Summary

Ensayos de flujo laminar para investigar el reclutamiento leucocitario en cultivos de células vasculares y las plaquetas adherentes

Published: April 09, 2018
doi:

Summary

Leucocitos con avidez interactúan con las células vasculares y las plaquetas después de lesión de pared del recipiente o durante la inflamación. Aquí, describimos un análisis sencillo basado en el flujo laminar para caracterizar los mecanismos moleculares que subyacen a las interacciones entre los leucocitos y sus socios celulares.

Abstract

El reclutamiento de los leucocitos sobre lesiones o inflamación a los sitios de lesión o daño tisular ha sido investigado durante las últimas décadas y se ha traducido en el concepto de la cascada de adhesión leucocitaria. Sin embargo, los mecanismos moleculares exactos involucrados en el reclutamiento leucocitario todavía no sido plenamente identificados. Puesto que el reclutamiento del leucocito sigue siendo un tema importante en el campo de la infección, la inflamación y la (auto) inmune investigación, presentamos un ensayo sencillo basado en el flujo laminar para estudiar los mecanismos subyacentes de la adherencia, la adherencia, y transmigración de leucocitos bajo regímenes de flujo venoso y arterial. El ensayo en vitro puede utilizarse para estudiar los mecanismos moleculares que subyacen a las interacciones entre los leucocitos y sus socios celulares en diferentes modelos de inflamación vascular. Este protocolo describe un ensayo de flujo laminar usando una cámara de flujo paralelo y un microscopio invertido de contraste de fase conectada a una cámara para estudiar las interacciones de los leucocitos y las células endoteliales o plaquetas, que pueden ser visualizadas y registradas entonces Análisis fuera de línea. Las células endoteliales, plaquetas y leucocitos pueden ser pretratados con inhibidores o anticuerpos para determinar el papel de moléculas específicas durante este proceso. Condiciones de esfuerzo cortante, tensión de esquileo es decir, arterial o venoso, pueden ser adaptadas fácilmente por la viscosidad y la velocidad de flujo de los líquidos perfundidos y la altura del canal.

Introduction

Sobre la lesión, inflamación o infección, leucocitos responden rápidamente al patógeno o daños asociada – molecular (PAMPs, humedades), cambiar a un estado activado y salir del torrente sanguíneo a sitios de inflamación y tejido de daños. La capacidad de interactuar con su entorno celular y molecular de los leucocitos es esencial para su correcto funcionamiento como las células inmunes, como resaltado por trastornos genéticos como de deficiencia de adhesión leucocitaria1. Adherencia del leucocito ha sido objeto de intensa investigación durante las últimas décadas y esto ha derivado en el concepto de la cascada de adhesión leucocitaria en los comienzos del decenio de 19902,3. Adherencia del leucocito es iniciada por la captura de selectina-mediada de los leucocitos al endotelio, causando las células a rodar sobre la superficie vascular. Este balanceo permite leucocitos buscar señales migratorias endotelio-limite, por ejemplo, quimiocinas, que inducen la activación de las integrinas. Posteriormente, las integrinas activadas median la Unión a ligandos endoteliales, dando por resultado la detención firme del leucocito. Leucocitos pueden posteriormente preparar a extravasate de arrastre y difusión, antes de penetrar en la monocapa endotelial y transmigrating en el tejido subyacente. El concepto básico de la cascada del leucocito canónico ha permaneció prácticamente sin cambios desde su introducción, con algunos pasos intermedios adicionales4. Sin embargo, los mecanismos moleculares exactos y los roles de los jugadores muchos involucrados en el reclutamiento leucocitario no aclarados hasta el momento, y reclutamiento leucocitario sigue siendo un tema importante en el campo de la infección, la inflamación y (auto-) inmune investigación.

Por ejemplo, durante enfermedades inflamatorias vasculares como la aterosclerosis, mayor reclutamiento leucocitario en el desarrollo de placa buque pared unidades. Las placas ateroscleróticas inestables podrían romperse, llevando a la activación masiva de las plaquetas y el sistema de coagulación y posteriormente a la obstrucción de los vasos5. Esto puede resultar en resultados cardiovasculares graves como infarto de miocardio o accidente cerebrovascular. Además, denudación endotelial, como ocurre clínicamente, por ejemplo, después de stenting de la arteria coronaria, conduce a una multitud de interacciones de los leucocitos y las plaquetas en el interior de pared expuesta del recipiente (p. ej., componentes de la matriz y liso las células del músculo) y de leucocitos con las plaquetas cubriendo la lesión vascular. Estas interacciones son importantes para el desarrollo de la enfermedad como interacciones de monocito plaquetas podrían conducir la formación de neoíntima6,7. Además, las interacciones plaquetas leucocitos mediaron por la integrina leucocitaria Mac-1 (α βM2) y plaquetas GPIbα recientemente han sido identificadas como nuevos controladores de la trombosis en ratones8.

Dada la amplia disponibilidad de sangre humana y animal como fuente de leucocitos y plaquetas para la investigación y el amplio espectro de moléculas de matriz aislada y líneas celulares inmortalizadas de leucocito y de origen vascular, es factible simular del leucocito interacciones bajo flujo en un laboratorio de creación, utilizando cámaras de perfusión de flujo especialmente diseñada. Muchas variantes se han diseñado en las últimas décadas, que van de vacío a cámaras de perfusión auta-adhesivo. Todas las variantes tienen en común que la parte inmóvil (p. ej., células vasculares cultivadas o proteínas de la matriz) está montada en una cámara de prueba de fugas más grande equipada con un canal predefinido que permite la perfusión de fluidos sobre la parte inmóvil. Además, avances en la tecnología de moldeo permitieron el desarrollo de soluciones a medida basadas en polímeros de sílice9. La viscosidad y la velocidad de flujo de los líquidos perfundidos y la altura del canal principalmente determinan las características de la tensión de esquileo del flujo perfusión dispositivo10. En este artículo presentamos un método en vitro para estudiar los mecanismos subyacentes de la adherencia, la adherencia y transmigración de leucocitos bajo regímenes de flujo venoso y arterial. La ventaja de los métodos presentados aquí es que se puede realizar utilizando un microscopio de fluorescencia con cámara conectada común y no requieren un experimentadores poseer alto nivel técnico. El ensayo en vitro puede ser manipulado de muchas maneras (por ejemplo, mediante la adición de inhibidores o anticuerpos de bloqueo) y por lo tanto es aplicable en diferentes modelos de inflamación vascular y permite la investigación de la adherencia de funciones de la proteína o la evaluación de compuestos específicos.

Protocol

Todos los métodos aquí descritos han sido aprobados por la ética médica y Animal ético tableros de la Universidad de Maastricht. 1. flujo basada en el ensayo con células humanas Aislamiento de las plaquetas de sangre humana Extraer la sangre venosa en anticoagulante de citrato (3.2%). Añadir el 15/1 volumen de ácido citrato dextrosa (ACD: citrato trisódico 80 mM, 52 mM cítrico y 183 mM de glucosa) a la sangre. Centrifugue a …

Representative Results

Para estudiar la adhesión endotelial leucocitaria, fluorescencia etiquetadas células THP-1 fueron perfundidas en una monocapa endotelial TNFα – o no-estimulados por 2 min a 3 Dina/cm2. El número total de células monocytic adherentes se determinó después de 2 min de la perfusión por la captura de 6 campos independientes durante un período de 2-6 min. Las células adherentes se cuantificaron en al menos 6 imágenes capturadas con un microscopio de contraste de la fluores…

Discussion

Este ensayo en vitro es un método sencillo para investigar mecanismos subyacentes del reclutamiento de leucocitos durante la inflamación vascular, pero hay algunos puntos críticos a ser observado. El primer requisito para la realización con éxito de este ensayo es la perfusión de leucocitos en un intacto y confluentes vasculares o monocapa de plaquetas. Esto puede lograrse por capa previa de las superficies con colágeno de tipo I. En general, cuando se trabaja con las células vasculares primarias, es imp…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a los Drs. Martín M. Schmitt y Fraemohs línea. Este trabajo fue financiado por la fundación holandesa para la investigación científica (ZonMW VIDI 016.126.358, Landsteiner Fundación para la investigación de la transfusión de sangre (LSBR Nr. 1638) y Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB1123/A2) otorgado a R.R.K.

Materials

Inverted fluorescence microscope e.g. EVOS-FL Life Technologies Europe bv
Pump e.g. model: 210-CE  world precision instruments 78-9210W
Falcon 35 mm TC-Treated Easy-Grip Style Cell Culture Dish corning 353001
50 mL syringe Becton Dickinson 300137
Silicone tubing  VWR 228-0700
Elbow Luer Connector Male Ibidi 10802
Female Luer Lock Coupler Ibidi 10823
Flow chamber University Hospital RWTH Aachen Patent DE10328277A1: Baltus T, Dautzenberg R, Weber CPD. Strömungskammer zur in-vitro-Untersuchung von physiologischen Vorgängen an Zelloberflächen. 2005. 
Ibidi sticky slide VI 0.4 Ibidi 80608
Coverslips for sticky slides  Ibidi 10812
Collagen Type I, rat tail Life Technologies Europe bv A1048301
Recombinant Human TNF-α Peprotech 300-01A
Thrombin Receptor Activator for Peptide 6 (TRAP – 6) Anaspec / Eurogentec 24191
SYTO 13 green fluorescent nucleic acid stain Life Technologies Europe bv S7575
Hanks’ Balanced Salt Solution 10x Sigma-Aldrich Chemie H4641
HEPES buffer solution 1M, liquid Life Technologies Europe bv 15630049
BUMINATE Albumin, 25%  Baxter 60010
Water for injection B. Braun 3624315
Calcium chloride dihydrate Merck 102382 
Magnesium chloride hexahydrate  Sigma-Aldrich Chemie M2670
Apyrase Sigma-Aldrich Chemie A6535
Primary Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVEC) Promocell GmbH C-12203
Endothelial Cell Growth Medium (Ready-to-use) Promocell GmbH C-22010
Primary Human Aortic Endothelial Cells (HAoEC) ATCC  PCS-100-011
Vascular Cell Basal Medium  ATCC PCS-100-030
Endothelial Cell Growth Kit-BBE ATCC PCS-100-040
Primary Human Aortic Smooth Muscle Cells (HAoSMC) ATCC PCS-100-012
Vascular Smooth Muscle Cell Growth Kit ATCC PCS-100-042
Human endothelial cell line, EA.hy926 ATCC CRL-2922
Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) ATCC 30-2002
Mouse endothelial cell line, SV 40 transformed (SVEC4-10) ATCC CRL-2181
Human Monocytic cell line, THP-1 DSMZ ACC-16
RPMI 1640 with Ultra-Glutamine Lonza BE12-702F/U1
Mouse monocyte/macrophage RAW264.7 ATCC TIB-71
Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM), high glucose Gibco 11965092
Accutase Promocell GmbH C-41310
Percoll Sigma-Aldrich Chemie P1644
Histopaque 1119 Sigma-Aldrich Chemie 11191
10x PBS Life Technologies Europe bv 14200075
BD Vacutainer Plastic Blood Collection Tubes with Sodium Heparin Becton Dickinson 367876
VACUETTE TUBE 9 ml 9NC Coagulation sodium citrate 3.2%  Greiner Bio 455322
HCl/EtOH mixture (1.2 mol/L HCl and 50% ethanol) in water Sigma-Aldrich Chemie Prepare by mixing 0.3L HCl (4 mol/L) with 0.7L of 70% v/v ethanol in a fume hood

Referenzen

  1. Dinauer, M. C. Primary immune deficiencies with defects in neutrophil function. American Society of Hematology. 2016 (1), 43-50 (2016).
  2. Butcher, E. C. Leukocyte-endothelial cell recognition: three (or more) steps to specificity and diversity. Cell. 67 (6), 1033-1036 (1991).
  3. Springer, T. A. Traffic signals for lymphocyte recirculation and leukocyte emigration: the multistep paradigm. Cell. 76 (2), 301-314 (1994).
  4. Nourshargh, S., Alon, R. Leukocyte migration into inflamed tissues. Immunity. 41 (5), 694-707 (2014).
  5. Legein, B., Temmerman, L., Biessen, E. A. L., Lutgens, E. Inflammation and immune system interactions in atherosclerosis. Cellular and Molecular Life Sciences. 70 (20), 3847-3869 (2013).
  6. Wang, Y., Sakuma, M., et al. Leukocyte engagement of platelet glycoprotein Ibalpha via the integrin Mac-1 is critical for the biological response to vascular injury. Circulation. 112 (19), 2993-3000 (2005).
  7. Zhao, Z., Vajen, T., et al. Deletion of junctional adhesion molecule A from platelets increases early-stage neointima formation after wire injury in hyperlipidemic mice. Journal of cellular and molecular medicine. , (2017).
  8. Wang, Y., Gao, H., et al. Leukocyte integrin Mac-1 regulates thrombosis via interaction with platelet GPIbα. Nature communications. 8, 15559 (2017).
  9. Fujii, T. PDMS-based microfluidic devices for biomedical applications. Microelectronic Engineering. 61-62, 907-914 (2002).
  10. Son, Y. Determination of shear viscosity and shear rate from pressure drop and flow rate relationship in a rectangular channel. Polymer. 48 (2), 632-637 (2007).
  11. Brinkmann, V., Laube, B., Abu Abed, U., Goosmann, C., Zychlinsky, A. Neutrophil extracellular traps: how to generate and visualize them. Journal of visualized experiments : JoVE. (36), e1724 (2010).
  12. Swamydas, M., Lionakis, M. S. Isolation, purification and labeling of mouse bone marrow neutrophils for functional studies and adoptive transfer experiments. Journal of visualized experiments : JoVE. (77), e50586 (2013).
  13. Schmitt, M. M. N., Megens, R. T. A., et al. Endothelial junctional adhesion molecule-a guides monocytes into flow-dependent predilection sites of atherosclerosis. Circulation. 129 (1), 66-76 (2014).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Vajen, T., Heinzmann, A. C., Dickhout, A., Zhao, Z., Nagy, M., Heemskerk, J. W., Koenen, R. R. Laminar Flow-based Assays to Investigate Leukocyte Recruitment on Cultured Vascular Cells and Adherent Platelets. J. Vis. Exp. (134), e57009, doi:10.3791/57009 (2018).

View Video