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Verhalten

Modifizierte Blutentnahme aus Tail Venen nicht narkotisierten Mäuse mit einem Vakuum Blut Sammelsystem und Brillen Lupe

Published: February 02, 2019
doi:
10.3791/59136
, , , , , ,
1Heart Center, Wuhan Fourth Hospital, Puai Hospital Affiliated to Tongji Medical College,Huazhong University of Science and Technology

Summary

Diese Studie berichtet Blutentnahme aus Rute Vene bei Mäusen mit einer Absauganlage Rohr mit Brillen Lupe. Unsere Methode ist einfach und für wiederholte Blutentnahme bei Mäusen genutzt werden.

Abstract

Blut-Sample-Sammlung ist die Grundlage der experimentellen Forschung an Tieren. Es ist wichtig, ausreichend Blutproben für verschiedene wissenschaftliche Zwecke zu erhalten. Die Rute Venen von Mäusen sind klein und es ist manchmal schwierig, die erforderliche Blutvolumen konventionellen Punktion Bezahlungsmethode zu erhalten. Diese Studie untersucht die Überlegenheit der wiederholten Probe Blutentnahme aus Rute Adern von Mäusen durch den Einsatz einer Vakuum Blut Sammlung System und Brillen Lupe (Versuchsgruppe) im Vergleich zu herkömmlichen Blutabnahme Methoden (konventionelle Gruppe) , von Anfängern und Experten, bzw. durchgeführt. Mit Hilfe einer Brille Lupe ist eine Schmetterling Nadelspitze in die Rute Vene jede Maus in der experimentellen Gruppe eingefügt. Wenn die Vene erfolgreich eingedrungen ist, wird eine Blutprobe in das Vakuum Sammelröhrchen durch Einfügung von Kautschuk Ende einer Butterfly-Nadel in das Vakuum Blutsammelröhrchen gesammelt. Der Kolben wird dann verwendet, um Blut ohne die Hilfe der Brillen Lupe in der konventionellen Gruppe zu sammeln. Erfolgsraten von Blut Musterkollektion von Anfängern und Experten wurden 70 % bzw. 100 % (p < 0,01) werden in der experimentellen Gruppe und 35 % vs. 85 % (p < 0,01) in der konventionellen Gruppe gezeigt. Für Anfänger und fortgeschrittene lagen Punktion Zeiten erforderlich für den Erhalt der erforderlichen Blutprobe deutlich in der experimentellen Gruppe im Vergleich zu den konventionellen Gruppe (2,40 ± 0,75 vs. 2,90 ± 0,31, p < 0,05; 1,15 ± 0,37 vs. 1,55 ± 0,76, p < 0,05). Abschließend die vorgestellten Blut Entnahmetechnik ist machbar und leicht zu praktizieren und ermöglicht häufige Stichproben ausreichend Blut Volumen von Mäusen nicht betäubt.

Introduction

Die Blutabnahme von Tieren, die in Experimenten ist eine Technik, Grundlagenforschung. Es gibt einige verfügbaren Techniken für die Blutentnahme von Mäusen, einschließlich Rute scheren und Punktion des Herzens, Retro-Orbital Plexus, Halsschlagader, kaudalen Vene und Vena Cava. Im Idealfall sollten Blut minimalinvasiv mit minimalen Auswirkungen auf die Gesundheit des Tieres erfasst werden. Jedoch die am häufigsten verwendeten Techniken oft Tiere Stress zufügen und Forschung Ergebnisse1auswirken können. Blutentnahme aus der Retro-Orbital-Plexus kann verwendet werden, um genügend Blutvolumen von Mäusen2zu erhalten. Aber es kann zu schweren Gewebeschäden führen und erlaubt nicht zur Gewinnung von Blut immer wieder in kurzer Zeitabständen3.

Die Caudale Ader ist eine erstklassige Lage für die Blutentnahme, die minimale Verletzungen bei Mäusen verursacht. Jedoch die Rute Venen von Mäusen sind dünn und es ist manchmal schwierig, genügend Blut durch die konventionelle Punktion Technik zu erhalten. In einigen Fällen sind wiederholte Punktionen erforderlich, um die gewünschte Blutvolumen zu erhalten. Anästhesie wird auch allgemein empfohlen, Blutentnahme aus den Schweif Venen von Mäusen zu erleichtern.  Darüber hinaus kann ein Skalpell, straight-Edge Razor oder scharfen Schere erforderlich sein, um die Enden von den Schwänzen, die erforderliche Blut Proben4zu erhalten zu entfernen. Zuvor haben wir erfolgreiche Blutentnahme aus den Schweif Venen nicht betäubt Ratten durch das Vakuum Blut-Probe-Sammelsystem, berichtet die reduziert des Risikos einer Kontamination des Blutes und die Notwendigkeit zur wiederholten Punktionen5vermieden. Diese Studie berichtet eine ähnliche Blut-Sammlung-Methode bei Mäusen nicht betäubt.

Protocol

1. Tierhaltung Verwenden Sie 12 Wochen alten Kunming Mäuse.Hinweis: Wir haben Mäuse (n = 40, 20 Männer, 37 – 46 g bedeuten 42,38 ± 2,39 g) aus der experimentellen Tiere Zentrum der Tongji Medical College. Haus der Mäuse unter Standardbedingungen mit freiem Zugang zu Nahrungsmitteln und Trinkwasser. Halten Sie zwei Mäuse in einem 530 cm2 Käfig mit Holz rasieren Bettwäsche. Aufrechterhaltung einer Raumtemperatur zwischen 21-23 °C. Mäuse mit einem normalen salzarme Kost zu ernähren (0,3 % NaCl) während der gesamten Studie. 2. Blut Musterkollektion Bereiten Sie die folgende Ausrüstung: Vakuum-Röhre (1 mL), Butterfly-Nadel, Brillen Lupe und zurückhaltende Kunststoffhalter. Legen Sie sie auf eine sterile Oberfläche (Abbildung 1). Legen Sie eine Maus in eine zurückhaltende Plastikhalter und waschen Sie Schwanzspitze mit warmem Wasser (20 – 30 °C). Wischen Sie die Rute mit 70 % Ethanol gesättigt Wattebällchen, die Vene zu erweitern. Wählen Sie die Rechte oder linke Rute Vene für die Blutentnahme. Greifen Sie den unteren Teil des Hecks vorsichtig und halten Sie die Rute gerade während Blut Musterkollektion. Das Blut zu sammeln. Wenn Methoden vergleichen, sammeln Blut in zwei Gruppen: die “experimentelle” Gruppe, die mit dem Verfahren wir entwickelt haben, nachstehend, und “konventionelle” Gruppe, die mit einer herkömmlichen Methode, auch nachstehend. Experimentelle Kollektion: Tragen Sie eine Brille Lupe um die Anzeige für die Punktion der Vene Schweif zu verbessern. Legen Sie die Nadelspitze 22 G Schmetterling in einer der seitlichen Schweif Venen an einer Stelle ca. die Hälfte der Strecke nach distal von der Spitze der Rute bei einem Engel ca. 10°, bewegt in Richtung zur Unterseite der Rute für mehrere Proben. Setzen Sie der Kautschuk der Schmetterling Nadel in das Sammelröhrchen Vakuum Blut um Blut (Abbildung 2) zu sammeln.Hinweis: Wenn Blut nicht fließt mehr während der Blutentnahme, sollte die Nadel Winkel schnell angepasst werden. Um die Blutgerinnung in der Nadel zu vermeiden, eine andere Einstichstelle Position ausgewählt werden, wenn Blut nicht fließt mehr nach 15 s. Konventionelle Methode: Stechen Sie die Nadel angeschlossen an eine Spritze in einem der seitlichen Venen etwa ein Drittel der Entfernung distal von der Schwanzspitze. Wenn Blut im Hub angezeigt wird, zurück ziehen Sie den Kolben langsam sammle Blut (Abbildung 3)7.Hinweis: Um die Auswirkungen der unterschiedlichen Erfahrungen mit Blutentnahme weiter zu erhellen, wurden ein Anfänger und Experten ausgewählt, um Blutproben mit experimentellen und konventionellen Methoden gleichzeitig sammeln. Entfernen Sie nach der Blutentnahme die Nadel, und drücken Sie die Einstichstelle, um Blutungen zu stoppen. Dann lassen Sie die Maustaste aus dem Kunststoff zurückhaltende Halter und zurückkehren Sie die Maus zu seinen Käfig.Hinweis: Es wurde berichtet, dass bis zu 10 % des gesamten Blutes Volumen sicher sein kann ein gesundes Tier in 2-wöchigen Abständen8entnommen, also etwa 175 µL Blut wurde jedes Mal nach ethischen Grundsätzen gesammelt. Verwenden Sie Röhren mit EDTA Plasma zu sammeln und Rohre ohne Antikoagulantien, um Serum zu sammeln. Sanft invertieren das Rohr mehrmals und vertikal auf Eis gelegt. Zentrifugieren Sie Probe Blutentnahmeröhrchen in einer gekühlten Zentrifuge bei 1.000 x g für 10 min, Plasma und Serum zu trennen.Hinweis: Erfolgreiche Blutentnahme ist definiert als ein Volumen von 175 µL jedes Mal zu erhalten. Nicht mehr als drei Einstiche sollte versucht werden, und eine fehlerhafte Blutentnahme ist definiert als eine gesamte Blutvolumen von weniger als 175 µL nach der dritten Punktion. Die Dauer der Probenahme ist definiert als die Zeit von der Rute Vene Punktion zur Entfernung der Nadel nach der Blutentnahme. Sammeln Sie Blut zweimal im Abstand von 2 Wochen8. 3. statistische Analyse Verwenden Sie handelsübliche Statistiksoftware für Analyse. Darstellung von Daten als Mittelwert ± Standardabweichung, p < 0,05 als der Cut-off für statistische Signifikanz zu verwenden.

Representative Results

Body-Mass, Blut Sammlung Bände und Probenahme Laufzeiten der beiden GruppenBlutproben wurden zweimal in 2-wöchigen Abständen in jeder Gruppe von 20 Mäuse (10 Männer) gesammelt. Die durchschnittliche Körpermasse von Mäusen war ähnlich zwischen den experimentellen und herkömmlichen Gruppen für Anfänger und Experten, bzw. (42,40 g ± 1,42 g vs. 42,65 g ± 1,14 g, p > 0,05; 42,55 g ± 2,91 g vs. 43,20 g ± 2,69 g, p > 0.05). Gesammelte Blut Volumen und Probenahme Laufzeiten waren ähnlich zwischen den beiden Gruppen in Experten (184.25 µL ± 11,95 µL vs. 171.75 µL ± 25,61 µL, p > 0,05; 1,85 min ± 0,68 min vs. 2,17 min ± 0,80 min, p > 0.05). Jedoch wurden höhere gesammelte Blut Volumen und kürzere Laufzeiten der Probenahme in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur konventionellen Gruppe Anfänger (172.00 µL ± 15.17 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL, p < 0,01; 3,11 min. ± 0,44 min vs. 4,08 min ± 0,61 min, p < 0,01) gesehen. Im Vergleich zu Einsteiger, Experten erhöht sich mit Blut gesammelt und zeigten geringere Probenahme Zeiten mit experimentellen und konventionellen Methoden (184.25 µL ± 11,95 µL vs. 172.00 µL ± 15.17 µL, p < 0,01 171.75 µL ± 25,61 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL, p < 0,05; 1,85 min ± 0,68 min vs. 3,11 min. ± 0,44 min, p < 0,01; 2.17 min ± 0,80 min vs. 4,08 min ± 0,61 min, p < 0,05) (Tabelle 1). Erfolgsraten und Punktion Zeiten der beiden GruppenDer Vergleich von Erfolgsraten zwischen Anfänger und Experten war 70 % (14/20) vs. 100 % (20/20) (p < 0,01) in der experimentellen Gruppe und 35 % (7/20) vs. 85 % (17/20) (p < 0,01) in der konventionellen Gruppe. Höhere Erfolgsraten waren auch in der experimentellen Gruppe im Vergleich zur konventionellen Gruppe Anfänger gesehen [70 % (14/20) bzw. 35 % (7/20), p < 0,05]. Sowohl Anfänger als auch Experten lag die Anzahl der Punktionen deutlich in der experimentellen Gruppe im Vergleich zu den konventionellen Gruppe (2,40 ± 0,75 vs. 2,90 ± 0,31, p < 0,05; 1,15 ± 0,37 vs. 1,55 ± 0,76, p < 0,05). Im Vergleich zu Anfängern, untere Punktion Zeiten für Experten beobachtet mit experimentellen und konventionellen Methoden. (1,15 ± 0,37 vs. 2,40 ± 0,75, p < 0,01; 1,55 ± 0,76 vs. 2,90 ± 0,31, p < 0,01) (Tabelle 1). Abbildung 1: Ausrüstung. Gezeigt werden 1 mL Vakuum Blutentnahmeröhrchen und 22 G Schmetterling Nadel (links), ein Brillengestell Lupe (Mitte) und eine zurückhaltende Kunststoffhalter (rechts). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur. Abbildung 2: erfolgreiche Blutentnahme in der Versuchsgruppe. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur. Abbildung 3: erfolgreiche Blutentnahme in der konventionellen Gruppe. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur. Experimentelle Gruppe Konventionellen Gruppe Anfänger Experten Anfänger Experten Gewicht (g) 42.4±1.42 42.55±2.91 42.65±1.14 43.20±2.69 Gesammelten Blutvolumen (µL) 172.00±15.17 184.25±11.95# 148.50±30.22* 171.75±25.61# Probenahme-Dauer (min.) 3.11±0.44 1.85±0.68# 4.08±0.61* 2.17±0.80# Blut-Abholzeiten 20 20 20 20 Durchschnittliche Anzahl der Punktionen 2.40±0.75 1.15±0.37# 2.90±0.31* 1.55±0.76## * Ein Zeit-Punktion 3 17 0 12 Zwei Mal Punktion 6 3 2 5 Drei Mal Punktion 5 0 5 0 Fehler beim 6 0 13 3 Erfolgsquote 70 % 100 %# 35 %* 85 %# Tabelle 1: Vergleich der Ergebnisse zwischen den Gruppen experimentelle und konventionellen. * p < 0,05, ** p < 0,01, experimentelle Methode vs. konventionelle Methode. #p < 0,05, ##p < 0,01, Anfänger vs. Experte.

Discussion

Die vorliegende Studie beschreibt ein einfach zu erlernendes Blut Erfassungsmethode bei Mäusen, die den herkömmlichen Techniken überlegen ist. Erstens kann die Methode mit einer hohen Erfolgsquote leicht gemeistert werden. Zweitens beruht auf dem Prinzip des Vakuum Unterdruck und ermöglicht eine kontinuierliche Zeichnung des Blutes mit einem reduzierten Risiko für direkte Blut Exposition, die auch die Möglichkeit der Kontamination und Hämolyse9reduziert. Drittens ist diese Methode für häufige Stichproben des Blutes mit ausreichenden Mengen von Mäusen in kurzer Zeit für verschiedene wissenschaftliche Zwecke möglich. Darüber hinaus das Verfahren verursacht nur minimale Verletzungen bei Mäusen und Blutentnahme kann durchgeführt werden, ohne den Einsatz von Anästhetika; der Einfluss der Stressantwort und Anästhetika auf Blutproben kann so vermieden werden.

Die Rute Ader ist eine erstklassige Lage für Blutentnahme nach dem genehmigten Protokoll7. Es ist jedoch nicht immer leicht, ausreichend Blutvolumen aus dünnen Schweif Venen mit niedrigen Blut fließt zu erhalten. In diesem Fall die Haut ist in der Regel aufgeschnitten und Vene ist durchdrungen von einer Lanzette oder am Ende der Rute wird schnell durch ein Rasiermesser entfernt.

Dieses Protokoll soll zur Verbesserung der Methodik der Blutentnahme von Mäusen mit dem Vakuum Blut Sammlung System, wonach ein Vakuum Blut Sammlung Probenröhrchen, Schmetterling Nadel und Brillen Lupe. Dieses Vakuum Blut-Probenahme-System wird in der Regel für das Sammeln von Blutproben von Patienten in der täglichen klinischen Praxis10verwendet. Mit Hilfe einer Brille Lupe ist die perfekte Einstichstelle einer Rute Ader einfacher zu finden. Wenn die Spitze einer Nadel in die Vene Rute eingefügt wird, fließt Blut automatisch in das Saugrohr durch Unterdruck. Nach dem Rückzug der Nadelöhrs von der Rute Vene, fließt das Blut, das in den Katheter blockiert wird in das Sammelrohr Vakuum durch den Unterdruck.

Die folgenden Tipps sind wichtig für die erfolgreiche Anwendung der Methode. Erstens sollte das Körpergewicht des jede Maus 40 g oder höher, um Schwierigkeiten bei der Punktion und Beschaffung genügend Blut zu verringern. Zweitens sollten im Falle von fehlerhaften Blutentnahme Experimentatoren versuchen, die Nadel langsam zurückziehen, bis Blut fließt heraus weiterhin. Drittens ist es wichtig, das Heck um jede Bewegung zu vermeiden, während der Blutentnahme zu verlängern. Halten die Nadel vorsichtig kann helfen, die um Spitze der Nadel in die Vene als Rute Mausbewegungen zu halten. Viertens sollte Blut nicht mehr fließt während der Blutentnahme, die Nadel-Winkel in einer fristgerechten Weise angepasst werden. Um Blutgerinnung in der Nadel zu vermeiden, sollte eine andere Position der Punktion gewählt werden, wenn Blut nicht fließt mehr nach 15 s. Zu guter Letzt empfiehlt sich die Zusammenarbeit der beiden Betreiber während der Verwendung dieser Technik, um Blut von Mäusen zu sammeln.

Kurz gesagt, ist die angenommene Vakuum Blut Erfassungsmethode für den Einsatz in Mäuse sicher, machbar und leicht zu praktizieren. Diese Methode ermöglicht häufige Entnahme von Blut mit ausreichend Blut Volumen von Mäusen nicht betäubt.

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde unterstützt durch die Natur Science Foundation Grant der Provinz Hubei, China [Grant No. 2018CFB761].

Materials

Double-pointed needle Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China 20163151718 22G (0.7 mm x 25 mm)
Eyeglass magnifier Vergroberung 1.5x
Normal salt diet for mice Mice received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study.
Plastic holder Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China 35-45 g rat hoder
SPSS software for statistical analysis SPSS Inc, Chicago; USA Version 17.0.
Syringe Shandong wego Medical polymer products co. LTD., China 20160911A 1 mL (Matching needle size: 0.45×16RW LB)
Vacuum blood collection system Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China 20171222 1 mL (Φ12.4×L75)
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Referenzen

  1. Grouzmann, E., et al. Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice. European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).
  2. Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage. Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).
  3. Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage. Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).
  4. Hoff, J. Methods of blood collection in the mouse. Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).
  5. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
  6. Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
  7. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
  8. Diehl, K. H., et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).
  9. Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter. Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).
  10. Eder, J. M., Cutter, G. R. A new device for collecting cord blood. Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).

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Liu, X., Li, H., Wu, J., Yu, Y., Zhang, M., Zou, W., Gu, Y. Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier. J. Vis. Exp. (144), e59136, doi:10.3791/59136 (2019).
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