Summary

מד המתח צג (SGM) עבור רציפה שסתום Gape מידות ביואלו רכיכות בתגובה מיחזור מעבדה המושרה והולכת היפוקסיה ו- pH

Published: August 01, 2018
doi:

Summary

הבנת את תגובות התנהגותיות של השעיה של ביואלו-מזיני משתנים סביבתיים, כגון חמצן מומס, יכול להסביר כמה תהליכים במערכת האקולוגית. פיתחנו צג מד מתח זול, מבוססי המעבדה, (SGM) כדי למדוד את התגובות gape שסתום של צדפות, Crassostrea virginica, כדי רכיבה והולכת היפוקסיה ו- pH מחזורית.

Abstract

צג gape שסתום זולה, מבוססי המעבדה, מד מתח (SGM) פותחה כדי לפקח על אופן הפעולה של שסתום gape של רכיכות של ביואלו בתגובה היפוקסיה רכיבה והולכת. גשר ויטסטון היה מחובר מאבחנים המתח חוברו המעטפת של צדפות (Crassostrea virginica). האותות מוקלטות המותר עבור פתיחת וסגירת של צדפות שיירשמו ברציפות במשך יומיים תקופות המושרה בניסוי רכיבה והולכת והתקפת רכיבה והולכת שינויים ב- pH. כאן, אנו מתארים פרוטוקול לפיתוח צג מד מתח זול, לתאר, בניסוי מעבדה דוגמה, איך השתמשנו בו כדי למדוד את התנהגות gape שסתום במזרח צדפות (virginica ג), בתגובה על אופניים והולכת היפוקסיה ו שינויים מחזוריים ב- pH. שסתום gape נמדדה על צדפות נתון מחזורית חמורות מחוסר חמצן (0.6 מ ג/ליטר) מומס תנאים חמצן עם או בלי שינויים מחזוריים pH, מחזורי מתון ובשפתיים (1.7 מ ג/ליטר) התנאים ותנאי normoxic (7.3 mg/L). נדגים כי כאשר צדפות מפגש מחזורים והולכת חוזרות ונשנות, הם במהירות מקליפתם בתגובה היפוקסיה חמורה ולהסגר עם פער-זמן כדי היפוקסיה מתונה. כאשר normoxia משוחזר, הם במהירות לפתוח שוב. צדפות לא הגיב בתנאי pH מחזורית יונחו על והולכת על אופניים היפוקסיה חמורה. -תנאים חמצן מופחתת, יותר משליש הצדפות סגור בו זמנית. נדגים צדפות להגיב רכיבה והולכת היפוקסיה, אשר יש לקחת בחשבון בעת הערכת ההתנהגות של צדפות כדי התפרקה חמצן. השסתום SGM יכול לשמש כדי להעריך את התגובות של רכיכות של ביואלו שינויים חמצן מומס או מזהמים. מאבחנים המתח gape שסתום של מי הים איטום טכניקות כדי חותם טוב יותר צריך שיפור נוסף כדי להגדיל את תוחלת החיים של החיישנים.

Introduction

היפוקסיה, קרי, התפרקה ריכוז חמצן [] מספיק נמוך כדי להשפיע לרעה ביולוגית, תהליכים אקולוגיים אבל לעתים קרובות באופן פונקציונלי מוגדרת כ [עושה] של < 2 mg / L1ו אנוקסיה (פונקציונלית מוגדרת גם [עושה] של 0.0-0.2 mg/L) מתרחשות בתדירות גבוהה יותר, באופן חמור במים לאורך החוף של העולם, שפכי נהרות,2,עמוק באוקיינוס3 , הם לעיתים קרובות הכבידו על ידי הגדלת אאוטריפיקציה4,5. עם מידה אריאל גדל והולך של היפוקסיה ו אנוקסיה, macrofauna אינם מושפעים לרעה ולאבד בית גידול בהיקף ובאיכות בית גידול. שינוי האקלים הוא חזה להחמיר אנוקסיה והתקפת6.

שפכי נהרות מרובדת, מזין מועשר רבות כגון ארצות הברית, מפרץ צ’ספיק, היפוקסיה עונתיות מתמיד תתגלה, יכול להתרחש שנה אחרי שנה2. בנוסף, והולכת-רכיבה על אופניים של היפוקסיה תכופים, שפכי נהרות כמו מפרץ צ’ספיק ובמקומות אחרים, מתרחשת מאוחר במהלך הלילה או בשעות הבוקר המוקדמות ב-7,הקיץ8.

רוב המחקרים התמקדו על ההשפעה של חשיפה מתמשכת של אורגניזמים נמוך [עושה] ועל הסובלנות שלהם אנוקסיה והתקפת9,10,11,12,13,14 . יתר על כן, מחקרים יש הביט משמרת בקנה מידה גדול בהרכב המינים הפצות, abundances ו מינים בתגובה המורחבת נמוך [עושה]4,15. לעיתים קרובות מינים רגישים מאוד נמוך [?], מתים בגושים,16 הסטה המינים הנותרים פאונה צעיר, קטן-מימדים, קצרת ימים כמו, לדוגמה, נמצאו על המערכת האקולוגית לואיזיאנה-טקסס מדף4.

שינויים התנהגותיים לפניהן בדרך כלל הקהילה התמוטטות17 , מחקרים דיווחו על תגובות התנהגותיות של האורגניזמים המורחבת נמוך [עושה]4,16,17,18,19 ,20,21,22,23,24,25. מחקרים אלו, עם זאת, לא להתמקד על התגובות של אורגניזמים רכיבה והולכת חשיפות של היפוקסיה, אופי המשתנות [עושה] זמינות בשפכי נהרות.

רכיבה והולכת היפוקסיה, שפכי נהרות רדודים קיבל מודעות גוברת והולכת כמו לימודי לפקח [עושה] יותר לעתים קרובות במהלך ימים עם sondes שפכי נהרות16,26. המים יכולים להישאר ובשפתיים שעות בסוף הלילה או בשעות הבוקר המוקדמות בקיץ כאשר אין פוטוסינתזה ביצירת חמצן במהלך הלילה אבל הצורכים חמצן גבוהה נשימה אירובית7,16. גם נמצא כי הגאות והשפל מושפעים והולכת של רכיבה על אופניים מהתנאים לעשות נמוך עם הכי קיצוני קיצון נצפו כאשר הגאות והשפל נמוך בד בבד עם סוף הלילה27. רק לאחר מספר שעות של היפוקסיה [עושה] לחזור. normoxia7,16,28 במחזור יומי.

כדי לקבוע את התגובה ההתנהגותית של virginica ג רכיבה והולכת היפוקסיה ו- pH לנו פיקוח על פתיחת וסגירת המסתמים של צדפות נחשפים מעבדה המושרה והולכת אופניים של [עושה] ו מחזורית pH. חיוך התגובות של צדפות שימשו לגלות בתנאי סביבה קיצוניים. שסתום סגר של צדפות בתגובה מזהמים29,30,31, אצות רעילות32,33,34, זיהום תרמי35,36 , 37,38,39,40מאכיל המשטר39,41,37,emersion42, photoperiod43 להקטין את כמות המזון , 44,45,pH46, ו pH משולבת, חמצן מומס47 נמדדו. טכניקות gape, לדוגמה, כללו תצפיות ישירות48,49,13, מדידות רציף באמצעות מתגים ריד, מגנטים (צג Dreissena)50, או סיבים אופטיים חיישנים 51 דורשים מים צלולים. בנוסף, מגנט, שדה מגנטי חיישנים הול כוח שימשו ללמוד מאסל gape זווית52,53,54,55, ומערכת השראה אלקטרומגנטית בתדירות גבוהה כי ניתן למדוד המרחק בדרגות שונות בין שני סלילים חשמליים המודבקות על השסתומים כבר בשימוש56,57,58,59. מקור מתח גבוה נדרש עבור מערכת השראה אלקטרומגנטית, כוח חייב להימסר לשני הצדדים מעטפת52. מערכת זו היא גם זמינים מסחרית כמו “MOSSELMONITOR” (http://mosselmonitor.nl/).

על תקציב הדוק מחקר, אנחנו נבנה צג מד מתח זול (SGM) למדוד באופן רציף את הצדפה gape מעל והולכת הנוצרות על-ידי מעבדה רכיבה על אופניים של [עושה] ו- pH, תחת תנאי ראות נמוכה. המערכת שלנו הוא גם הרבה יותר. מערכות מתחרות, המאפשר חיות רבות להיות מעקב במהלך ניסוי פשוט. אנחנו רוצים לקבוע את תגובות התנהגותיות של virginica ג והולכת רכיבה על אופניים חמור ([] = 0.6 מ ג/ליטר) היפוקסיה עם שליטה pH (pH = 7.8) ו- pH אופניים (pH = 7.8-7.0), בהתאמה, gape התגובות מתון ([] = 1.7 מ ג/ליטר) היפוקסיה. יתר על כן, רצינו לקבוע אם צדפות מסוגלים להגיב במהירות לשינויים [] מעל והולכת אופניים, איך הם מגיבים normoxia יחזור לאחר אירוע ובשפתיים. אולי צדפות המותאמים בצורה אופטימלית לסביבת המשתנות במהירות המצויה שפכי נהרות רבים16,27 איפה הם גרים. בעוד צגים gape שסתום מורכבים יותר זמינים, SGM מציעה טכניקה זולה המאפשר מדידות רציפה של שסתום gape במים גם בתנאי ראות נמוכה.

Figure 1
איור 1גשר ויטסטון עבור המנגנון gape שסתום. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.

חיישנים מד המתח המשמש לניטור של ביואלו gape הם סרטים resistive בדפוס בפיתול על פוליאימיד גיבוי. כמויות קטנות של זן לווסת את ההתנגדות של החיישן. ביואלו הגמשת gage את המתח כאשר זה בולט החוצה גרימת שינוי ההתנגדות של החיישן. אנחנו מועסקים גשר ויטסטון nulling, מאוזן, לכל ערוץ של ביואלו כמוצג באיור 1 כדי למדוד את השינוי בהתנגדות החיישן. גשר ויטסטון nulled מאת נגד משתנה ומאפשר רווח גבוהה למדי להיות מועסק על ידי אוגר נתונים. גשר ויטסטון הוא שיטה סטנדרטית למדידת במדויק על התנגדות לא ידוע באמצעות יחס של התנגדות ידוע סטנדרטי, מודד. ההיסטוריה של טכניקה זו הישנה מאוד הנדונה Ekelof (2001)60. אנחנו השתלב 12 ערוצים, כל אחד עם גשר ויטסטון משלו nulling נגד משתנה, יחידת מד המתח צג (SGM).

Protocol

1. בניית גשר ויטסטון עבור המנגנון Gape שסתום הערה: מד המתח נומינלית 1000 Ω, אז כדי לאזן באופן מלא null הגשר, כל הרכיבים צריכים להיות 1000 Ω. כמו איור 1, נגדים 1 שני kΩ הלחמה של דיוק אחד לשני, ואז הנגד ~ 976 Ω, של 100 Ω 10 להפעיל נגד משתנה. הטווח מד המתח הטיפוסי הוא Ω כמה ממני ?…

Representative Results

צדפות חשופים ללא הפרעה normoxic estuarine מים (אין היפוקסיה במהלך שלב רמה נמוכה של מחזור יומי) היו פתוחות רוב הזמן ונסגר רק בקצרה לעתים רחוקות (איור 5). כאשר הם סגרו מגוונות אויסטר צדפות. דפוס זה גם נמצאה על-ידי Loosanoff ו- Nomejko 194644 ו 1980 היגינס39. ?…

Discussion

מחקרים טיפוסי פוקוס על הרציף, מורחב פרקי זמן של חמצן נמוכה תנאים ואת התגובה, לעיתים קרובות הנמדדת של ההישרדות, של בעלי חיים. אולם, כיום, הבנתנו תגובות התנהגותיות של חיות רכיבה והולכת היפוקסיה היא מינימלית63. לכן, מחקרים נוספים צריכים להתמקד אופן הפעולה של אורגניזמים בתגובה היפו…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנו מודים מלינדה Forseth על לקיחת תמונות של צדפות ומדידת שלהם רוחב gape ImageJ. אנו מודים דניס Breitburg לגישה באקווריום עם והולכת רכיבה על אופניים היפוקסיה ותנאי pH מחזורית. אנו מודים המרכז לחקר הסביבה הסמית’סוניאן, אדג’ווטר, מרילנד, על שטח של הניסויים. הניסויים היפוקסיה, במימון של לאומי אושיאניק ואת האטמוספירה המינהל – מרכז למענק במימון מחקר האוקיינוס החוף לא. NA10NOS4780138, הקרן Hunterdon הסמית’סוניאן כדי דניס Breitburg. השסתום gape מדידות במהלך היפוקסיה הניסויים היו ממומן על ידי מענק שיפור סגל על ידי וושינגטון לקולג. אלקה טי פורטר.

Materials

Campbell CR 10x data logger Campbell Scientific, Logan, Utah Or other data logger. At Campbell the CR 10X has been replaced with the CR 1000
Campbell CR 10x multiplexer Campbell Scientific, Logan, Utah Data logger needs to have space for 12 channels
Dsub connector male crimp pins TE Connectivity 205089-1 pins for gape sensor leads
PCA tape Micro Measurements Corp, NC To seal the strain gauge
Duro Quick Gel Ace Hardware Superglue
SG13/1000-LY43 or LY41 Omega Engineering Inc., Stanford, CT Strain gauges
32 AWG (7/40) teflon Alpha wires AlphaWire, Elizabeth, NJ 2840/7 Sensor cables, different colors are available
1/16" heat shrink tubing Qualtek B01A3QKKO6 To seal the leads of the sensor cable
Weller WES51 Analog Soldering Station Amazon Lots of soldering, need a good soldering iron. https://www.amazon.com/Weller-WES51-Analog-Soldering-Station/dp/B000BRC2XU/ref=sr_1_23?s=hi&ie=UTF8&qid=1505654295
&sr=1-23&keywords=soldering+iron
Rosin Soldering Flux Paste Amazon Needed for soldering
60-40 Tin Lead Rosin Core Solder Wire Amazon Needed for soldering
Aquarium sealant Home Depot Attach sensors to bivalve
PC Laptop Any old PC to run Campbell gape program
heat gun Amazon shrink shrink tubing
Drill Hardware store, Amazon for twisting wires to make sensor cables
AC to DC power module Acopian DB15-30 Wheatstone bridge power supply
Poteniometer Clarostat 733A Wheatsone bridge nulling
isolating BNC connector Sterren Electronics "200-148 Wheatstone bridge output for multimeter
Fused AC receptical panel module Adam technologies IEC-GS-1-200 Wheatstone bridge power supply connector
976 ohm 1% resistor Vishay Dale CMF50976R00FHEB Wheatstone bridge resistor
1 kohm 1% resistor Vishay Dale CMF501K0000FHEB Wheatstone bridge resistor
Potentiometer scale dial Kilo International 462 10 turn dial for nulling potentiometer
DB25 male panel connector TE connectivity 1757819-8 Data logger connector on Wheatstone bridge
DB25 female panel connector TE connectivity 1757819-8 Sensor connector to Wheatstone bridge
perforated circuit board Vector electronics 64P44WE circuit board for mounting of bridge components
enclosure Hammond Manufacturing 1444-29 Enclosure for sensor readout electronics

Referenzen

  1. Vaquer-Sunyer, R., Duarte, C. M. Thresholds of hypoxia for marine biodiversity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (40), 15452-15457 (2008).
  2. Diaz, R. J., Rosenberg, R. Spreading dead zones and consequences for marine ecosystems. Science. 321, 926-929 (2008).
  3. Levin, L. A., Breitburg, D. L. Linking coasts and seas to address ocean deoxygenation. Nature Climate Change. 5, 401-403 (2015).
  4. Diaz, R. J., Rosenberg, R. Marine benthic hypoxia: A review of its ecological effects and the behavioural responses of benthic macrofauna. Oceanography and Marine Biology: An annual Review. 33, 245-303 (1995).
  5. Patterson, H. K., Boettcher, A., Carmichael, R. H. Biomarkers of dissolved oxygen stress in oysters: a tool for restoration and management efforts. PLoS One. 9 (8), 104440 (2014).
  6. Altieri, A. H., Gedan, K. B. Climate change and dead zones. Global Change Biology. 21 (4), 1395-1406 (2015).
  7. Tyler, R. M., Brady, D. C., Targett, T. E. Temporal and spatial dynamics of diel-cycling hypoxia in estuarine tributaries. Estuaries and Coasts. 32 (1), 123-145 (2009).
  8. Breitburg, D. L., et al. Landscape-level variation in disease susceptibility related to shallow-water hypoxia. PLoS One. 10 (2), 0116223 (2015).
  9. Stickle, W. B., Kapper, M. A., Liu, L. -. L., Gnaiger, E., Wang, S. Y. Metabolic adaptations of several species of crustaceans and molluscs to hypoxia: toterance and microcalometric studies. Biological Bulletin. 177 (2), 303-312 (1989).
  10. Gamenick, I., Jahn, A., Vopel, K., Guiere, O. Hypoxia and sulphide as structuring factors in a macrozoobenthic community on the Baltic Sea shore: colonization studies and tolerance experiments. Marine Ecology Progress Series. , 73-85 (1996).
  11. Modig, H., Olafsson, E. Responses of Baltic benthic invertebrates to hypoxic events. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 229 (1), 133-148 (1998).
  12. Riedel, B., Zuschin, M., Stachowitsch, M. Tolerance of benthic macrofauna to hypoxia and anoxia in shallow coastal seas: a realistic scenario. Marine Ecology Progress Series. 458, 39-52 (2012).
  13. Lombardi, S. A., Harlan, N. P., Paynter, K. T. Survival, acid-base balance, and gaping responses of the Asian Oyster C. ariakensis and the Eastern Oyster C. virginica during clamped emersion and hypoxic immersion. Journal of Shellfish Research. 32 (2), 409-415 (2013).
  14. Jansson, A., Norkko, J., Dupont, S., Norkko, A. Growth and survival in a changing environment: Combined effects of moderate hypoxia and low pH on juvenile bivalve Macoma balthica. Journal of Sea Research. 102, 41-47 (2015).
  15. Gooday, A. J., et al. Faunal responses to oxygen gradients on the Pakistan margin: A comparison of foraminiferans, macrofauna and megafauna. Deep Sea Research Part II: Topical Studies in Oceanography. 56 (6-7), 488-502 (2009).
  16. Montagna, P. A., Ritter, C. Direct and indirect effects of hypoxia on benthos in Corpus Christi Bay, Texas, U.S.A. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 330 (1), 119-131 (2006).
  17. Villnas, A., Norkko, J., Lukkari, K., Hewitt, J., Norkko, A. Consequences of increasing hypoxic disturbance on benthic communities and ecosystem functioning. PLoS One. 7 (10), 44920 (2012).
  18. Breitburg, D. Effects of hypoxia, and the balance between hypoxia and enrichment on coastal fishes and fisheries. Estuaries. 25 (4), 767-781 (2002).
  19. Costantini, M., et al. Effect of hypoxia on habitat quality of striped bass (Morone saxatilis) in Chesapeake Bay. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 65 (5), 989-1002 (2008).
  20. Ludsin, S. A., et al. Hypoxia-avoidance by planktivorous fish in Chesapeake Bay: Implications for food web interactions and fish recruitment. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 381, 121-131 (2009).
  21. Zhang, H., et al. Hypoxia-driven changes in the behavior and spatial distribution of pelagic fish and mesozooplankton in the northern Gulf of Mexico. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 381, 80-91 (2009).
  22. Sparks, B. L., Strayer, D. L. Effects of low dissolved oxygen on juvenile Elliptio complanata (Bivalvia:Unionidae). Journal of the Norther American Benthological Society. 17, 129-134 (1998).
  23. Llanso, R. J. Effects of hypoxia on estuarine benthos: the lower Rappahannock River (Chesapeake Bay), a case study. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 35 (5), 491-515 (1992).
  24. Riedel, B., Zuschin, M., Haselmair, A., Stachowitsch, M. Oxygen depletion under glass: Behavioural responses of benthic macrofauna to induced anoxia in the Northern Adriatic. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 367 (1), 17-27 (2008).
  25. Riedel, B., et al. Effect of hypoxia and anoxia on invertebrate behaviour: Ecological perspectives from species to community level. Biogeosciences. 11 (6), 1491-1518 (2014).
  26. Breitburg, D. L. Near-shore hypoxia in the Chesapeake Bay: Patterns and relationships among physical factors. Estuarine Coastal and Shelf Science. 30, 593-609 (1990).
  27. Baumann, H., Wallace, R. B., Tagliaferri, T., Gobler, C. J. Large natural pH, CO2 and O2 fluctuations in a temperate tidal salt marsh on diel, seasonal, and interannual time scales. Estuaries and Coasts. 38, 220-231 (2015).
  28. Breitburg, D. L., et al. Landscape-level variation in disease susceptibility related to shallow-water hypoxia. PLoS One. 10 (2), 0116223 (2015).
  29. de Zwart, D., Kramer, J. M., Jenner, H. A. Practical experiences with the biological early warning system “mosselmonitor”. Environmental Toxicology and Water Quality. 10 (4), 237-247 (1995).
  30. Kadar, E., et al. Avoidance responses to aluminum in the freshwater bivalve Anodonta cygnea. Aquatic Toxicology. 55, 137-148 (2001).
  31. Soliman, M. F. M., El-Shenawy, N. S., Tadros, M. M., Abd El-Azeez, A. A. Impaired behavior and changes in some biochemical markers of bivalve (Ruditapes decussatus) due to zinc toxicity. Toxicological & Environmental Chemistry. 97 (5), 674-686 (2015).
  32. Shumway, S. E., Cucci, T. L. The effects of the toxic dinoflagellate Protogonyaulax tamarensis on the feeding and behaviour of bivalve molluscs. Aquatic Toxicology. 10, 9-27 (1987).
  33. Basti, L., et al. Effects of the toxic dinoflagellate Heterocapsa circularisquama on the valve movement behaviour of the Manila clam Ruditapes philippinarum. Aquaculture. 291 (1-2), 41-47 (2009).
  34. Tran, D., Haberkorn, H., Soudant, P., Ciret, P., Massabuau, J. -. C. Behavioral responses of Crassostrea gigas exposed to the harmful algae Alexandrium minutum. Aquaculture. 298 (3-4), 338-345 (2010).
  35. Shumway, S. E., Koehn, R. K. Oxygen consumption in the American oyster Crassostrea virginica. Marine Ecology Progress Series. 9, 59-68 (1982).
  36. Nicastro, K. R., Zardi, G. I., McQuaid, C. D., Pearson, G. A., Serrao, E. A. Love thy neighbour: group properties of gaping behaviour in mussel aggregations. PLoS One. 7 (10), (2012).
  37. Dowd, W. W., Somero, G. N. Behavior and survival of Mytilus. congeners following episodes of elevated body temperature in air and seawater. Journal of Experimental Biology. 216 (3), 502-514 (2013).
  38. Higgins, P. J. Effects of food availability on the valve movements and feeding behavior of juvenile Crassostrea virginica (Gmelin). I. Valve movements and periodic activity. Journal of Experimental and Experimental Marine Biology and Ecology. 45, 229-244 (1980).
  39. Riisgård, H. U., Lassen, J., Kittner, C. Valve-gape response times in mussels (Mytilus edulis)-Effects of laboratory preceding-feeding conditions and in situ tidally induced variation in phytoplankton biomass. Journal of Shellfish Research. 25, 901-911 (2006).
  40. Robson, A. A., De Leaniz, C. G., Wilson, R. P., Halsey, L. G. Behavioural adaptations of mussels to varying levels of food availability and predation risk. Journal of Molluscan Studies. 76, 348-353 (2010).
  41. Robson, A. A., de Leaniz, C. G., Wilson, R. P., Halsey, L. G. Effect of anthropogenic feeding regimes on activity rhythms of laboratory mussels exposed to natural light. Hydrobiologia. 655, 197-204 (2010).
  42. Nicastro, K. R., Zardi, G. I., McQuaid, C. D., Stephens, L., Radloff, S., Blatch, G. L. The role of gaping behaviour in habitat partitioning between coexisting intertidal mussels. BMC Ecology. 10, 17 (2010).
  43. Loosanoff, V. S., Nomejko, C. A. Feeding of oysters in relation to tidal stages and to periods of light and darkness. Biological Bulletin. 90 (3), 244-264 (1946).
  44. Comeau, L. A., Mayrand, E., Mallet, A. Winter quiescence and spring awakening of the Eastern oyster Crassostrea virginica at its northernmost distribution limit. Marine Biology. 159 (10), 2269-2279 (2012).
  45. Pynonnen, K. S., Huebner, J. Effects of episodic low pH exposure on the valve movements of the freshwater bivalve Anodonta cygnea L. Water Research. 29 (11), 2579-2582 (1995).
  46. Jakubowska, M., Normant-Saremba, M. The effect of CO2-induced seawater acidification on the behaviour and metabolic rate of the baltic clam Macoma balthica. Annales Zoologici Fennici. 52 (5-6), 353-367 (2015).
  47. Jakubowska, M., Normant, M. Metabolic rate and activity of blue mussel Mytilus edulis trossulus.under short-term exposure to carbon dioxide-induced water acidification and oxygen deficiency. Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 48 (1), 25-39 (2015).
  48. Newell, C. R., Wildish, D. J., MacDonald, B. A. The effects of velocity and seston concentration on the exhalent siphon area, valve gape and filtration rate of the mussel Mytilus edulis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 262, 91-111 (2001).
  49. Maire, O., Amouroux, J. -. M., Duchene, J. -. C., Gremare, A. Relationship between filtration activity and food availability in the Mediterranean mussel Mytilus galloprovincialis. Marine Biology. 152 (6), 1293-1307 (2007).
  50. Borcherding, J. Ten years of practical experience with the Dreissena-monitor, a biological early warning system for continuous water quality monitoring. Hydrobiologia. 556 (1), 417-426 (2006).
  51. Frank, D. M., Hamilton, J. F., Ward, E. E., Shumway, S. E. A fiber optic sensor for high resolution measurement and continuous monitoring of valve gape in bivalve molluscs. Journal of Shellfish Research. 26 (2), 575-580 (2007).
  52. Wilson, R., Reuter, P., Wahl, M. Muscling in on mussels: New insights into bivalve behaviour using vertebrate remote-sensing technology. Marine Biology. 147 (5), 1165-1172 (2005).
  53. Nagai, K., Honjo, T., Go, J., Yamashita, H., Seok Jin, O. Detecting the shellfish killer Heterocapsa circularisquama (Dinophyceae) by measuring bivalve valve activity with a Hall element sensor. Aquaculture. 255 (1-4), 395-401 (2006).
  54. Robson, A., Wilson, R., de Leaniz, C. G. Mussels flexing their muscles: a new method for quantifying bivalve behaviour. Marine Biology. 151 (3), 1195-1204 (2007).
  55. Robson, A. A., Thomas, G. R., de Leaniz, C. G., Wilson, R. P. Valve gape and exhalant pumping in bivalves: optimization of measurement. Aquatic Biology. 6 (1-3), 191-200 (2009).
  56. de Zwart, D., Kramer, J. M., Jenner, H. A. Practical experiences with the biological early warning system “mosselmonitor”. Environmental Toxicology and Water Quality. 10 (4), 237-247 (1995).
  57. Jou, L. -. J., Lin, S. -. C., Chen, B. -. C., Chen, W. -. Y., Liao, C. -. M. Synthesis and measurement of valve activities by an improved online clam-based behavioral monitoring system. Computers and Electronics in Agriculture. 90, 106-118 (2013).
  58. Barile, N. B., Scopa, M., Recchi, S., Nerone, E. Biomonitoring of coastal marine waters subject to anthropogenic use: development and application of the biosensor Mosselmonitor. Ovidius University Annals of Chemistry. 27 (2), 81-86 (2016).
  59. Ballesta-Artero, I., Witbaard, R., Carroll, M. L., van der Meer, J. Environmental factors regulating gaping activity of the bivalve Arctica islandica in Northern Norway. Marine Biology. 164 (5), 116 (2017).
  60. Ekelof, S. The genesis of the Wheatstone bridge. Engineering Science and Education Journal. 10, 37-40 (2001).
  61. Keppel, A. G., Breitburg, D. L., Wikfors, G. H., Burrell, R. B., Clark, V. M. Effects of co-varying diel-cycling hypoxia and pH on disease susceptibility in the eastern oyster Crassostrea virginica. Marine Ecology Progress Series. 538, 169-183 (2015).
  62. Burrell, R. B., Keppel, A. G., Clark, V. M., Breitburg, D. L. An automated monitoring and control system for flow-through co-cycling hypoxia and pH experiments. Limnology and Oceanography: Methods. 14, 168-185 (2015).
  63. Porter, E. T., Breitburg, D. L. Eastern oyster Crassostrea virginica, valve gape behavior under diel-cycling hypoxia. Marine Biology. 163 (218), (2016).
  64. Bergeron, C. M. . The impact of sediment resuspension on mercury cycling and the bioaccumulation of methylmercury into benthic and pelagic organisms. , (2005).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Porter, E. T., Porter, F. S. A Strain Gauge Monitor (SGM) for Continuous Valve Gape Measurements in Bivalve Molluscs in Response to Laboratory Induced Diel-cycling Hypoxia and pH. J. Vis. Exp. (138), e57404, doi:10.3791/57404 (2018).

View Video