Summary

阴离子交换剂 (二乙基氨基乙基纤维素柱) 纯化包括非洲在内的细胞外锥虫体

Published: April 06, 2019
doi:

Summary

这种从血液中分离锥虫的方法取决于它们的表面电荷比哺乳动物的血细胞更少阴性。受感染的血液被放置在阴离子交换器柱上并进行治疗。这种方法是非洲锥虫病最适合的诊断方法, 为免疫、生物、生化、药物和分子生物学研究提供纯化寄生虫。

Abstract

这种方法允许分离锥虫体, 寄生虫负责动物和人类非洲锥虫病 (HAT), 从受感染的血液。这是诊断第一阶段 HAT 的最佳方法, 而且这种寄生虫纯化方法允许血清学和研究调查。

HAT 是由采采蝇传播的冈比亚锥罗得西亚 t. b.引起的。相关的锥虫体是动物锥虫病的病原体。锥虫体检测对于 HAT 的诊断、治疗和随访至关重要。这里描述的技术是最敏感的寄生虫检测技术, 适用于现场条件的诊断冈比亚 hat , 可以在一个小时内完成。血液被分层到以前调整为 pH 值8的阴离子交换器柱 (DEAE 纤维素) 上, 并添加洗脱缓冲液。高负电荷的血细胞被吸附在色谱柱上, 而负电荷的锥虫体通过的程度较低。采集的色氨酸体是通过离心造粒和显微镜观察的。此外, 寄生虫的制备没有细胞损伤, 同时保持其传染性。

免疫检测需要纯化的色氨酸体;它们被用于色氨酸溶解试验, 这是 HAT 血清学中的金标准。染色寄生虫用于卡片凝集试验 (CATT) 的现场血清学。纯化的锥细胞的抗原, 如不同的表面糖蛋白, 外抗原, 也用于各种免疫检测。这里描述的程序是为非洲锥虫设计的;因此, 色谱条件必须适应每一个锥虫株, 更广泛地说, 适应每种寄主哺乳动物的血液。

这些迷人的病原体很容易被纯化, 可用于生化、分子和细胞生物学研究, 包括与宿主细胞共培养, 以调查在膜受体、信号和基因水平上的宿主-寄生虫关系表达;体外药物检测;研究代谢过程、细胞骨架生物发生和寄生虫存活的基因缺失、突变或过度表达。

Introduction

这里介绍的方法允许从血液中分离锥虫体、负责动物和人类非洲锥虫病 (HAT) 的寄生虫。这是诊断第一阶段 HAT 的最佳方法, 而且这种寄生虫纯化方法可以进行可靠的血清学和研究研究。

HAT 是由采采蝇传播的冈比亚锥罗得西亚酮 1.引起的。这些原生动物寄生虫在疾病的第一阶段 (血液淋巴阶段) 在血液、淋巴和间质液体中外源性繁殖。第二阶段 (脑膜-脑期) 从寄生虫越过血脑屏障开始;神经体征, 包括睡眠障碍, 将其命名为 “昏睡病”, 是第二阶段2的典型。相关的锥虫体 (t. evansi, t. congolense, t. vivax, t. b. brucei) 是非洲动物锥虫病 (aat) 3 的致病因子.

世界卫生组织 (世卫组织) 的目标是到2020年消除 HAT 这一公共卫生问题, 到2030年停止传播.最近引入的快速诊断测试改善了血清学诊断 1,4,5。已经开发了一些分子诊断测试, 但它们在现场诊断中的作用尚未确立5。它们被用来鉴定布鲁谢群和非典型锥虫病引起的由负责动物锥虫病寄生虫6引起的亚种。

寄生虫的检测对诊断、治疗和随访至关重要, 因为血清学可以给出假阳性, 不幸的是假阴性结果1。在由冈比亚 t. b. b.引起的 hat 情况下, (95% 以上的病例) 通常是低寄生虫, 而对于导致引起的 hat, 则很困难。血液中经常存在的寄生虫数量。采用了各种浓缩技术, 如厚滴和毛细管离心 (CTC), 但通过一列阴离子交换器 (DEAE 纤维素) 从血液中分离寄生虫, 然后对其进行离心和微观观察。颗粒, 是最敏感的方法 (约50种血液寄生虫)1,7。因此, 采用这种阴离子交换器 (DEAE 纤维素) 方法纯化锥虫体是最好的, 到目前为止, 也是将血液中的寄生虫可视化和分离的参考方法, 用于 HAT 的诊断。在野外条件下, 成功地使用了 deae 纤维素的小型柱, 并通过了一些改进, 促进了显微镜观察 7,8

从血液中分离锥虫的方法, 描述如下, 取决于寄生虫表面电荷, 这是较少阴性比哺乳动物血细胞9。有趣的是, 这种方法是50年前由希拉·兰姆博士在1968年开发的, 仍然是检测和制备血液锥虫的黄金标准。它是快速和可重复的唾液锥虫体从广泛的哺乳动物, 允许诊断动物和人类锥虫病10

为了获得活的、纯化的寄生虫, 被感染的血液被添加到阴离子交换器柱上。色谱条件 (主要是 pH 值, 液比物介质的离子强度) 必须适应每一种锥虫属, 更普遍的是, 适合哺乳动物血细胞和色样体 10的每一混合物。对于大多数非洲色胺体 10, 洗脱缓冲液精确地调整到 ph 值8。这种方法有利于患者血液中发现的寄生虫浓度, 因为寄生虫可能太低, 仅通过显微镜观察就无法检测到, 而且还能进行实验室调查。使用这种技术处理新鲜分离的锥虫体和受感染动物的血液, 比在实验室内无限期培养的针对在无动条件下培养的寄生虫的研究更相关。

寄主寄生虫的关系最好与感染其自然寄主的寄生虫研究, 因此, 肌肉 t ,一种天然的小鼠寄生虫, 它是细胞外锥虫体的代表, 有许多优点, 因为小鼠感染涉及在小型实验动物, 不需要生物危害安全水平 (BSL) 条件。其他许多锥虫类, 包括人类病原体不同, 肌肉 t 不会杀死具有免疫能力的小鼠。在 t 细胞缺乏的小鼠中没有消除肌肉 t ,在受感染的小鼠中, 通过改变食物和营养摄入量11, 可以增加寄生虫。这种寄生虫调节免疫反应, 共同感染与其他病原体12。受感染小鼠的肌肉 t 与培养的肌肉组织有差异 ,例如, 与从受感染小鼠身上纯化的寄生虫相比, 肌肉组织的膜 fc 受体在抗菌培养中失去了表达,14. 在轴突状培养物中, 分泌物分泌的因子 (esf) 在质量和数量上也较少表达, 在流行地区分离的菌株之间存在差异15。ESF 是第一个向宿主免疫系统显示的抗原, 因此在最初的宿主免疫反应 16发挥着重要作用。

在用于实验室调查的实验感染动物中, 该协议有助于对更多的寄生虫进行实验, 最大限度地减少所需的小鼠数量, 特别是在使用免疫抑制动物时。在大规模筛选的锥虫病卡凝集试验中使用的可变表面糖蛋白 (Vsg) 仍然从在大鼠体内繁殖的锥虫体中纯化。目前可在现场使用的两项快速诊断测试 (单独包装的盒式磁带) 仍在使用本地 vsg 的感染模型源, 而不是体外培养的锥虫 1,4, 5. 由于这些 deae 纤维素纯化的寄生虫可以很容易地从自然或实验感染的宿主, 特别是啮齿类动物那里大量获得, 因此促进了锥虫学和生物学研究的进展。

Protocol

根据《实验室动物护理和使用准则》 (NIH 第85±23号出版物, 1996年修订本) 进行的调查。协议得到了我们当地道德委员会的批准。 1. 动物 在每次实验前 15天, 将8至10周大的瑞士雌性老鼠, 20-25g 的雌性瑞士老鼠放在动物住房设施中。将它们放在通风的盒子里, 存放在受保护的温度 (22°c) 和湿度 (50%) 中控制室, 12小时关闭光循环。 让动物免费获得食物和水。尽量…

Representative Results

纯化的色氨酸体已被用于药物测试。寄生虫被转移到含有特定药物连续稀释的培养井, 单独或混合19。微观观察, 评估运动是一个标志的活力, 可以执行时, 只有少数的哑弹正在进行测试, 而 AlamarBlue 细胞活力检测是一个很好的方法, 大的动力检测在药物筛选20。在 hat 治疗中使用的参考药物—-戊胺素的作用如图 1所示?…

Discussion

纯化的色氨酸酶是研究免疫学、生物化学、细胞和分子生物学的有力手段。从锥虫体中获得了大量的数据和结果, 这有助于从其他真核细胞30 中获得信息。锥虫体也是重要和有趣的研究的主题, 因为它们设计了许多机制, 使它们能够在两种截然不同的环境中生存和生长: 采采蝇飞行载体和哺乳动物宿主 23, 31. 据报告, 分离锥虫的各种技术,…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我们感谢 UMR 177 INTERTRYP IRD CIRAD 波尔多大学的所有成员。这项研究得到了波尔多大学内部资助的支持, 来自 ANR、LABEX ParaFrap ANR-11-LAB-0024 以及寄生虫和热带医学发展协会的支持。班吉 (Centrafrique)

Materials

10 mL Pipettes  Falcon 357,551
2 mL Pipettes  Falcon 352,507
Centrifugation tube 50 mL Falcon 352,070
Centrifuge Sigma Aldrich 4K15
DEAE cellulose Santa Cruz s/c- 211213 100 G
filter paper  Whatman 1,001,125
Flat bottom flask narrow neck Duran 21 711 76 6000 mL
Glucose  VWR 101174Y 500 G
Heparin Sigma Aldrich H3149-50KU 5 000 U
KH2PO4 VWR 120 26936.260 500 G
Microscope Olympus CH-20
Microscope coverslips Thermofisher scientific CB00100RA020MNT0
Microscope slides Thermofisher scientific AGAA000001
Na2HPO4  VWR 100 28026;260 500 G
NaCl VWR 27800.291 1 KG
NaH2PO4  VWR 110 33616;262 500 G
Nalgene Plastic Media Bottles size 125 mL Thermofisher scientific 342024-0125
Nalgene Plastic Media Bottles size 500 mL Thermofisher scientific 342024-0500
Pasteur Pipette VWR BRND125400
Penicillin 10,000 UI/Streptomycin 10,000 µg EUROBIO CABPES01 OU 100 mL
Phenol red Sigma Aldrich P0290 100 mL
Syringue  Dutscher SS+10S21381
Tissue culture hood Thermoelectro Corporation MSC-12
Trypanosoma brucei brucei Institute of Tropical Medicine (Antwerp, Belgium). ANTAT 1.1
Trypanosoma brucei gambiense Institute of Tropical Medicine (Antwerp, Belgium). ITMAP 1893
Trypanosoma musculi London School of Hygiene and Tropical Medicine (UK) Partinico II

Referenzen

  1. Büscher, P., Cecchi, G., Jamonneau, V., Priotto, G. Human African trypanosomiasis. Lancet. 390 (10110), 2397-2409 (2017).
  2. Lejon, V., Bentivoglio, M., Franco, J. R. Human African trypanosomiasis. Handbook of Clinical Neurology. 114, 169-181 (2013).
  3. Giordani, F., Morrison, L. J., Rowan, T. G., De Koning, H. P., Barrett, M. P. The animal trypanosomiases and their chemotherapy: a review. Parasitology. 143 (14), 1862-1889 (2016).
  4. Aksoy, S., Buscher, P., Lehane, M., Solano, P., Van Den Abbeele, J. Human African trypanosomiasis control: Achievements and challenges. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11 (4), e0005454 (2017).
  5. Büscher, P., Deborggraeve, S. How can molecular diagnostics contribute to the elimination of human African trypanosomiasis?. Expert Review of Molecular Diagnostics. 15 (5), 607-615 (2015).
  6. Truc, P., et al. Atypical human infections by animal trypanosomes. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (9), e2256 (2013).
  7. Lumsden, W. H., Kimber, C. D., Evans, D. A., Doig, S. J. Trypanosoma brucei: miniature anion-exchange centrifugation technique for detection of low parasitaemias: adaptation for field use. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 73 (3), 312-317 (1979).
  8. Büscher, P., et al. Improved Models of Mini Anion Exchange Centrifugation Technique (mAECT) and Modified Single Centrifugation (MSC) for sleeping sickness diagnosis and staging. PLoS Neglected Tropical Diseases. 3 (11), e471 (2009).
  9. Lanham, S. M. Separation of trypanosomes from the blood of infected rats and mice by anion-exchangers. Nature. 218 (5148), 1273-1274 (1968).
  10. Lanham, S. M., Godfrey, D. G. Isolation of salivarian trypanosomes from man and other mammals using DEAE-cellulose. Experimental Parasitology. 28 (3), 521-534 (1970).
  11. Humphrey, P. A., Ashraf, M., Lee, C. M. Growth of trypanosomes in vivo, host body weight gains, and food consumption in zinc-deficient mice. Journal of the National Medical Association. 89 (1), 48-56 (1997).
  12. Lowry, J. E., Leonhardt, J. A., Yao, C., Belden, E. L., Andrews, G. P. Infection of C57BL/6 mice by Trypanosoma musculi modulates host immune responses during Brucella abortus cocolonization. Journal of Wildlife Diseases. 50 (1), 11-20 (2014).
  13. Vincendeau, P., Daëron, M., Daulouede, S. Identification of antibody classes and Fc receptors responsible for phagocytosis of Trypanosoma musculi by mouse macrophages. Infection and Immunity. 53 (3), 600-605 (1986).
  14. Vincendeau, P., Daëron, M. Trypanosoma musculi co-express several receptors binding rodent IgM, IgE, and IgG subclasses. Journal of Immunology. 142 (5), 1702-1709 (1989).
  15. Holzmuller, P., et al. Virulence and pathogenicity patterns of Trypanosoma bruceigambiense field isolates in experimentally infected mouse: differences in host immune response modulation by secretome and proteomics. Microbes and Infections. 10 (1), 79-86 (2008).
  16. Holzmuller, P., et al. How do parasites and their excreted-secreted factors modulate the inducible metabolism of L-arginine in macrophages?. Frontiers in Immunology. 9, 778 (2018).
  17. Abrahamson, I. A., Da Silva, W. D. Antibody-dependent cytotoxicity against Trypanosoma cruzi. Parasitology. 75 (3), 317-323 (1977).
  18. Herbert, W. J., Lumsden, W. H. Trypanosoma brucei: a rapid "matching" method for estimating the host’s parasitemia. Experimental Parasitology. 40 (3), 427-431 (1976).
  19. Dauchy, F. A., et al. Trypanosoma brucei CYP51: Essentiality and Targeting Therapy in an Experimental Model. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (11), e0005125 (2016).
  20. Raz, B., Iten, M., Grether-Bühler, Y., Kaminsky, R., Brun, R. The Alamar Blue assay to determine drug sensitivity of African trypanosomes (T. b. rhodesiense and T. b. gambiense) in vitro. Acta Tropica. 68 (2), 139-147 (1997).
  21. Albright, J. W., Albright, J. F. In vitro growth of Trypanosoma musculi in cell-free medium conditioned by rodent macrophages and mercaptoethanol. International Journal for Parasitology. 10 (2), 137-142 (1980).
  22. Gobert, A. P., et al. L-Arginine availability modulates local nitric oxide production and parasite killing in experimental trypanosomiasis. Infection and Immunity. 68 (8), 4653-4657 (2000).
  23. De Muylder, G., et al. A Trypanosoma brucei kinesin heavy chain promotes parasite growth by triggering host arginase activity. PLoS Pathogens. 9 (10), e1003731 (2013).
  24. Nzoumbou-Boko, R., et al. Trypanosoma musculi Infection in Mice Critically Relies on Mannose Receptor-Mediated Arginase Induction by a TbKHC1 Kinesin H Chain Homolog. Journal of Immunology. 199 (5), 1762-1771 (2017).
  25. Bonhivers, M., Nowacki, S., Landrein, N., Robinson, D. R. Biogenesis of the trypanosome endo-exocytotic organelle is cytoskeleton mediated. PLoS Biology. 6 (5), e105 (2008).
  26. Albisetti, A., et al. Interaction between the flagellar pocket collar and the hook complex via a novel microtubule-binding protein in Trypanosoma brucei. PLoS Pathogens. 13 (11), e1006710 (2017).
  27. Cross, G. A. M., Klein, R. A., Linstead, D. J. Utilization of amino acids by Trypanosoma brucei in culture: L-threonine as a precursor for acetate. Parasitology. 71 (2), 311-326 (1975).
  28. Bringaud, F., Rivière, L., Coustou, V. Energy metabolism of trypanosomatids: adaptation to available carbon sources. Molecular and Biochemical Parasitology. 149 (1), 1-9 (2006).
  29. Mazet, M., et al. Revisiting the central metabolism of the bloodstream forms of Trypanosoma brucei: production of acetate in the mitochondrion is essential for the parasite viability. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (12), e2587 (2013).
  30. Coutton, C., et al. Mutations in CFAP43 and CFAP44 cause male infertility and flagellum defects in Trypanosoma and human. Nature Communications. 9 (1), 686 (2018).
  31. Cnops, J., Magez, S., De Trez, C. Escape mechanisms of African trypanosomes: Why trypanosomosis is keeping us awake. Parasitology. 142 (3), 417-427 (2015).
  32. Barrett, M. P., et al. Microfluidics-Based Approaches to the Isolation of African Trypanosomes. Pathogens. 6 (4), (2017).
  33. Taylor, A. E., Lanham, S. M., Williams, J. E. Influence of methods of preparation on the infectivity, agglutination, activity, and ultrastructure of bloodstream trypanosomes. Experimental Parasitology. 35 (2), 196-208 (1974).
  34. Gutteridge, W. E., Cover, B., Gaborak, M. Isolation of blood and intracellular forms of Trypanosoma cruzi from rats and other rodents and preliminary studies of their metabolism. Parasitology. 76 (2), 159-176 (1978).
  35. Cruz-Saavedra, L., et al. Purification of Trypanosoma cruzi metacyclic trypomastigotes by ion exchange chromatography in sepharose-DEAE, a novel methodology for host-pathogen interaction studies. Journal of Microbiological Methods. 142, 27-32 (2017).
  36. Lemesre, J. L., et al. Long-lasting protection against canine visceral leishmaniasis using the LiESAp-MDP vaccine in endemic areas of France: double-blind randomised efficacy field trial. Vaccine. 25 (21), 4223-4234 (2007).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Courtois, P., Nabos, P., Nzoumbou-Boko, R., Reix, C. E., Dauchy, F., Daulouede, S., Bringaud, F., Robinson, D. R., Vincendeau, P. Purification of Extracellular Trypanosomes, Including African, from Blood by Anion-Exchangers (Diethylaminoethyl-cellulose Columns). J. Vis. Exp. (146), e58415, doi:10.3791/58415 (2019).

View Video