Correlativo luz microscopia eletrônica de varredura (CLEM) para rastreamento e Imaging proteína Viral associado estruturas nas células Cryo-imobilizado
Summary
Um método de microscopia de elétron luz correlativo (CLEM) é aplicado às estruturas intracelulares induzida por vírus imagem através de microscopia eletrônica (EM) em células que são previamente selecionadas pela microscopia de luz (LM). LM e eme são combinados como uma abordagem de imagem híbrida para alcançar uma visão integrada das interações do vírus-anfitrião.
Abstract
Devido a sua alta resolução, microscopia de elétron (EM) é uma ferramenta indispensável para virologistas. No entanto, uma das principais dificuldades ao analisar as células infectadas por vírus ou transfectadas através EM são a baixa eficiência de infecção ou de transfeccao, dificultando o exame dessas células. Para superar esta dificuldade, microscopia de luz (LM) pode ser realizada primeiramente para alocar a subpopulação de células transfectadas ou infectadas. Assim, aproveitando-se do uso de proteínas fluorescentes (FPs) fundiu a proteínas virais, LM é usado aqui para gravar as posições das células “positivo-transfectadas”, expressando uma FP e crescendo num suporte com um alfanumérico padrão. Posteriormente, as células são transformadas posteriormente para EM através de pressão alta (HPF) de congelamento, congelar a substituição (FS) e a incorporação de resina. A etapa de congela ultra-rápida garante preservação excelente da membrana das células selecionadas que pode ser analisado a nível ultraestrutural por microscopia eletrônica de transmissão (TEM). Aqui, é fornecido um fluxo de trabalho passo a passo correlativo luz microscopia de elétron (CLEM), descrevendo a preparação da amostra, imagiologia e correlação em detalhe. O delineamento experimental também pode ser aplicado para resolver muitas questões de biologia celular.
Introduction
A ideia de combinar duas modalidades de microscopia para obter uma melhor imagem de um processo biológico específico é muito antiga. Assim, o primeiro estudo sobre vírus usando “microscopia correlativa” foi publicado em 1960 como duas publicações separadas1,2. Nesse estudo, os autores analisaram as alterações na morfologia do núcleo induzido por adenovírus, por meio de duas técnicas de microscopia. Na primeira publicação, observações de microscopia de elétron (EM) descrevendo os detalhes morfológicos associados com infecção por adenovírus foram relatados1. Em uma segunda publicação, as diferentes estruturas observadas por EM foram correlacionadas com imagens de microscopia de luz (LM) de padrões de coloração histoquímicos, para definir a natureza das estruturas anteriormente observado por EM2.
Nesses primeiros estudos, no entanto, as suas observações foram realizadas usando diferentes células infectadas preparadas como experimentos independentes. A “correlação”, na verdade, era como a combinação de informações provenientes de duas modalidades de imagem para compreender um determinado fenômeno, comparando todos os resultados que foram obtidos com ensaios diferentes a fim de compreender um dado biológico processo.
Hoje em dia, a termo correlativo a microscopia, também conhecido como correlativo luz e microscopia eletrônica de varredura (CLEM), é aplicada a um número crescente de métodos (revisto em referências3,4,5), com as características comuns que ambas as técnicas de imagem (LM e eme) são realizadas na mesma amostra. A combinação de ambos os métodos resulta, desse modo, em uma análise multimodal, multi-escala e multi-dimensional de que amostra3. As vantagens são que a LM pode fornecer uma visão ampla de muitas células diferentes, permitindo a identificação de subpopulações de células expressando uma proteína ou as proteínas de interesse dentro de uma população celular heterogênea. EM supera o limite de resolução de LM, proporcionando uma maior resolução de imagem de um determinado evento intracelular. Além disso, EM permite a visualização do contexto não-fluorescente subcellular, incluindo todas as organelas de membrana acoplada, grandes complexos macromoleculares (por exemplo, ribossomos, centríolos, etc) e elementos do citoesqueleto, desse modo fornecendo informações espaciais adicionais, o chamado “espaço de referência”6e dando o contexto para o spot fluorescente detectado pelo LM.
Durante os últimos anos, CLEM tornou-se uma ferramenta poderosa, não só para a célula biólogos5, mas também para virologistas (revistas em referência7) dispostos a entender as interações vírus-célula complexas que levam a uma propagação de vírus de sucesso. Assim, compreender como vírus modificam as membranas celulares e organelas para benefício próprio é essencial para desenvolver medicamentos antivirais para erradicar o vírus patogénicos.
Aqui, um método de CLEM é descrito que permite a detecção por LM de celulas que expressam proteínas virais fundidas a uma proteína fluorescente (FP). Estas células são posteriormente cryo-imobilizado e mais preparado para análise ultraestrutural através de microscopia eletrônica de transmissão (TEM) para ganhar novos insights sobre como a expressão destas proteínas rearranjar as membranas intracelulares (Figura 1). CLEM tem sido realizado com células quimicamente fixas na maioria dos estudos de virologia publicadas a data8,9,10,11,12,13,14 ,15,16,17,18,19. Isto é principalmente devido à necessidade de inactivar material infeccioso por razões de segurança biológica em nível de biossegurança-2 e -3 laboratórios (BSL-2 e BSL-3), onde crio-imobilização de células geralmente não é possível. Para aquelas perguntas que exigem uma óptima preservação das membranas celulares, vitrificação através de alta pressão a frio (HPF) é, no entanto, altamente recomendada20. Nesses casos, o protocolo de CLEM descrito aqui pode ser aplicado. Curiosamente, especialmente quando se trabalha com amostras infecciosas, HPF pode ser realizada em amostras que foram anteriormente quimicamente inativadas, por exemplo em laboratórios BSL-2 e BSL-3. A combinação de fixação química, seguida por HPF é uma possibilidade para lucrar pelo menos parcialmente, com as vantagens de crio-preservação métodos21,22.
Figura 1 : Representação esquemática do fluxo de trabalho para a análise das células através de CLEM. As células crescem em discos safira estampados primeiro são analisadas por LM para localizar células expressando FPs antes da sua transformação para EM. Uma vez localizado, as células são imediatamente fixadas pelo HPF e FS para posteriormente ser incorporado em resina. Após a polimerização da resina, o suporte onde células estavam crescendo (= discos safira) deve ser retirado do bloco de resina. O bloco contendo as células incorporadas é cortado para um pequeno trapézio do qual as células restantes, expressando FPs, são seccionadas com uma faca de diamante. Seções ultra-finas são recolhidas em grades de slot e analisadas pela TEM para obter informação ultraestrutural dessas células. Esta figura é adaptada e modificada com autorização de referência29. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Protocol
Representative Results
Discussion
A metodologia de CLEM apresentada aqui para estudar o impacto de uma expressão de proteínas virais na membrana celular tem sido usada com sucesso antes elucidar o VHC associada a replicação de estruturas, principalmente membrana dupla vesículas (DMVs)21, bem como para Determine os blocos de construção críticos necessários para formar essas estruturas induzida pelo HCV23. Observe que, no nosso primeiro trabalho usando CLEM para estudo de replicação do HCV21, aplicou-se uma versão ligeiramente modificada do protocolo descrito aqui. Nesse estudo, grossa e safira discos convencionais de 0,05 mm, sem alfanumérico padrão, foram utilizadas, em que um padrão de referência foi criado por carbono, revestindo-os com uma grade de localizador no topo (ver Tabela de materiais). Esta versão do protocolo atual pode ser eventualmente aplicada, com a vantagem de que a “A” transportadora para HPF pode ser usada diretamente, sem a necessidade de cortá-la como na Figura 3. Alternativamente, como mencionado no protocolo, um mais grosso “Por” portador pode ser utilizado (ver Tabela de materiais) com discos safira estampados, sem a necessidade de uma operadora “B”.
Curiosamente, este protocolo pode ser aplicado não só para estudar amostras de BSL-1, tais como células transfectadas com proteínas virais como descrito aqui e alhures19,23, mas também para estudar células infectadas por vírus. Apesar de trabalhar com patógenos humanos é geralmente restrito aos laboratórios BSL-2 e BSL-3, em alguns países é ainda possível realizar cryo-imobilização nestas condições de biossegurança. Nessas BSL-2 e BSL-3 laboratórios onde vitrificação não é possível, devido os regulamentos locais ou a ausência de uma máquina de HPF, células infectadas por vírus podem ser ainda preparadas usando este método se fixação química com aldeídos é efectuada antecipadamente, ou seja, antes deixando as instalações BSL-2 ou BSL-3. Além disso, aldeídos precisam ser saciada imediatamente após a fixação, para manter a fluorescência, enquanto o resto do protocolo é idêntico ao descrito aqui. Esta técnica pode ser considerada redundante porque as células são fixadas duas vezes, quimicamente e através de vitrificação. No entanto, este protocolo duplo fixação leva realmente a uma preservação muito melhor das DMVs induzida pelo VHC em comparação com as DMVs encontradas nas células submetidas a fixação química sozinho21.
Para maiores modificações e solução de problemas o leitor são referidos as notas em toda a parte do protocolo deste manuscrito. Estas notas descrevem armadilhas a evitar, bem como alternativas para superar dificuldades putativos que possam surgir ao realizar este método.
O principal requisito para a aplicação desta técnica é uma máquina de HPF. Quando crio-imobilizando as células através de HPF não é viável (devido à ausência de uma máquina de HPF) ou não é necessário (quando a preservação da membrana não precisa ser o ideal), as células podem ser quimicamente fixa e posteriormente preparado e analisado por EM8, 9,10,11,12,13,14,15,16,17,18 ,19. Esta opção não requer o uso de discos safira, mas pratos de cultura celular com padrões em grade para relocação de células ou aglomerados de células. A principal vantagem da utilização desses pratos é seu maior diâmetro em comparação com discos safira, permitindo a seleção de áreas de superfície maiores. Assim, a aplicação do presente protocolo CLEM tem foi aplicada com sucesso para estudar o efeito de um composto de antiviral contra o HCV15 ou visualizar os rearranjos de membrana induzidos por proteínas não-estruturais de norovírus19. Outra questão que pode limitar o desempenho deste método é a ausência de um dispositivo comercial de FS. Neste caso, sistemas básicos de FS caseiros podem ser utilizados em vez disso. Apesar de dispositivos automáticos de FS podem reduzir a manipulação de percalços, dispositivos caseiros são usados com sucesso por exemplo no30 de Kent McDonald e laboratórios de Paul Walther.
No que diz respeito a fixação química, o protocolo descrito aqui garante uma óptima preservação das estruturas intracelulares20. Portanto, no caso dos dispositivos acima mencionados, HPF e FS disponíveis, vitrificante as células de interesse seria preferido.
Alternativas futuras para esta abordagem de CLEM incluem a possibilidade de utilizar este método não só para adquirir informações 2D ao nível ultraestrutural, mas também para ganhar 3D informações sobre a arquitetura de membrana e organela alterações causadas por vírus. Os métodos EM 3D-, incluindo tomografia de elétrons (ET) e microscopia eletrônica varredura de feixe de íon focalizado (FIB-SEM) (extensivamente descrito em29), poderiam ser também aplicados às células que foram preparadas seguindo este protocolo atual21, 31. Além disso, 3D poderiam ser igualmente obtidas informações a nível de LM, quando usando um microscópio confocal, que permite a aquisição de z-pilhas. Na verdade, esta opção é altamente recomendada quando uma correlação precisa entre LM e EM conjuntos de dados desejada (veja por exemplo17). As informações incluídas na aids z-pilhas 3D para melhorar a correlação com as imagens 2D de temperatura. Assim, em tal cenário, a melhor montagem LM e EM imagens pode ser seleccionada e em seguida submetida a um dos softwares disponíveis, como o plugin CE-CLEM do gelado (http://icy.bioimageanalysis.org/)32 ou o plugin de Marco as correspondências de correlação Imagem J (http://imagej.net/Landmark_Correspondences), resultando na geração de sobreposição de imagens LM-EM.
Quando são necessárias informações temporais para entender a cinética de um determinado evento, imagem de lapso de tempo pode ser usada para monitorar a dinâmica das células vivas, em combinação com EM. Durante o evento de interesse, as células são fixadas imediatamente, gerando um instantâneo”congelado” que pode ser posteriormente analisado através EM, fornecendo informações ultraestrutural detalhadas sobre aquele momento particular no momento da imobilização. Para obter esse “congelado instantâneo”, após a observação em tempo real, as células podem ser quimicamente fixos33 ou cryo-imobilizado6. Como muitos processos celulares ocorrem mais rapidamente do que os processos de difusão de fixação química, se possível, congelação ultra rápida deve ser executada. No entanto, é importante ter em conta que as máquinas HPF diferem em seu tempo eficaz resolução34.
Além disso, embora este protocolo foi projetado para a incorporação de células em uma resina epóxi, células podem ser incorporadas também em resinas de baixa viscosidade, tais como Lowicryls, LR ouro branco ou LR. A utilização destes meios de incorporação permite preservar a antigenicidade35,36, bem como a fluorescência37,38 e, portanto, são utilizados principalmente para pós-incorporação na seção immunolabeling39 , 40 e na seção CLEM41,42,,43,44, onde a LM é feito após a incorporação. Ambas as abordagens (imuno-EM e na seção de CLEM) devem ser cruciais para os experimentos em que estruturas não-característica podem ser facilmente encontradas através de temperatura e/ou como um controle contra miscorrelation entre LM e EM sinais. Da mesma forma, etiquetando com anticorpos que podem ser visualizados por ambas as modalidades de imagem (LM e eme) pode ser realizado45 para, por exemplo, identificar células transfectadas em LM (pré-incorporação de palco) e alcançar uma localização muito mais precisa do Sinal de GFP via sua rotulagem específica por imuno-EM (fase pós-incorporação). Deve ser levado em conta, no entanto, esse permeabilização seja efectuada antes do LM para permitir o acesso dos anticorpos para o espaço intracelular, o que pode resultar em uma sub-óptima preservação da arquitetura celular a nível EM. Curiosamente, este protocolo também é bem adequado para multi cor de experiências que podem ser obtidos com o uso de outras marcas fluorescentes, além de GFP (como mostrado aqui). Em conclusão, há muitas possibilidades putativos de adaptar este protocolo, tanto sobre o LM e/ou dos lados do EM, dependendo as perguntas que estão sendo abordadas. Para obter uma descrição abrangente dos outros protocolos alternativos, o leitor é referido5,46. Independentemente de como as modalidades de microscopia são combinadas, juntos o resultado é um ganho de informações, permitindo-na compreender melhor como os vírus e suas proteínas interagem com seus anfitriões na vida real.
O passo mais crítico dentro deste método é a coleção de seções seriais das células de interesse. Como destacado na seção resultados representativos, isto requer pessoal especializado, bem como muita paciência. Importante, esta etapa é essencial para encontrar as células volta ao nível EM por duas razões. Em primeiro lugar, neste tipo de protocolo de CLEM usando pré-incorporação LM, as coordenadas são somente visíveis a nível de LM e na face do bloco de resina após a incorporação. No entanto, eles não serão visíveis nas seções pela TEM. Portanto, aparando alvejado na face do bloco para baixo para as regiões de interesse (ROIs) deve ser realizado cuidadosamente com uma lâmina de barbear para garantir que as seções que são posteriormente obtidas contêm as células expressando um determinado FP. Em segundo lugar, “digitalização” várias seções é necessário encontrar a melhor sobreposição entre a LM e as aquisições EM. Em contraste com os métodos onde LM é realizada na fase pós-incorporação, neste caso a sobreposição EM LM-não é tão precisa. A precisão baixa sobreposição é devido a diferenças na resolução axial entre LM e EM, encolhimento durante o processamento da amostra de travessão e compressão durante o corte de42. No entanto, métodos eficientes de rastreamento, tais como o uso de Marcos, ajudam a encontrar as células de volta. Isso inclui a posição de uma célula para outra, bem como a forma das células e seu núcleo. A este respeito, conforme explicado no protocolo, o DIC imagens fornecem informações “anatômicos” das células que são críticos para melhorar a correlação. Alternativamente, os núcleos ou outros organelos celulares bem reconhecível (tais como mitocôndrias ou lipídicos gotículas) podem ser manchadas antes LM e usados como pontos de referência.
Finalmente, é digno de nota para mencionar que, embora este manuscrito é focado sobre a utilização desta técnica para estudos de virologia, o escopo deste projeto experimental pode ser expandido para abordar questões biológicas mais gerais.
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nós somos muito gratos aos membros do pessoal da microscopia eletrônica núcleo instalações (FECOM) no EMBL (Heidelberg) e na Universidade de Heidelberg. Também gostaríamos de agradecer a Ulrike Herian, Stephanie Kallis e Andrea Hellwig (Universidade de Heidelberg), bem como Eberhardt Schmidt e Renate Kunz (Universidade de Ulm) para assistência técnica especializada. Trabalho de R.B. e sua equipe (transacciona e R.I.-b) foi apoiado pela Deutsche Forschungsgemeinschaft, SFB1129, TRR83, TP13 e TP11.
Materials
| UV Crosslinker | Stratagene | 400072 | Stratalinker 1800, 230Vac, equipped with 254-nm UV light bulbs, 8-watts/each. |
| Patterned sapphire discs | Engineering Office M. Wohlwend, Sennwald, Switzerland | 627 | They have a 0.3-mm diameter and are 0.16-mm thick, as well as an an etched alphanumeric pattern to allow for re-location of the cells. They can be only ordered per e-mail: martin-wohlwend@bluewin.ch. |
| Slim and long tweezers | Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA | 72919-SS | "Style SS", for handling sapphire discs. |
| Cell culture medium | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 41965-062 | Dulbecco's modified Eagle medium (DMEM) supplemented with 2 mM L-glutamine, nonessential amino acids, 100 units penicillin per ml, 100 µg streptomycin per ml and 10% fetal calf serum (DMEM complete, see below). Package containing 10 bottles, 500 ml/each. |
| L-glutamine | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 25030-123 | Package containing 20 bottles of 100 ml/each. |
| Nonessential amino acids | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 11140-068 | Package containing 20 bottles of 100 ml/each. |
| Penicillin/Streptomycin | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 15140-163 | Package containing 20 bottles of 100 ml/each. |
| Fetal calf serum | Sigma Aldrich, St. Louis, MI, USA | F7524 | Bottle of 50 ml. |
| Inverted microscope | Olympus Deutschland, Hamburg, Germany | CKX41 | It is an inverted microscope with trinocular head options and fluorescence upgrade capability. |
| Huh7-Lunet cells stably expressing the T7 RNA-polymerase | Avaliable at Prof. Dr. Ralf Bartenschlager laboratory | Not available | Contact Prof. Bartenschlager at: ralf.bartenschlager@med.uni-heidelberg.de. |
| Mirus TransIT-LT1 Transfection Reagent | Mirus Bio LLC, Madison, USA | MIR 2304 | Broad spectrum, low toxicity, DNA transfection reagent. Vial of 0.4 ml. |
| Inverted widefield fluorescence microscope | Carl Zeiss Microscopy GmbH, Germany | Zeiss Observer.Z1 | Inverted fluorescence microscope for experiments involving living cell cultures. |
| 1-hexadecene | Merck, Darmstadt, Germany | 8220640100 | Bottle of 100 ml. |
| "A" aluminium holders for high pressure frezing (HPF) | Engineering Office M. Wohlwend, Sennwald, Switzerland | 241 | This is the holder that has been used for this protocol and has 2 different depths of 0.1 and 0.2-mm. It can be only ordered per e-mail: martin-wohlwend@bluewin.ch. |
| "B" aluminium holders for HPF | Engineering Office M. Wohlwend, Sennwald, Switzerland | 242 | This is the holder that has been used for this protocol.It is 0.3-mm thick.They can be only ordered per e-mail: martin-wohlwend@bluewin.ch. |
| "A" aluminium holder for HPF (special for working with patterned sapphire discs) | Engineering Office M. Wohlwend, Sennwald, Switzerland | 737 | This is the holder than can be used alone with the patterned sapphire disc (as an alternative to the current protocol), without the need of a "B" holder or the edition of the "A" holder. It is 0.84-mm thick. It can be only ordered per e-mail: martin-wohlwend@bluewin.ch. |
| Sapphire discs | Engineering Office M. Wohlwend, Sennwald, Switzerland | 405 | These sapphires discs are the "conventional" one, with a 0.3-mm diameter and a thickness of 0.05 mm . They can be also used for CLEM as an alternative instead of patterned sapphire discs. |
| Finder grids | Electron Microscopy Sciences, Hatfield, Philadelphia, USA | LF135-Cu | These 135 mesh grids are used to create an alphanumeric pattern on "conventional" sapphire discs (described above) via carbon coating, so that they can be used for CLEM. 100 grids/vial. |
| HPF machine | ABRA Fluid AG, Widnau, Switzerland | HPM 01 | This HPF machine has been used for this protocol. |
| HPF machine | Leica Microsystems, Vienna, Austria | EMPACT 2 | "EMPACT 2", as an alternative to the use of the HPM machine that it has been used in this protocol (described above). |
| Cryo-tubes | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | Z763667-500EA | For long term-storage of cryo-immobilized samples in liquid nitrogen. Package containing 500 cryovials. |
| Liquid nitrogen dewar | Cole-Parmer GmbH, Wertheim, Germany | GZ-05094-60 | For long term-storage of cryo-immobilized samples in liquid nitrogen, equipped with cryo-racks with a capacity of 1600 cryo-tubes. |
| Automatic freeze substitution (AFS) machine | Leica Microsystems, Vienna, Austria | EM AFS2 | This machine performs freeze substitution and progressive lowering of temperature (PLT) techniques and allows low temperature embedding and polymerization of resins. |
| Osmium tetroxide (OsO4) | Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA | 19150 | 4% aqueous solution, one box containing 10 x 2 ml ampules. |
| Uranyl-Acetate (UA) | Serva, Heidelberg, Germany | 77879.01 | Bottle containing 25 grs of (UA)-2 H2O. |
| Sonicator | Bandelin Electronic, Berlin, Germany | 329 | "Sonorex Super RK 31" is a high-power ultrasonic cleaning bath for aqueous cleaning solution that is used in this protocol to mix OsO4 and Ua when preparing the FS medium. |
| Glass-distilled acetone | Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA | 10015 | Bottle of 100 ml. |
| Stereomicroscope | Leica Microsystems, Vienna, Austria | Leica M80 | Routine stereomicroscope for daily inspections, equipped with a camera for capturing images. |
| Epoxy resin | Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA | 14120 | Embed 812 is a kit containing several components that must be mix together in the proportions given by the manufacturers. |
| Flow through rings | Leica Microsystems, Vienna, Austria | 16707157 | Package containing 100 pieces. |
| Reagent baths | Leica Microsystems, Vienna, Austria | 16707154 | Package containing 100 pieces. |
| Ultramicrotome | Leica Microsystems, Vienna, Austria | Leica EM UC7 | Ultramicrotome for preparation of semi- and ultrathin sections at room temperature. |
| Ultra 35° diamond knife | Diatome Ltd., Nidau Switzerland |
AGG339-735 | This knife have an edge length of 3 mm. |
| Ultra fine tweezers | Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA | E78318 | "Style 3X", for handling EM grids. |
| EM slot grids | Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA | G2010-Cu | 100 grids/vial. |
| EM grid storage box | Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA, USA | 71155 | It has capacity for 100 grids. |
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