Ensayo de reparación de membrana de la célula utilizando un microscopio de dos fotones láser
Summary
Herir la membrana de la célula a través de dos fotones láser es un método ampliamente utilizado para evaluar la capacidad mismo-resellado de la membrana y se puede aplicar a múltiples tipos de células. Aquí, describimos un protocolo en vitro en vivo imágenes de cierre de membrana en células de pacientes dysferlinopathy después de la ablación láser de dos fotones.
Abstract
Numerosos insultos fisiopatológicos pueden causar daño a las membranas celulares y, cuando está juntado con defectos naturales en la reparación de la membrana de la célula o integridad, pueden resultar en enfermedad. Comprensión de los mecanismos moleculares subyacentes que rodean la reparación de la membrana de la célula es, por tanto, un objetivo importante para el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas para enfermedades asociadas a la membrana celular disfuncional dinámica. Muchos estudios in vitro e in vivo para entender el cierre de membrana de la célula en diversos contextos de la enfermedad utilizan la ablación del laser de dos fotones como un estándar para la determinación de los resultados funcionales después de tratamientos experimentales. En este ensayo, las membranas celulares son sometidas a heridas con un láser de dos fotones, que hace que la membrana de la célula a la ruptura y el colorante fluorescente para infiltrarse en la célula. La intensidad de fluorescencia dentro de la célula puede controlarse entonces para cuantificar la capacidad de la célula para sellar a sí mismo. Existen varios métodos alternativos para evaluar la respuesta de membrana de la célula a la lesión, así como gran variación en el láser de dos fotones hiriendo a enfoque sí mismo, por lo tanto, un modelo de célula herir unificada beneficioso serviría para disminuir el variación entre estas metodologías. En este artículo, describiremos un láser simple de dos fotones hiriendo a protocolo para la evaluación de membrana celular reparación en vitro en ambos sanos dysferlinopathy paciente fibroblastos y las células transfected con o sin un plásmido de cuerpo entero del dysferlin.
Introduction
La membrana celular de las células eucariotas consiste en una doble capa de fosfolípidos proteína tachonada, que define el entorno intra/extracelular de la célula y es esencial para mantener la homeostasis celular, supervivencia celular. Lesiones de la membrana de la célula derivados de insultos mecánicos o químicos son comunes en varios tipos de células de mamífero, incluyendo esquelético y músculo cardiaco, estómago y pulmón células1,2,3,4. Además de lesiones consiguientes a función fisiológica diaria, las membranas celulares también pueden dañarse por insultos ambientales, toxinas bacterianas y reperfusión isquémica5. Falta para sellar roturas en la membrana celular conduce a un flujo no regulado de extracelular Ca2 +– junto con otros componentes extracelulares potencialmente tóxicos – en la célula, activación de cascadas de la señal descendente que pueden resultar rápidamente en la célula muerte1,4,5,6.
Hasta la fecha, ha habido varios modelos propuestos para la reparación de la membrana en las células. Mecanismos de reparación diferente pueden activarse dependiendo del tamaño y naturaleza de la ruptura de la membrana. Por ejemplo, se sugiere que las membranas celulares pueden utilizar flujo lateral u obstrucción para reparar pequeñas alteraciones de proteínas (< 1 nm). El modelo de fusión lateral propone que rupturas de la membrana son rápidamente reparados a través reclutamiento lateral del dysferlin-que contiene la membrana7, mientras que la proteína que el modelo sugiere que se reparar pequeñas perforaciones a través de las agregaciones de la proteína (en su mayoría anexinas) 8. por el contrario, provocar lesiones de membrana más grandes Ca2 +-fusión de la vesícula dependiente, dysferlin-mediada y la formación de un parche de reparación. En el modelo del parche de reparación, una rápida Ca2 + afluencia en la célula provoca la contratación de múltiples proteínas (dysferlin, anexinas, mitsugumin-53 y EDH proteínas) que forman un complejo o un “parche”, junto con una fusión de vesículas intracelulares o lisosomas en el sitio de la membrana de dañan4,9,10,11,12. Es importante tener en cuenta que estos modelos no son necesariamente excluyentes y pueden trabajar en conjunto para facilitar la reparación de la membrana. Fracaso para sellar correctamente el daño de la membrana celular está asociado con varios Estados de enfermedad, incluyendo la distrofia muscular (dysferlinopathy – incluyendo Miyoshi myopathy, miembro-rodea distrofia muscular tipo IIB y Miopatía distal con inicio tibial anterior) 13, miocardiopatía14y Chediak-Higashi síndrome (CHS)15.
Dado integridad de la membrana de célula apropiada y resellado juega un papel tan importante en la salud y la enfermedad, una comprensión más profunda de los mecanismos moleculares subyacentes de la reparación de la membrana de la célula sería beneficiosa en la búsqueda de nuevas estrategias terapéuticas. Por lo tanto, es necesario poseer técnicas experimentales adecuadas para la cinética de monitorear y evaluar la capacidad de reparación de la membrana de la célula. Se han diseñado varios métodos en vitro para el modelado de reparación de la membrana. Una estrategia implica lesión mecánica, que puede facilitarse a través de células raspando con una cuchilla/navaja pipeta, quirúrgico o haciendo rodar los granos de cristal sobre el de las células16. Sin embargo, este tipo de lesión mecánica genera lesiones más grandes y crea un alto grado de variación en lesión de la célula, tanto dentro como entre las culturas.
Otro método de generar heridas de membrana es la ablación del laser por microscopia de dos fotones. En contraste con la microscopía confocal de láser tradicional que emplea la excitación de fotones individuales, el láser de dos fotones simultáneamente utiliza dos fotones de longitud de onda larga, bajo consumo de energía para facilitar la excitación de un electrón de alta energía17. Este proceso no lineal produce excitación exclusivamente en el plano focal y no a lo largo de la trayectoria de la luz entera17 (figura 1). Esto reduce la excitación volumen ayuda a minimizar el fotodaño imágenes de células vivas18,19. Los investigadores son capaces de generar lesiones precisa en la membrana de la célula y monitor membrana resellado en tiempo real mediante el uso de tintes fluorescentes y observar cambios en la intensidad de la fluorescencia como la membrana de la célula se rompe y luego reseals.
Este enfoque se ha utilizado repetidamente para estudiar Membrana hiriendo a in vitro y en vivo y en células múltiples tipos de20,21. Por ejemplo, la membrana reparar los defectos en fibroblastos y miotubos derivados de dysferlinopathy los pacientes fueron evaluados utilizando esta técnica22,23. También, solo fibras musculares aisladas de ratones fueron utilizadas para controlar la reparación parche formación13,24,25. También se pueden observar el movimiento de proteínas fluorescente etiquetados durante la reparación de la membrana en fibras musculares individuales9. Además, el proceso de reparación sarcolemales siguiendo dos fotones láser hiriendo en embriones de pez cebra puede observarse en tiempo real en vivo26.
En este artículo, describiremos una metodología para la evaluación dinámica de reparación membrana celular en fibroblastos con dos fotones láser herir, aunque esta metodología puede aplicarse a varios tipos de células con el fin de cuantificar la capacidad de cierre de la membrana del plasma en vitro. En este método, las células se incuban con FM4-64, cargada de un tinte lipofílico, células impermeables que rápidamente aparece como negativa se une a fosfolípidos dentro del citoplasma al entrar en la célula a través de la lesión de la membrana (figura 2& 3). cuantificación de la fluorescencia del tinte adyacente a la lesión de membrana permite supervisar el tiempo que tarda para que la membrana de la célula sellar a sí mismo. Para ejemplificar la utilidad de este método, utilizamos fibroblastos pacientes dysferlinopathy transfectados con GFP conjugados completos dysferlin (DYSF) plásmidos para evaluar el rescate de la reparación de la membrana de la célula.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dos fotones láser herir de la membrana celular es una técnica precisa y versátil para la evaluación de la dinámica de la membrana de cierre in vitro. En este artículo, describe un protocolo para determinar la membrana de la célula resellado capacidad en dysferlinopathy paciente células usando el laser de dos fotones hiriendo a ensayo. Nuestros resultados muestran que las células pacientes dysferlinopathy son defectos de cierre de la membrana de la célula, que es consistente con hallazgos de otros inves…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabajo fue financiado por la Universidad de Alberta Facultad de medicina y odontología, los amigos de Garrett Cumming silla del fondo de investigación, HM Toupin neurológica fondo silla de la investigación de ciencia, Distrofia Muscular de Canadá, Fundación de Canadá para la innovación (CFI), Alberta educación y tecnología avanzada (AET), institutos canadienses de investigación en salud (CIHR), viaje de Jesse – la Fundación de Gene y terapia celular, las mujeres y el Instituto de investigación de salud de los niños (WCHRI), y Alberta Innovates Health Solutions (AIHS ).
Nos gustaría agradecer a Dr. Steven Laval por proveernos el plásmido de cuerpo entero del dysferlin. También nos gustaría agradecer a Dr. Katsuya Miyake por asesoramiento técnico.
Materials
| Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) | Thermo Fisher | 11320033 | |
| Fetal Bovine Serum | Sigma-Aldrich | F1051 | |
| Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) | Thermo Fisher | 15140122 | |
| Trypsin-EDTA (0.05%), phenol red | Thermo Fisher | 25300062 | |
| Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline | Sigma-Aldrich | D8537 | |
| 35mm collagen-coated glass-bottom dishes | MatTek | P53GCOL-1.5-14-C | |
| Serum-deprived media | Thermo Fisher | 31985070 | |
| Transfection reagent | Thermo Fisher | 15338100 | |
| FM 4-64 Dye | Invitrogen | T13320 | |
| Tyrode’s Salts Solution | Sigma-Aldrich | T2397 | |
| Confocal laser scanning microscope | Carl Zeiss | NA | |
| Chameleon Two-photon laser | Coherent | NA |
Referenzen
- Cong, X., Hubmayr, R. D., Li, C., Zhao, X. Plasma membrane wounding and repair in pulmonary diseases. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 312 (3), L371-L391 (2017).
- Demonbreun, A. R., McNally, E. M. Plasma Membrane Repair in Health and Disease. Curr Top Membr. 77, 67-96 (2016).
- McNeil, P. L., Ito, S. Gastrointestinal cell plasma membrane wounding and resealing in vivo. Gastroenterology. 96 (5 Pt 1), 1238-1248 (1989).
- McNeil, P. L., Kirchhausen, T. An emergency response team for membrane repair. Nat Rev Mol Cell Biol. 6 (6), 499-505 (2005).
- Cooper, S. T., McNeil, P. L. Membrane Repair: Mechanisms and Pathophysiology. Physiol Rev. 95 (4), 1205-1240 (2015).
- Geeraerts, M. D., Ronveaux-Dupal, M. F., Lemasters, J. J., Herman, B. Cytosolic free Ca2+ and proteolysis in lethal oxidative injury in endothelial cells. Am J Physiol. 261 (5 Pt 1), C889-C896 (1991).
- McDade, J. R., Archambeau, A., Michele, D. E. Rapid actin-cytoskeleton-dependent recruitment of plasma membrane-derived dysferlin at wounds is critical for muscle membrane repair. FASEB J. 28 (8), 3660-3670 (2014).
- Benninger, R. K., Piston, D. W. Two-photon excitation microscopy for the study of living cells and tissues. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 4 (Unit 4), 11-24 (2013).
- Demonbreun, A. R., et al. An actin-dependent annexin complex mediates plasma membrane repair in muscle. J Cell Biol. 213 (6), 705-718 (2016).
- McNeil, P. L., Khakee, R. Disruptions of muscle fiber plasma membranes. Role in exercise-induced damage. Am J Pathol. 140 (5), 1097-1109 (1992).
- Rodriguez, A., Webster, P., Ortego, J., Andrews, N. W. Lysosomes behave as Ca2+-regulated exocytic vesicles in fibroblasts and epithelial cells. J Cell Biol. 137 (1), 93-104 (1997).
- Reddy, A., Caler, E. V., Andrews, N. W. Plasma membrane repair is mediated by Ca(2+)-regulated exocytosis of lysosomes. Cell. 106 (2), 157-169 (2001).
- Bansal, D., et al. Defective membrane repair in dysferlin-deficient muscular dystrophy. Nature. 423 (6936), 168-172 (2003).
- Han, R., et al. Dysferlin-mediated membrane repair protects the heart from stress-induced left ventricular injury. J Clin Invest. 117 (7), 1805-1813 (2007).
- Huynh, C., Roth, D., Ward, D. M., Kaplan, J., Andrews, N. W. Defective lysosomal exocytosis and plasma membrane repair in Chediak-Higashi/beige cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (48), 16795-16800 (2004).
- Corrotte, M., Castro-Gomes, T., Koushik, A. B., Andrews, N. W. Approaches for plasma membrane wounding and assessment of lysosome-mediated repair responses. Methods Cell Biol. 126, 139-158 (2015).
- Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
- Jontes, J. D., Buchanan, J., Smith, J. S. Growth cone and dendrite dynamics in zebrafish embryos: early events in synaptogenesis imaged in vivo. Nat Neurosci. 3 (3), 231-237 (2000).
- Galbraith, J. A., Terasaki, M. Controlled damage in thick specimens by multiphoton excitation. Mol Biol Cell. 14 (5), 1808-1817 (2003).
- McNeil, P. L., Miyake, K., Vogel, S. S. The endomembrane requirement for cell surface repair. Proc Natl Acad Sci U S A. 100 (8), 4592-4597 (2003).
- Weisleder, N., et al. Visualization of MG53-mediated cell membrane repair using in vivo and in vitro systems. J Vis Exp. (52), (2011).
- Matsuda, C., Kiyosue, K., Nishino, I., Goto, Y., Hayashi, Y. K. Dysferlinopathy Fibroblasts Are Defective in Plasma Membrane Repair. PLoS Curr. 7, (2015).
- Philippi, S., et al. Dysferlin-deficient immortalized human myoblasts and myotubes as a useful tool to study dysferlinopathy. PLoS Curr. 4, RRN1298 (2012).
- Cai, C., et al. MG53 nucleates assembly of cell membrane repair machinery. Nat Cell Biol. 11 (1), 56-64 (2009).
- Swaggart, K. A., et al. Annexin A6 modifies muscular dystrophy by mediating sarcolemmal repair. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (16), 6004-6009 (2014).
- Roostalu, U., Strahle, U. In vivo imaging of molecular interactions at damaged sarcolemma. Dev Cell. 22 (3), 515-529 (2012).
- Azakir, B. A., et al. Modular dispensability of dysferlin C2 domains reveals rational design for mini-dysferlin molecules. J Biol Chem. 287 (33), 27629-27636 (2012).
- Lee, J., Yokota, T., Takeda, S., Miyagoe-Suzuki, Y., Mori-Yoshimura, M. Ch 6. Translational Research in Muscular Dystrophy. , 87-102 (2016).
- Barthelemy, F., Wein, N., Krahn, M., Levy, N., Bartoli, M. Translational research and therapeutic perspectives in dysferlinopathies. Mol Med. 17 (9-10), 875-882 (2011).
