Summary

Un protocole in vitro pour évaluer les niveaux de microARN, les fonctions et les gènes cibles associés dans les cellules tumorales

Published: May 21, 2019
doi:

Summary

Ce protocole utilise une réaction en chaîne de polymérase en temps réel (PCR) basée sur la sonde, un prédisme de sulforhodamine B (SRB), 3′ régions non traduites (3′ UTR) et un résultat de luciferase pour vérifier les gènes cibles d’un miRNA d’intérêt et pour comprendre les fonctions des miRNAs.

Abstract

Les microARN (miARN) sont de petits ARN régulateurs qui sont reconnus pour moduler de nombreuses voies de signalisation intracellulaire dans plusieurs maladies, y compris les cancers. Ces petits ARN régulateurs interagissent principalement avec les 3′ régions non traduites (3′ UTR) de leurs ARN messagers cibles (ARNM) aboutissant finalement à l’inhibition des processus de décodage des ARNm et à l’augmentation des dégradations de l’ARNm cible. Basé sur les niveaux d’expression et les fonctions intracellulaires, les miRNAs peuvent servir de facteurs régulateurs des ARNm oncogènes et suppresseurs de tumeurs. L’identification des gènes cibles de bonne foi d’un miRNA parmi des centaines, voire des milliers de cibles prédites par le calcul est une étape cruciale pour discerner les rôles et les mécanismes moléculaires de base d’un miRNA d’intérêt. Divers programmes de prédiction cible miRNA sont disponibles pour rechercher les interactions possibles miRNA-mRNA. Cependant, la question la plus difficile est de savoir comment valider les gènes cibles directs d’un miRNA d’intérêt. Ce protocole décrit une stratégie reproductible des méthodes clés sur la façon d’identifier les cibles miRNA liées à la fonction d’un miRNA. Ce protocole présente un guide pratique sur les procédures étape par étape pour découvrir les niveaux de miRNA, les fonctions et les ARNc cibles connexes à l’aide de la réaction en chaîne de polymérase en temps réel (PCR) à base de sonde, d’un test de sulforhodamine B (SRB) à la suite d’une transfétion miRNA imitant la transfection , génération de courbe dose-réponse, et test de luciferase avec le clonage de 3′ UTR d’un gène, qui est nécessaire pour une bonne compréhension des rôles des miRNAs individuels.

Introduction

Les microARN (miARN) sont les petites ARN réglementaires qui modulent principalement le processus de traduction et de dégradation des ARN messagers (ARM) en réagissant aux 3′ régions non traduites (3′ UTR) dans les gènes cibles de bonne foi1. L’expression des miARN peut être réglée par des mécanismes transcriptionnels et post-transcriptionnels. Le déséquilibre de ces mécanismes de réglementation apporte des niveaux d’expression miRNAs incontrôlés et distinctifs dans de nombreuses maladies, y compris les cancers2. Un seul miRNA peut avoir de multiples interactions avec divers ARNm. En conséquence, un ARNm individuel peut être contrôlé par divers miRNAs. Par conséquent, les réseaux de signalisation intracellulaire sont indirectement influencés par des miARN exprimés de façon distinctive par lesquels les troubles physiologiques et les maladies peuvent être initiés et détériorés2,3,4, 5 Annonces , 6. Bien que l’expression altérée des miARN ait été observée dans divers types de cancers, les mécanismes moléculaires qui modulent les manières des cellules cancéreuses en conjonction avec des miARN sont encore largement inconnus.

L’accumulation des preuves a montré que les rôles oncogènes ou tumorales-suppresseurs des miARN dépendent des types de cancers. Par exemple, en ciblant la boîte de tête de fourche o3 (FOXO3), miR-155 favorise la prolifération cellulaire, la métastasie et la chimiorésistance du cancer colorectal7,8. En revanche, la restriction de l’invasion de cellules de glioma est induite par miR-107 parl’intermédiaire de la régulation de la protéine d’homologaire neurogène d’entaille de locus 2 (NOTCH2) expression 9. L’évaluation des interactions miRNA-cible en relation avec les fonctions miRNA est une partie indispensable pour mieux comprendre comment les miARN régulent divers processus biologiques dans les états sains et malades10. En outre, la découverte de cibles de bonne foi (s) de miARN peut en outre fournir une stratégie affinée pour une thérapie miRNA-basée avec divers médicaments anticancéreux. Cependant, le principal défi dans le domaine des miRNAs est l’identification de cibles directes des miRNAs. Ici, des méthodes détaillées sont présentées comme des approches expérimentales reproductibles pour la détermination du gène cible miRNA. La conception expérimentale réussie de l’identification cible miRNA comporte diverses étapes et considérations (figure 1). La comparaison des niveaux mûrs de miRNA dans les cellules de tumeur et les cellules normales peut être l’une des procédures communes pour sélectionner un miRNA d’intérêt (Figure 1A). L’étude fonctionnelle d’un miRNA sélectionné pour détecter les effets d’un miRNA sur la prolifération cellulaire est importante pour réduire la liste des meilleures cibles candidates potentielles d’un miRNA d’intérêt (Figure 1B). Sur la base des fonctions expérimentalement validées des miARN, un examen systématique de la littérature et de la base de données en compagnie d’un programme de prédiction cible miRNA est nécessaire pour rechercher les informations les plus pertinentes sur les fonctions génétiques (figure 1C). L’identification de gènes cibles réels d’un miRNA d’intérêt peut être réalisée en mettant en œuvre des expériences telles que l’analyse de la luciferase avec le clonage de 3′ UTR d’un gène, PCR en temps réel, et le ballonnement occidental (Figure 1D). L’objectif du protocole actuel est de fournir des méthodes complètes d’expériences clés, la réaction en chaîne de polymérase en temps réel (PCR) basée sur la sonde, l’analyse de sulforhodamine B (SRB) suivant un miRNA imitant la transfection, la génération de courbes dose-réponse, et luciferase avec le clonage de 3′ UTR d’un gène. Le protocole actuel peut être utile pour une meilleure compréhension des fonctions des miARN individuels et de l’implication d’un miRNA dans la thérapie contre le cancer.

Protocol

1. Analyse d’expression de MicroRNA mature (miRNA) Synthèse d’ADN complémentaire de miRNA mûr (cDNA) Ajouter 254 ng d’ARN total et 4,5 l de mélanges de désoxyribonuclease I (DNase I), puis ajouter de l’eau ultrapure dans des tubes à bande PCR pour faire jusqu’à 18 l (Figure 2A). Préparer la réaction pour chaque échantillon total d’ARN purifié à partir de plusieurs lignées cellulaires en utilisant une quantité suffisante de mélanges DNase I…

Representative Results

La confirmation réussie et précise des niveaux de miRNA est importante pour l’interprétation des données par lesquelles la classification des miARN est possible basée sur les rôles prévus des miRNAs dans le développement et la progression d’une maladie. Les niveaux de miRNA-107 et de miRNA-301 ont été mesurés dans trois lignes de cellules de pancréas utilisant le PCR quantitatif basé sur sonde. La synthèse des ADNC d’un miRNA spécifique et d’un gène de référence dans la même réaction peut augmenter la…

Discussion

Les stratégies pour la détermination des cibles de miRNA de bonne foi avec les fonctions d’un miRNA d’intérêt sont indispensables pour la compréhension des rôles multiples des miRNAs. L’identification des gènes cibles miRNA peut être une ligne directrice pour interpréter les événements de signalisation cellulaire modulées par des miARN dans une cellule. Un dévoilement des gènes cibles fonctionnellement importants des miARN peut fournir les connaissances fondamentales pour développer une thérapie miRNA-bas…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette étude a été soutenue par le Programme de recherche en sciences fondamentales par l’intermédiaire de la National Research Foundation of Korea (NRF) financée par le ministère de l’Éducation (2017R1D1A3B03035662); et le Fonds de recherche universitaire Hallym, 2017 (HRF-201703-003).

Materials

15 mL conical tube SPL Life Sciences 50015
24-well plate Thermo Scientific 142475
50 mL conical tube SPL Life Sciences 50050
6-well plate Falcon 353046
6X DNA loading dye Real Biotech Corporation RD006 1 mL
8-cap strip Applied Biosystems N8010535 For cDNA synthesis
8-tube strip Applied Biosystems N8010580 For cDNA synthesis
96-well plate Falcon 353072
Acetic acid Sigma A6283-1L 1 L
Agarose A Bio Basic D0012 500 g
Alkaline phosphatase New England Biolabs M0290S 10,000 U/mL
Ampicillin Bio basic Canada Inc AB0028 25 g
AriaMx 96 tube strips Agilent Technologies 401493 For real time PCR
AriaMx real-time PCR system Agilent Technologies G8830A qPCR amplification, detection, and data analysis
AsiSI New England Biolabs R0630 10,000 units/mL
CAPAN-1 cells ATCC HTB-79
Cell culture hood Labtech Model: LCB-1203B-A2
Counting chambers with V-slash Paul Marienfeld 650010 Cells counter
CutSmart buffer New England Biolabs B7204S 10X concentration
DMEM Gibco 11965-092 500 mL
DNA gel extraction kit Bionics DN30200 200 prep
DNA ladder NIPPON Genetics EUROPE MWD1 1 Kb ladder
DNase I Invitrogen 18068015 100 units
Dual-luciferase reporter assay system Promega E1910 100 assays
Fetal bovine serum Gibco 26140-079 500 mL
HIT competent cells Real Biotech Corporation(RBC) RH617 Competent cells
HPNE cells ATCC CRL-4023
LB agar broth Bio Basic SD7003 250 g
Lipofectamine 2000 Invitrogen 11668-027 0.75 mL
Lipofectamine RNAiMax Invitrogen 13778-075 0.75 mL
Luminometer Promega Model: E5311
Microcentrifuge tube Eppendorf 22431021
Microplate reader TECAN Infinite F50
miRNA control mimic Ambion 4464058 5 nmole
miRNA-107 mimic Ambion 4464066 5 nmole
miRNeasy Mini Kit Qiagen 217004 50 prep
Mupid-2plus (electrophoresis system) TaKaRa Model: AD110
NotI New England Biolabs R3189 20,000 units/mL
Oligo explorer program GeneLink For primer design
Optical tube strip caps (8X Strip) Agilent Technologies 401425 For real time PCR
Opti-MEM Gibco 31985-070 500 Ml
PANC-1 cells ATCC CRL-1469
Penicillin/streptomycin Gibco 15140-122 100 mL
Phosphate buffer saline Gibco 14040117 1000 mL
Plasmid DNA miniprep S& V kit Bionics DN10200 200 prep
PrimeSTAR GXL DNA polymerase TaKaRa R050A 250 units
Shaker TECAN Shaking platform
Shaking incubator Labtech Model: LSI-3016A
Sigmaplot 14 software Systat Software Inc For dose-response curve generation
Sulforhodamine B powder Sigma S1402-5G 5 g
SYBR green master mix Smobio TQ12001805401-3 Binding fluorescent dye for dsDNA
T4 DNA ligase TaKaRa 2011A 25,000 U
TaqMan master mix Applied Biosystems 4324018 200 reactions, no AmpErase UNG
TaqMan microRNA assay (hsa-miR-107) Applied Biosystems 4427975 Assay ID: 000443 (50RT, 150 PCR rxns)
TaqMan microRNA assay (hsa-miR-301) Applied Biosystems 4427975 Assay ID: 000528 (50RT, 150 PCR rxns)
TaqMan miR RT kit Applied Biosystems 4366597 1000 reactions
Thermo CO2 incubator (BB15) ThermoFisher Scientific 37 °C and 5% CO2 incubation
Trichloroacetic acid Sigma 91228-100G 100 g
Trizma base Sigma T4661-100G 100 g
Ultrapure water Invitrogen 10977-015 500 mL
Veriti 96 well thermal cycler Applied Biosystems For amplification of DNA (or cDNA)
XhoI New England Biolabs R0146 20,000 units/mL

Referenzen

  1. He, L., Hannon, G. J. MicroRNAs: small RNAs with a big role in gene regulation. Nature Reviews Genetics. 5 (7), 522-531 (2004).
  2. Park, J. K., Doseff, A. I., Schmittgen, T. D. MicroRNAs Targeting Caspase-3 and -7 in PANC-1 Cells. International Journal of Molecular Sciences. 19 (4), (2018).
  3. Park, J. K., et al. MicroRNAs-103/107 coordinately regulate macropinocytosis and autophagy. Journal of Cell Biology. 215 (5), 667-685 (2016).
  4. Henry, J. C., et al. miR-199a-3p targets CD44 and reduces proliferation of CD44 positive hepatocellular carcinoma cell lines. Biochemical and Biophysical Research Communications. 403 (1), 120-125 (2010).
  5. Hoefert, J. E., Bjerke, G. A., Wang, D., Yi, R. The microRNA-200 family coordinately regulates cell adhesion and proliferation in hair morphogenesis. Journal of Cell Biology. 217 (6), 2185-2204 (2018).
  6. Anfossi, S., Fu, X., Nagvekar, R., Calin, G. A. MicroRNAs, Regulatory Messengers Inside and Outside Cancer Cells. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1056, 87-108 (2018).
  7. Khoshinani, H. M., et al. Involvement of miR-155/FOXO3a and miR-222/PTEN in acquired radioresistance of colorectal cancer cell line. Japanese Journal of Radiology. 35 (11), 664-672 (2017).
  8. Gao, Y., et al. MicroRNA-155 increases colon cancer chemoresistance to cisplatin by targeting forkhead box O3. Oncology Letters. 15 (4), 4781-4788 (2018).
  9. Catanzaro, G., et al. Loss of miR-107, miR-181c and miR-29a-3p Promote Activation of Notch2 Signaling in Pediatric High-Grade Gliomas (pHGGs). International Journal of Molecular Sciences. 18 (12), (2017).
  10. Akbari Moqadam, F., Pieters, R., den Boer, M. L. The hunting of targets: challenge in miRNA research. Leukemia. 27 (1), 16-23 (2013).
  11. Brown, R. A. M., et al. Total RNA extraction from tissues for microRNA and target gene expression analysis: not all kits are created equal. BMC Biotechnology. 18 (1), (2018).
  12. Kim, Y. K., Yeo, J., Kim, B., Ha, M., Kim, V. N. Short structured RNAs with low GC content are selectively lost during extraction from a small number of cells. Molecular Cell. 46 (6), 893-895 (2012).
  13. Schmittgen, T. D., Livak, K. J. Analyzing real-time PCR data by the comparative C(T) method. Nature Protocols. 3 (6), 1101-1108 (2008).
  14. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  15. Park, J. K., Seo, J. S., Lee, S. K., Chan, K. K., Kuh, H. J. Combinatorial Antitumor Activity of Oxaliplatin with Epigenetic Modifying Agents, 5-Aza-CdR and FK228, in Human Gastric Cancer Cells. Biomolecules & Therapeutics. 26 (6), 591-598 (2018).
  16. Xia, X., et al. Downregulation of miR-301a-3p sensitizes pancreatic cancer cells to gemcitabine treatment via PTEN. American Journal of Translational Research. 9 (4), 1886-1895 (2017).
  17. Lee, K. H., et al. Epigenetic silencing of MicroRNA miR-107 regulates cyclin-dependent kinase 6 expression in pancreatic cancer. Pancreatology. 9 (3), 293-301 (2009).
  18. van Tonder, A., Joubert, A. M., Cromarty, A. D. Limitations of the 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyl-2H-tetrazolium bromide (MTT) assay when compared to three commonly used cell enumeration assays. BMC Research Notes. 8, 47 (2015).
  19. Wang, P., Henning, S. M., Heber, D. Limitations of MTT and MTS-based assays for measurement of antiproliferative activity of green tea polyphenols. PloS One. 5 (4), e10202 (2010).
  20. Wu, L., Belasco, J. G. Let me count the ways: mechanisms of gene regulation by miRNAs and siRNAs. Molecular Cell. 29 (1), 1-7 (2008).
  21. Jin, Y., Chen, Z., Liu, X., Zhou, X. Evaluating the microRNA targeting sites by luciferase reporter gene assay. Methods in Molecular Biology. , 117-127 (2013).
  22. Ma, Z., et al. Gamma-synuclein binds to AKT and promotes cancer cell survival and proliferation. Tumour Biology. 37 (11), 14999-15005 (2016).
  23. Pan, Z. Z., Bruening, W., Giasson, B. I., Lee, V. M., Godwin, A. K. Gamma-synuclein promotes cancer cell survival and inhibits stress- and chemotherapy drug-induced apoptosis by modulating MAPK pathways. Journal of Biological Chemistry. 277 (38), 35050-35060 (2002).
  24. Martinez-Sanchez, A., Murphy, C. L. MicroRNA Target Identification-Experimental Approaches. Biology (Basel). 2 (1), 189-205 (2013).
  25. Lee, E. J., et al. Expression profiling identifies microRNA signature in pancreatic cancer. International Journal of Cancer. 120 (5), 1046-1054 (2007).
  26. Nuovo, G. J., et al. A methodology for the combined in situ analyses of the precursor and mature forms of microRNAs and correlation with their putative targets. Nature Protocols. 4 (1), 107-115 (2009).
  27. Schmittgen, T. D., et al. Real-time PCR quantification of precursor and mature microRNA. Methods. 44 (1), 31-38 (2008).
  28. Diederichs, S., Haber, D. A. Dual role for argonautes in microRNA processing and posttranscriptional regulation of microRNA expression. Cell. 131 (6), 1097-1108 (2007).
  29. Orellana, E. A., Kasinski, A. L. Sulforhodamine B (SRB) Assay in Cell Culture to Investigate Cell Proliferation. Bio Protocol. 6 (21), (2016).
  30. Lawrie, C. H. MicroRNAs in hematological malignancies. Blood Reviews. 27 (3), 143-154 (2013).
  31. Quah, B. J., Warren, H. S., Parish, C. R. Monitoring lymphocyte proliferation in vitro and in vivo with the intracellular fluorescent dye carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester. Nature Protocols. 2 (9), 2049-2056 (2007).
  32. Xing, Z., Li, D., Yang, L., Xi, Y., Su, X. MicroRNAs and anticancer drugs. Acta Biochimica et Biophysica Sinica. 46 (3), 233-239 (2014).
  33. Moeng, S., et al. MicroRNA-107 Targets IKBKG and Sensitizes A549 Cells to Parthenolide. Anticancer Research. 38 (11), 6309-6316 (2018).
  34. Chou, T. C. Drug combination studies and their synergy quantification using the Chou-Talalay method. Krebsforschung. 70 (2), 440-446 (2010).
  35. Flamand, M. N., Gan, H. H., Mayya, V. K., Gunsalus, K. C., Duchaine, T. F. A non-canonical site reveals the cooperative mechanisms of microRNA-mediated silencing. Nucleic Acids Research. 45 (12), 7212-7225 (2017).

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Seo, H. A., Hwang, C. Y., Moeng, S., Park, J. K. An In Vitro Protocol for Evaluating MicroRNA Levels, Functions, and Associated Target Genes in Tumor Cells. J. Vis. Exp. (147), e59628, doi:10.3791/59628 (2019).

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