיעה כגובה בולבוסי בחלק הזמני האחורי של המכסה העליון. דמעות נראים הזרמת מהמשטח של בלוטה זו לאחר החלת טיפה של 2% fluorescein. (ב) בלוטת palpebral lacrimal מוזרק בזמן הארנב הוא מקבל הרגעה מתונה. חוקר אחד מופרע הזה בו את העפעף, מייעל את החשיפה של בלוטת, ומאבטח את המסיכה בעוד החוקר השני מזריק את הבלוטה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 9: לוקליזציה של בלוטת המלך העליונה מסלולית. שינויים בקווי המתאר של העור מציינים את המיקום של OSLG כפי שהוא בולט דרך incisure האחורי. לחץ המדיאלי מתחלפים על הגלובוס (חץ גדול) גורם בלוטת מסלולית מעולה כדי לשגות, אשר נראה כגובה קטן בעור. גובה זה יגדל בגודל בכל פעם שהלחץ מוחל (חיצים קטנים). המיקום של בלוטה זו הוא בדרך כלל בקנה אחד עם השפה הסלולית האחורי. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 10: הזרקת הבלוטה העליונה מסלולית. (א) יישום של לחץ עדין על הגולגולת עם מלקחיים בעלי שיניים משובחות באזור אשר הפרו כמו באיור 9. פתיחה דקה בגולגולת. יכולה לpalpated השארת סימן קטן עם מלקחיים מאוד עוזר מיקום המחט במהלך ההזרקה. (ב) המחט מוכנס ניצב דרך incisure. אם מניחים שגוי, המעבר שלו נעצר על-ידי הגולגולת הגרמית. (ג) המחט היא בעמדה הסופי בזווית לכיוון canthus לרוחב. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 11: לוקליזציה של בלוטת התחתית לקטמאל. (א) הגדולה של החלק השטייתי של ilg לראות דרך המכסה התחתון. סימן העט הקטן מציין את המיקום התחתון של הבלוטה. הקו האנכי, מתחת לימבוס האף, מציין את המיקום המשוער שבו מעברי ה-ILG למצב עמוק יותר בתוך המסלול ומשמש כהפניה חזותית לארה ב. (ב) לנו יד-פיסת מטאטא על פני השטח של הקו האנכי; צג ארה ב יראה איפה העצם הזיגובטית מסתיימת, שם מעברים ILG והיכן הזרקת Con A יש להינתן (“אתר הזרקה”). אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 12: הזרקת הבלוטה הנחותה. הזרקת ה-ILG מתבצעת במיקום שזוהה על ידי ארה ב. עומק ההזרקה מחושב כמתואר בטקסט (שלב 5.8.6). קליפרס (ראה מאחורי המחט) להבטיח כי המחט ממוקם בעומק הנכון לפני ההזרקה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 13: היסטולוגיה של בלוטות הלקמל. הרקמה חלקים של בלוטת הנחותים לקטמאל רגיל עם מבנה tubulo אופייני מכתשי (א) ולאחר ההזרקה של קון a (ב), מראה לימפוציטית ל, מסומן לחדור מבנה של המבנה. מחלחל דלקתי דומה נראים בלוטות לקטמאל מעולה. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. שיטת הזרקה TBUT שניה אוסמליות קריעה, Osm/L STT, ממ בסיסית לאחר הזרקה בסיסית לאחר הזרקה בסיסית לאחר הזרקה פירושו ± SEM,% שינוי ILG ללא הדרכה בארה ב 58.5 ± 1.5 44.5 ± 7.7 297 ± 4.9 300 ± 3.8 15.2 ± 0.9 12.9 ± 2.2 % שינוי 23 1 15 p = 0.05 p = 0.36 p = 0.21 US-מונחה הדרכה + PSLG 59.4 ± 0.6 11.4 ± 4.2 296 ± 4.7 326 ± 3.7 15.1 ± 1.3 10.7 ± 1.8 % שינוי -81% 10 29 p < 0.0001 p < 0.0001 p < 0.03 US-ILG מונחה + PSLG + OSLG 60 ± 0.0 6.2 ± 1.3 299 ± 2.9 309 ± 2.8 14.6 ± 0.9 9.9 ± 1.3 % שינוי -90% 3 -32% p < 0.0001 p < 0.008 p < 0.002 כל הערכים נמדדו ביום 6 בעקבות זריקה אחת של קון A לתוך הבלוטות המפורטות. . כל ההשוואות נעשו לבסיס * ILG, הנחותה בלוטת הנפילה; PSLG, palpebral חלק של בלוטת מעולה לקטמאל; OSLG, חלק מסלולית של בלוטת מעולה לקטמאל; . אנחנו, אולטרה סאונד טבלה 1: אפקט של טכניקת הזרקה ומספר אתרי הזרקה על חומרת העין יבש. בסיסית . היום השישי . היום ה -13 . היום ה -21 1 הזרקה 2 זריקות המשך 3 הזריקות TBUT שניה 58.5 ± 1.5 44.5 ± 7.7 29.2 ± 7.8 12.8 ± 3.9 % שינוי 24 -50% -78% p = 0.17 p = 0.001 p < 0.0001 TOsm, Osm/L 297 ± 4.9 300 ± 3.9 308 ± 4.9 313 ± 2.7 % שינוי 1 4 5% p = 0.36 p = 0.04 p = 0.003 STT, ממ 15.2 ± 0.9 9.3 ± 1.6 12.9 ± 1.6 7.4 ± 1.1 % שינוי -39% 15 -51% p = 0.17 p = 0.13 p = 0.008 . השוואות נעשו לבסיס טבלה 2: ההשפעה של הזרקת קון A חוזרות לתוך ILG במשך של DED.

Discussion

ארנבים הם מאוד אטרקטיביים למחקר של DED. הקרנית שלהם לחמית יש אזור פני השטח קרוב יותר לזה של בני אדם לעומת עכברים וחולדות; שלהם המשלים של התרופה מטבריזציה של אנזימים כגון מוחק, ו היסטולוגיה של בלוטות הlacrimal שלהם דומים לאלה של בני אדם, ועיניהם הם גדולים מספיק למחקרים הפרמקוקינטיים אינפורמטיבי. לעומת חזירים וקופים, שאיתם הם חולקים תכונות דומות, הם עולים פחות והמניפולציה הניסיונית שלהם קלה יותר. אם מחקרים מכניסטיים הם שקל, חיסרון יחסי של הארנב, לעומת עכברים, הוא כי פחות ריאגנטים (למשל, נוגדנים חד שבטיים) זמינים. מצד שני, הארנב הוא הרבה יותר מעולה על עכברים עבור מחקרים פרמקוקינטיים והפצה משום שרקמות בודדות הן בקלות לגזור ובמידה מספקת עבור עבודה אנליטית, הימנעות “מדגם הצירוף.”

פרמטר כללי קריטי הוא תקופת הסתגלות של הארנבים. בעלי החיים נשלחים מהספק בתנאים שלעיתים קרובות אינם מבטיחים סביבת תחבורה של הטמפרטורה או הלחות המתאימים. ייתכן שחיות מסוימות כבר פיתחו עין יבשה עם הגעתם. מומלץ להתרגל לתקופה של שבועיים. חשוב באותה מידה הוא תשומת לב קפדנית הלחות והטמפרטורה של החלל שבו ארנבות המחקר שוכנו vivarium. סטיות בכל מצב יכול לגרום וריאציות ענק במצב העין שלהם. יש לגבות מכשירי האדים ולנקות את האדים בהישג יד. אם המערכת המרכזית נכשלת, פעל במהירות כדי לשחזר את לחות הסביבה באמצעות ציוד הגיבוי. זכרו שהתפתחויות כה מצערות נפוצות יותר בחודשי הקיץ. שלושת השלבים הקריטיים ביותר, עם זאת, עבור בהצלחה לגרימת DED בארנבים הם: 1) השימוש מיומנת של הדמיה בארה ב כדי לזהות את ILG ולהפנות ולאשר הזרקה של קון A; 2) הבטחת הזרקה של ה-ILG והן את שני החלקים של SLG; ו-3) אמין ומתוכע באופן שאומר את הפרמטרים של DED.

פיתוח המיומנות הניסיונית הנדרשת אינה טריוויאלית, אך לא צריך להרתיע כל חוקר רציני. צפה שעקומת הלמידה תושלם בתוך חמש איטראציות. מערכת הדמיה של ארה ב באיכות סבירה היא חיונית. הכרה של סימנים אנטומיים על ידי ארה ב חשוב, לכן, החוקר צריך לבדוק את אנטומיה הארנב. תיאור מצוין של אנטומיה של הארנב על ידי דיוויס25, קלאסי, יכול להיות מועיל מאוד. גם לזכור את הווריאציה בגודל של ILG. הסקנה לכך היא כי ההצלחה של קון A חייב תמיד להיות מאושר עם המשך הדמיה. וריאציות בתגובה קון A בקבוצה של ארנבים הוא בדרך כלל בשל טכניקת ההזרקה (הזרקה מוצלחת או באופן חלקי מוצלח) או כדי להתעלם מהיכולת של רקמות בלוטת לקטמאל שיורית כדי לפצות על ייצור יתר של דמעות. לאלו המעוניינים לשלוט בטכניקת ההזרקה, הזרקת מתילן כחול ואחריו בקשה לניתוח אנאטומי יכול להועיל; הדמיה מושגת אם הוא מגיע לבלוטת הלקמל או נשפך על הרקמות השכנות. עד כה, שיטת הזרקה זו בוצעה על 270 פעמים על-ידי המחברים ללא סיבוך אחד.

לומר את חמשת הפרמטרים של DED הציג לעיל יכול להיות מסובך כמו הנחישות שלהם בפרקטיקה הקלינית. אף על פי שווריאציות מעגליות עדיין לא תועדו רשמית באף אחת מהן, יש מספיק ראיות ברקע לתופעות כאלה בעין28 שהן צריכות להיות מועדות באותו זמן ביום (± 1 h), במיוחד כאשר החזרה על הספר מבוצעת ומושוות זה לזה. העקביות בביצוע מאמר זה חיונית. . צוות של שניים נדרש ארבעה חוקרים או יותר באותו חדר השתתפות בחני יכול להיות מפריעה, בהתחשב בכך כמה צעדים דורשים תזמון קפדני. תיעוד מתאים לצילום באיכות גבוהה, שצוין במקום, חשוב.

מודל זה מתאים באופן אידיאלי ללימודי פיתוח סמים. שליטה של מודל בעלי חיים וטכניקות שיטת הביטחון מובטחת מצוינות מעולה19 של יעילות ומחקרי בטיחות.

זוהי גישה ניסיונית רבת עוצמה משום שהיא מבטלת את השינויים המייסדים של דגמים קודמים, יש לחזק את המודל של בעלי חיים ומתוקננת למעשה מתוך לומר את חמשת הפרמטרים של DED. היישום המוצלח של מודל זה למחקר של סוכן מועמד טיפולית אישר את השירות המעשי שלה כמודל חיה אינפורמטיבי למחלה בצורך נואש של סוכנים חדשניים והבנה עמוקה יותר של הפתוגנזה שלה.

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

כל לימודי החיות הושלמו בהתאם ובציות לכל ההנחיות הרגולטוריות והמוסדיים הרלוונטיות. כל המחקרים אושרו על ידי מועצת הסקירה המוסדית של אוניברסיטת סטוני ברוק והופיעה בהתאם להצהרת ARVO לשימוש בעלי חיים במחקר אופטלמולוגי וחזון.

מחקרים אלה היו נתמכים בחלקו על ידי מענק הזדמנויות מחקר הצעות מבית הספר לרפואה של אוניברסיטת אבן ברוק (גרנט מספר 1149271-1-82502) ומענק מחקר של פרמצבטיקה, Inc., סיטאוקט, ניו יורק. המחברים מודים ליקלה מקטרנן. לתמיכה בעריכה

Materials

100 mm macro lens Canon EF 100mm f/2.8L IS USM 3554B002
26 gauge needles (5/8) Becton Dickinson and Company, Franklin Lakes, NJ 305115 Needles for injecting ConA into the lacrimal glands
27 gauge needles (5/8) Becton Dickinson and Company, Franklin Lakes, NJ 305921 Needles for injecting ConA into the lacrimal glands
Aceproinj (acepromazine) Henry Schein Animal Health, Dublin, OH NDC11695-0079-8 0.1ml/kg subcutaneously injection for rabbit sedation
Anesthesia vaporizer VetEquip, Pleasanton, CA Item #911103
Bishop Harmon Forceps Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ E1500-C Tissue forceps
Caliper Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ E-2404 Caliper used to measure length of needle during ConA injection
Concanavalin A Sigma, St. Louis, MO C2010 Make 5mg/ml in PBS for injection into rabbit lacrimal glands
DSLR camera Canon EOS 7D DSLR 3814B004 Digital single lens reflex camera
fluorescein AKRON, Lake Forest, IL NDC17478-253 Dilute to 0.2% with PBS to measure TBUT
Isoflurane Henry Schein, Melville, NY 29405
Lactoferrin ELISA kit MyBiosource, San Diego, CA MBS032049 Measure tear lactoferrin level
lidocaine Sigma, St. Louis, MO L5647 1% in PBS for anesthesia agent
macro/ring flash Canon Macro Ring Lite MR-14EXII 9389B002AA
Osmolarity tips TearLab Corp., San Diego, CA #100003 REV R Measure tear osmolarity
PBS (phosphate buffered saline) Mediatech, Inc. Manassas, VA 21-031-CV
Rabbit, New Zealand White or Dutch Belted (as described in text) Charles River Labs, Waltham, MA 2-3 kg Research animals
Rose Bengal Amcon Laboratories Inc., St. Louis, MO NDC51801-004-40 1% in PBS, stain the ocular surface
Schirmer strips Eaglevision, Katena products. Denville, NJ AX13613 Measure tear production
Surgical Loupes +1.50 Designs for Vision, Bohemia, NY Specialty item Provide magnificantion of ocular surface while observing tear break up and performing Concanavalin A injections.
TearLab Osmometer TearLab Corp., San Diego, CA Model #200000W REV A Measure tear osmolarity
Ultrasound probe VisualSonics Toronto, Ont MX 550 S Untrasonography-guide Con A injection for inferior lacrimal gland
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referenzen

  1. Paulsen, A. J., et al. Dry eye in the Beaver Dam Offspring Study: prevalence, risk factors, and health-related quality of life. American Journal of Ophthalmology. 157 (4), 799-806 (2014).
  2. Vehof, J., Kozareva, D., Hysi, P. G., Hammond, C. J. Prevalence and risk factors of dry eye disease in a British female cohort. British Journal of Ophthalmology. 98 (12), 1712-1717 (2014).
  3. Tan, L. L., Morgan, P., Cai, Z. Q., Straughan, R. A. Prevalence of and risk factors for symptomatic dry eye disease in Singapore. Clinical and Experimental Optometry. 98 (1), 45-53 (2015).
  4. Craig, J. P., et al. TFOS DEWS II Report Executive Summary. The Ocular Surface. 15 (4), 802-812 (2017).
  5. Baudouin, C., et al. Clinical impact of inflammation in dry eye disease: proceedings of the ODISSEY group meeting. Acta Ophthalmologica (Copenhagen). 96 (2), 111-119 (2018).
  6. Calonge, M., et al. Dry eye disease as an inflammatory disorder. Ocular Immunology and Inflammation. 18 (4), 244-253 (2010).
  7. Pflugfelder, S. C., de Paiva, C. S. The Pathophysiology of Dry Eye Disease: What We Know and Future Directions for Research. Ophthalmology. 124 (11S), S4-S13 (2017).
  8. Buckley, R. J. Assessment and management of dry eye disease. Eye (London, England). 32 (2), 200-203 (2018).
  9. Clayton, J. A. Dry Eye. New England Journal of Medicine. 378 (23), 2212-2223 (2018).
  10. Barabino, S. Animal models of dry eye. Archivos de la Sociedad Española de Oftalmología. 80 (12), 695-696 (2005).
  11. Stern, M. E., Pflugfelder, S. C. What We Have Learned From Animal Models of Dry Eye. International Ophthalmology Clinics. 57 (2), 109-118 (2017).
  12. Chen, Z. Y., Liang, Q. F., Yu, G. Y. Establishment of a rabbit model for keratoconjunctivitis sicca. Cornea. 30 (9), 1024-1029 (2011).
  13. Gilbard, J. P., Rossi, S. R., Gray, K. L. A new rabbit model for keratoconjunctivitis sicca. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 28 (2), 225-228 (1987).
  14. Guo, Z., et al. Autologous lacrimal-lymphoid mixed-cell reactions induce dacryoadenitis in rabbits. Experimenal Eye Research. 71 (1), 23-31 (2000).
  15. Burgalassi, S., Panichi, L., Chetoni, P., Saettone, M. F., Boldrini, E. Development of a simple dry eye model in the albino rabbit and evaluation of some tear substitutes. Ophthalmic Research. 31 (3), 229-235 (1999).
  16. Xiong, C., et al. A rabbit dry eye model induced by topical medication of a preservative benzalkonium chloride. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49 (5), 1850-1856 (2008).
  17. Heymann, F., Hamesch, K., Weiskirchen, R., Tacke, F. The concanavalin A model of acute hepatitis in mice. Lab Animal. 49 (1 Suppl), 12-20 (2015).
  18. Nagelhout, T. J., Gamache, D. A., Roberts, L., Brady, M. T., Yanni, J. M. Preservation of tear film integrity and inhibition of corneal injury by dexamethasone in a rabbit model of lacrimal gland inflammation-induced dry eye. Journal of Ocular Pharmacology and Therapeutics. 21 (2), 139-148 (2005).
  19. Honkanen, R. A., Huang, L., Xie, G., Rigas, B. Phosphosulindac is efficacious in an improved concanavalin A-based rabbit model of chronic dry eye disease. Translational Research. 198, 58-72 (2018).
  20. Huang, L., et al. The novel phospho-non-steroidal anti-inflammatory drugs, OXT-328, MDC-22 and MDC-917, inhibit adjuvant-induced arthritis in rats. British Journal of Pharmacology. 162 (7), 1521-1533 (2011).
  21. Mattheolabakis, G., et al. Topically applied phospho-sulindac hydrogel is efficacious and safe in the treatment of experimental arthritis in rats. Pharmaceutical Research. 30 (6), 1471-1482 (2013).
  22. Osmalek, T., Froelich, A., Tasarek, S. Application of gellan gum in pharmacy and medicine. International Journal of Pharmaceutics. 466 (1-2), 328-340 (2014).
  23. Lemp, M. A. Report of the National Eye Institute/Industry workshop on Clinical Trials in Dry Eyes. Contact Lens Association of Ophthalmologists Journal. 21 (4), 221-232 (1995).
  24. Dal Piaz, F., Braca, A., Belisario, M. A., De Tommasi, N. Thioredoxin system modulation by plant and fungal secondary metabolites. Current Medicinal Chemistry. 17 (5), 479-494 (2010).
  25. Davis, F. A. The Anatomy and Histology of the Eye and Orbit of the Rabbit. Transactions of the American Ophthalmological Society. 27, 402-441 (1929).
  26. Lima, L., Lange, R. R., Turner-Giannico, A., Montiani-Ferreira, F. Evaluation of standardized endodontic paper point tear test in New Zealand white rabbits and comparison between corneal sensitivity followed tear tests. Veterinary Ophthalmology. 18 (Suppl 1), 119-124 (2015).
  27. Zheng, W., et al. Therapeutic efficacy of fibroblast growth factor 10 in a rabbit model of dry eye. Mol Med Report. 12 (5), 7344-7350 (2015).
  28. Wiechmann, A. F., Summers, J. A. Circadian rhythms in the eye: the physiological significance of melatonin receptors in ocular tissues. Progress in Retinal and Eye Research. 27 (2), 137-160 (2008).

Tags

Rabbit ModelAqueous-deficient Dry Eye DiseaseConcanavalin ALacrimal Gland InjectionUltrasound GuidanceAnimal ModelDrug Efficacy StudiesPathophysiology

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Diesen Artikel zitieren
Honkanen, R. A., Huang, L., Rigas, B. A Rabbit Model of Aqueous-Deficient Dry Eye Disease Induced by Concanavalin A Injection into the Lacrimal Glands: Application to Drug Efficacy Studies. J. Vis. Exp. (155), e59631, doi:10.3791/59631 (2020).
Zitat herunterladen
Nachdrucke und Berechtigungen

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image