Summary

Utilisation de l’oxyde de deutérium comme outil non invasif et non létal pour évaluer la composition corporelle et la consommation d’eau chez les mammifères

Published: February 20, 2020
doi:

Summary

Cet article décrit la technique de dilution d’oxyde de deutérium dans deux mammifères, un insectivore et un carnivore, pour déterminer l’eau totale de corps, la masse maigre de corps, la masse grasse de corps, et la consommation d’eau.

Abstract

Les systèmes de notation de l’état corporel et les indices de l’état corporel sont des techniques courantes utilisées pour évaluer l’état de santé ou l’aptitude d’une espèce. Les systèmes de notation de l’état corporel dépendent de l’évaluateur et ont le potentiel d’être très subjectifs. Les indices de l’état corporel peuvent être confondus par la recherche de nourriture, les effets du poids corporel, ainsi que les problèmes statistiques et inférants. Une alternative aux systèmes de notation de l’état du corps et aux indices de l’état corporel est l’utilisation d’un isotope stable comme l’oxyde de deutérium pour déterminer la composition corporelle. La méthode de dilution de l’oxyde de deutérium est une technique quantitative répétable utilisée pour estimer la composition corporelle chez les humains, la faune et les espèces domestiques. En outre, la technique de dilution de l’oxyde de deutérium peut être utilisée pour déterminer la consommation d’eau d’un animal individuel. Ici, nous décrivons l’adaptation de la technique de dilution d’oxyde de deutérium pour évaluer la composition corporelle chez les grandes chauves-souris brunes (Eptesicus fuscus) et pour évaluer la consommation d’eau chez les chats (Felis catis).

Introduction

Les systèmes de notation de l’état corporel et les indices de l’état corporel sont des techniques courantes utilisées pour évaluer l’état de santé ou l’aptitude d’une espèce1,2. Beaucoup d’espèces domestiques et zoologiques ont des systèmes uniques de notation de l’état corporel (BCS) qui sont utilisés pour évaluer le muscle d’un animal et le tissu adipeux superficiel3. Toutefois, l’évaluation de la SCB repose sur l’évaluateur, ce qui signifie que le SBC est une mesure objective ou semi-quantitative lorsqu’elle est évaluée par un évaluateur formé. Chez les espèces sauvages, les indices de l’état corporel sont couramment utilisés plutôt que le BCS et sont basés sur un rapport entre la masse corporelle et la taille corporelle ou la masse corporelle etl’avant-bras 2. Les indicis de condition de corps sont souvent confondus par les effets de la recherche de nourriture et peuvent être confondus par la taille du corps aussi bien que les problèmes statistiques et inferentiels4.

Une alternative aux systèmes de notation de l’état du corps et aux indices de l’état corporel consiste à utiliser un isotope stable pour déterminer la composition corporelle. Un isotope stable couramment utilisé est l’oxyde de deutérium (D2O), une forme d’eau non radioactive dans laquelle les atomes d’hydrogène sont des isotopes de deutérium. La méthode de dilution de l’oxyde de deutérium décrite dans cette étude peut être une technique non subjective, quantitative et reproductible utilisée pour estimer la composition corporelle chez l’homme5 et un large éventail d’espèces4,6,7. Cette technique peut être avantageuse pour l’étude de la composition corporelle de la faune. Par exemple, il peut être utilisé pour évaluer les changements longitudinals dans la composition du corps, comme avant et après une action de gestion. Cependant, chez certaines espèces sauvages, l’oxyde de deutérium peut surestimer la teneur réelle en eau8. Par conséquent, lors de l’adaptation de la technique pour une espèce, il est important de valider la méthode en comparant la méthode de l’oxyde de deutérium à l’analyse des carcasses pour les espèces non menacées. Pour les espèces menacées et en voie de disparition, une méthode non destructive comme l’absorptiométrie à rayons X double (DXA) devrait être considérée comme une méthode de comparaison alternative à la méthode destructrice de l’analyse complète des carcasses.

En plus de la composition du corps, la technique de dilution D2O peut être utilisée pour déterminer la consommation d’eau d’un animal individuel9. Cette application unique de D2O peut être utilisée pour répondre non seulement aux questions de recherche, mais peut être utile pour évaluer la consommation d’eau des animaux individuels hébergés dans de grands milieux sociaux.

Ici, nous décrivons l’adaptation de la technique de dilution D2O pour évaluer la composition corporelle chez un insectivore, grandes chauves-souris brunes (Eptesicus fuscus), et pour évaluer la consommation d’eau chez un carnivore, les chats (Felis catis).

Protocol

Toutes les expériences décrites ici ont été approuvées par le Comité des soins et de l’utilisation des animaux de l’Université du Missouri et menées en vertu du permis de collecte scientifique de la faune du Missouri Department of Conservation (MDC) (Permit #16409 et #17649). 1. Préparation de la solution stérile, isotonique, salinisée D2O stock Faire une solution de stock de 50 ml de 9,0 g/L salinated D2O. Peser 450 mg de NaCl de qualité…

Representative Results

La technique de dilution de l’oxyde de deutérium peut être utilisée pour évaluer la composition corporelle d’une variété d’espèces. Pour démontrer l’adaptabilité, nous rapportons la première utilisation de la technique de dilution d’oxyde de deutérium dans une espèce de chauve-souris insectivore nord-américaine, Eptesicus fuscus, la grande chauve-souris brune pour des résultats représentatifs. Un plateau de chronométrage a été complété en pré- et ap…

Discussion

L’utilisation de l’oxyde de deutérium pour déterminer TBW a été utilisé depuis les années 194017 et est utilisé chez l’homme et une variété d’espèces domestiques et sauvages4,6,7. D’autres techniques non destructives ont été développées, y compris l’analyse d’impédance bioélectrique (BIA), DXA, et la résonance magnétique quantitative (QMR). Chaque méthode présente des ava…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette recherche a été appuyée par mDC Cooperative Agreement (#416), US Forest Service Cooperative Agreement (16-JV-11242311-118), American Academy of Veterinary Nutrition et Waltham/Royal Canin, USA Grant (numéro de subvention: 00049049), subvention de formation des NIH (numéro de subvention : T32OS011126), et University of Missouri Veterinary Research Scholars Program. Les auteurs remercient Shannon Ehlers d’avoir préexaminé ce manuscrit. Nous remercions le Dr Robert Backus d’avoir fourni les normes D2O et d’avoir permis l’utilisation de son laboratoire.

Materials

0.2 micron non-pyrogenic disk filter Argos Technologies FN32S nylon, 30mm diameter, 0.22um, sterile
1.5 mL conical microcentrifuge tubes USA Scientific 1415-9701 1.5 ml self-standing microcentrifuge tube, natural with blue cap
10 mL sterile glass vial for injection Mountainside Medical Equipment MS-SEV10 clear, sterile glass injection unit
10 mL syringe Becton Dickinson 305219 sterile 10 mL syringe individually wrapped
100 mL sterile glass vial for injection Mountainside Medical Equipment AL-SV10020 clear, sterile glass injection unit
20 gauge needle Exel 26417 needles hypodermic 20g x 1" plastic hub (yellow) / regular bevel
22 gauge needle Exel 26411 needles hypodermic 22g x 1" plastic hub (black) / regular bevel
deuterium oxide Sigma-Aldrich 151882-25G 99.9 atom % D
isofluorane Vetone 3060 fluriso isoflurane, USP
OMNIC Spectra Software ThermoFisher Scientific 833-036200 FT-IR standard software
petroleum jelly Vaseline 305212311006 Vaseline, 100% pure petroleum jelly, original, skin protectant
plastic capillary tubes Innovative Med Tech 100050 sodium heparin anticoagulant, 50 μL capacity, 30 mm length
Sealed liquid spectrophotometer SL-3 FTIR CAF2 Cell International Crystal Laboratory 0005D-875 0.05 mm Pathlength
sodium chloride EMD Millipore 1.37017 suitable for biopharmaceutical production
Thermo Electron Nicolet 380 FT-IR Spectrometer ThermoFisher Scientific 269-169400 discontinued model, newer models available

Referenzen

  1. Schiffmann, C., Clauss, M., Hoby, S., Hatt, J. M. Visual body condition scoring in zoo animals – composite, algorithm and overview approaches. Journal of Zoo Aquarium Research. 5 (1), (2017).
  2. Peig, J., Green, A. J. New perspectives for estimating body condition from mass/length data: the scaled mass index as an alternative method. Oikos. 118 (12), 1883-1891 (2009).
  3. Bissell, H. . Body Condition Scoring Resource Center. , (2017).
  4. McWilliams, S. R., Whitman, M. Non-destructive techniques to assess body composition of birds: a review and validation study. Journal of Ornithology. 154 (3), 597-618 (2013).
  5. Lukaski, H. C., Johnson, P. E. A simple, inexpensive method of determining total body water using a tracer dose of D2O and infrared absorption of biological fluids. American Journal of Clinical Nutrition. 41 (2), 363-370 (1985).
  6. Chusyd, D. E., et al. Adiposity and Reproductive Cycling Status in Zoo African Elephants. Obesity (Silver Spring). 26 (1), 103-110 (2018).
  7. Kanchuk, M. L., Backus, R. C., Calvert, C. C., Morris, J. G., Rogers, Q. R. Neutering Induces Changes in Food Intake Body Weight, Plasma Insulin and Leptin Concentrations in Normal and Lipoprotein Lipase–Deficient Male Cats. The Journal of Nutrition. 132 (6), 1730S-1732S (2002).
  8. Eichhorn, G., Visser, G. H. Technical Comment: Evaluation of the Deuterium Dilution Method to Estimate Body Composition in the Barnacle Goose: Accuracy and Minimum Equilibration Time. Physiological and Biochemical Zoology. 81 (4), 508-518 (2008).
  9. Hooper, S. E., Backus, R., Amelon, S. Effects of dietary selenium and moisture on the physical activity and thyroid axis of cats. Journal of Animal Physiolgy and Animal Nutrition (Berl). 102 (2), 495-504 (2018).
  10. Stevenson, K. T., van Tets, I. G. Dual-Energy X-Ray Absorptiometry (DXA) Can Accurately and Nondestructively Measure the Body Composition of Small, Free-Living Rodents. Physiological and Biochemical Zoology. 81 (3), 373-382 (2008).
  11. Jennings, G., Bluck, L., Wright, A., Elia, M. The use of infrared spectrophotometry for measuring body water spaces. Clinical Chemistry. 45 (7), 1077-1081 (1999).
  12. Beuth, J. M. . Body Composition, movemement phenology and habitat use of common eider along the southern new england coast. Master of Science in Biological and Environmental Sciences (MSBES) thesis. , (2013).
  13. Coplen, T. B., Hopple, J., Peiser, H., Rieder, S. Compilation of minimum and maximum isotope ratios of selected elements in naturally occurring terrestrial materials and reagents. U.S. Geological Survey Water-Resources Investigations Report 01-4222. , (2002).
  14. Karasov, W. H., Pinshow, B. Changes in lean mass and in organs of nutrient assimilation in a long-distance passerine migrant at a springtime stopover site. Physiological Zoology. 71 (4), 435-448 (1998).
  15. Hood, W. R., Oftedal, O. T., Kunz, T. H. Variation in body composition of female big brown bats (Eptesicus fuscus.) during lactation. Journal of Comparative Physiology B. 176 (8), 807-819 (2006).
  16. Backus, R. C., Havel, P. J., Gingerich, R. L., Rogers, Q. R. Relationship between serum leptin immunoreactivity and body fat mass as estimated by use of a novel gas-phase Fourier transform infrared spectroscopy deuterium dilution method in cats. American Journal of Veterinary Research. 61 (7), 796-801 (2000).
  17. Moore, F. D. Determination of Total Body Water and Solids with Isotopes. Science. 104 (2694), 157-160 (1946).
  18. Voigt, C., Cruz-Neto, A., Parsons, S., Kunz, T. H. . Ecological and Behavioral Methods in the Study of Bats. , 621-645 (2009).
  19. International Atomic Energy Agency. . Assessment of Body Composition and Total Energy Expenditure in Humans Using Stable Isotope Techniques. , (2009).
  20. International Atomic Energy Agency. . Introduction to Body Composition Assessment Using the Deuterium Dilution Technique with Analysis of Saliva Samples by Fourier Transform Infrared Spectrometry. , (2011).
  21. Shimamoto, H., Komiya, S. The Turnover of Body Water as an Indicator of Health. Journal of Physiological Anthropology and Applied Human Science. 19 (5), 207-212 (2000).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Hooper, S. E., Eshelman, A. N., Cowan, A. N., Roistacher, A., Paneitz, T. S., Amelon, S. K. Using Deuterium Oxide as a Non-Invasive, Non-Lethal Tool for Assessing Body Composition and Water Consumption in Mammals. J. Vis. Exp. (156), e59442, doi:10.3791/59442 (2020).

View Video