Summary

Técnicas quirúrgicas para la colocación del catéter y nefrectomía 5/6 en modelos murinos de Diálisis Peritoneal

Published: July 19, 2018
doi:

Summary

Este artículo muestra el método para la colocación quirúrgica en ratones de un catéter intraperitoneal conectados a un puerto de acceso que se encuentra en la parte posterior del animal. Por otra parte, explica el procedimiento para una nefrectomía 5/6 para asemejarse al estado urémico de pacientes con EP.

Abstract

La diálisis peritoneal (DP) es una terapia de reemplazo renal consistente en la administración y posterior recuperación de un fluido hiperosmolares en la cavidad peritoneal para drenar el agua y tóxicos metabolitos que funcionalmente suficientes riñones no son capaces de eliminar. Desafortunadamente, este procedimiento deteriora el peritoneo. Daño tisular provoca la aparición de la inflamación para curar la lesión. Si la lesión persiste y la inflamación se vuelve crónica, puede conducir a la fibrosis, que es una ocurrencia común en muchas enfermedades. En PD, inflamación crónica y fibrosis, junto con otros procesos específicos relacionados con las mismas, conducen al deterioro de la capacidad de ultrafiltración, que significa el fracaso y posterior abandono de la técnica. Trabajar con muestras humanas proporciona información acerca de este deterioro pero presenta limitaciones técnicas y éticas para obtener biopsias. Modelos animales son esenciales para el estudio de este deterioro desde que superan estas deficiencias.

Un modelo de infusión crónica de ratón fue desarrollado en 2008, que se beneficia de la amplia gama de ratones modificados genéticamente, abriendo la posibilidad de estudiar los mecanismos implicados. Este modelo emplea un dispositivo personalizado diseñado para los ratones, que consta de un catéter conectado a un puerto de acceso que se coloca por vía subcutánea en la parte posterior del animal. Este procedimiento evita la continua punción del peritoneo durante experimentos a largo plazo, reducir las infecciones y la inflamación debido a las inyecciones. Gracias a este modelo, daño peritoneal inducido por la exposición fluida PD crónica ha sido caracterizada y modulada. Esta técnica permite la infusión de grandes volúmenes de líquidos y puede ser utilizada para el estudio de otras enfermedades en las que la inoculación de drogas u otras sustancias durante largos períodos de tiempo es necesaria.

Este artículo muestra el método para la colocación quirúrgica del catéter en ratones. Por otra parte, explica el procedimiento para una nefrectomía 5/6 imitar el estado de insuficiencia renal en pacientes con EP.

Introduction

Función renal y enfermedad Renal

Los riñones son órganos esenciales implicados en homeostasis, la filtración de sangre y la producción de la hormona. Hay varias condiciones que conducen a insuficiencia renal y a la posterior aparición de uremia, que ha sido definida como el conjunto de síntomas sistémicos debido a la acumulación de productos de desecho en la sangre retenida debido a trastornos de función renal1. Por otra parte, puesto que la capacidad homeostática de los mismos también se ve afectado cuando hay una falla renal, hipertensión por sobrecarga de volumen puede ocurrir, que también es peligroso ya que puede conducir a insuficiencia cardíaca1. Cuando la capacidad funcional de los riñones es menos de 10-15%, el paciente debe someterse a una de las siguientes opciones terapéuticas: hemodiálisis, diálisis peritoneal (DP) o trasplante renal.

PD es una opción interesante que permite a los pacientes a seguir el tratamiento desde la comodidad de su hogar o prácticamente en cualquier lugar, evitando así la necesidad de hospital frecuentes visitas y estancias. La técnica de PD elimina pequeñas moléculas tóxicas y exceso de agua generado por el cuerpo2 a través de la instilación de un líquido osmótico (líquido de diálisis peritoneal, PDF) en la cavidad peritoneal. Esta instilación genera el gradiente osmótico necesario para el intercambio de solutos y agua entre los capilares peritoneales y PDF, un proceso conocido como ultrafiltración (UF).

Lesiones peritoneales inducida por Diálisis Peritoneal

La cavidad peritoneal está cubierta por una membrana (PM) compuesto por una monocapa de células mesoteliales sobre una matriz, que también alberga algunos de los vasos sanguíneos, fibroblastos, macrófagos y otras poblaciones de la célula. Por desgracia, la membrana peritoneal siempre sufre algunas alteraciones durante el tratamiento de la PD, como apoptosis y pérdida de células mesoteliales, transición mesenquimal de mesothelial (MMT) y células endoteliales (final-MT), reclutamiento de células inflamatorias y fibrocitos, alteraciones vasculares, angiogénesis, linfangiogénesis o fibrosis3,4,5,6,7,8,9. Estas alteraciones son responsables para el desarrollo de una UF capacidad falta10, que impide la continuación de la terapia, que requieren que el paciente debe recibir un tratamiento alternativo para sobrevivir (hemodiálisis o trasplante renal) . Por lo tanto, para estos pacientes, es fundamental para retrasar o controlar el desarrollo de estas alteraciones peritoneales.

Se ha especulado que uremia solo puede causar inflamación11, pero el factor local más importante es bioincompatibility PDF. PDF la mayoría utiliza glucosa como agente osmótico, que causa inflamación. Debido a tiempos de almacenamiento PDF y esterilización, la glucosa sufre un proceso de degradación, y aparecen nuevos productos de esta reacción, genera más inflamación, MMT y apoptosis12,13. Por otra parte, también hay la posibilidad de daños mecánicos por el método de la instilación. Todos estos factores, actuando continuamente, pueden generar un estado inflamatorio persistente y recurrente, conduce a la inflamación crónica, que conduce al deterioro de la membrana y, concluyentemente, el fracaso de la UF. Cómo podría reducir o evitar este daño es todavía una materia de estudio.

Analizar el desarrollo de lesiones: de muestras humanas en modelos animales

Trabajar con biopsias humanas es un factor limitante debido a la dificultad de obtener muestras de tejido. Estas muestras pueden obtenerse sólo de cirugías realizadas debido a mal funcionamiento del catéter o el trasplante, generalmente después de años de tratamiento de la PD. Este enfoque es útil para el análisis de los cambios patológicos sufridos por una membrana peritoneal expuesta a PDF, pero no es suficiente para el desarrollo del proceso. Otra posibilidad es analizar las células del efluente de diálisis drenadas, pero esto todavía no proporciona un escenario completo. Combinar ambas técnicas sólo es posible con modelos animales. La estructura peritoneal es similar entre los mamíferos, y por lo tanto hay modelos con diferentes especies de animales. Hay pocos estudios basados en ovejas (Rodela et al. 14 y Barrell et al. 15) y conejo16,17 modelos; sin embargo, animales más pequeños son preferibles ya que son más fáciles de casa y mantengan y también son más económicos. El uso de ratas18,19,20,21,22,23,24 ofrece un menor tiempo de tratamiento necesario para observar alteraciones morfo-funcionales. Ha representado un modelo muy útil para explorar diferentes cuestiones como el efecto de fármacos anti-fibróticos como por ejemplo BMP-7 (hueso morfogénico proteína-7)25 y RAS (sistema renina-angiotensina) dirigido a26,27 , 28.

Sin embargo, el modelo murino ha emergido como un modelo ideal con muchas ventajas sobre los demás. La ventaja más interesante es la posibilidad de utilizar genéticamente modificados ratones para estudiar las bases moleculares y celulares del daño peritoneal. De hecho, ratones a menudo se emplean para el análisis de numerosas enfermedades, ya que hay muchas variedades con diferentes fondos genéticos bien conocidos. Otras ventajas son el reducido espacio necesario para vivienda, reducido costo de experimentos (debido al tamaño más pequeño de los animales), facilidad de manejo, la disponibilidad de reactivos y la creciente cantidad de información disponible sobre las diferentes cepas de ratones desde entonces han sido los animales más utilizados en la investigación.

Un modelo de ratones empleando un dispositivo implantado ha sido el modelo más recientemente establecido para PD29,30y se ha demostrado para imitar peritoneal deterioro sufrido por los pacientes debido a la exposición a PDF. Este modelo ha colaborado para entender que los procesos patológicos implicados31,32,33. Por otra parte, se ha utilizado para validar varios tratamientos posibles para paliar este deterioro utilizando moduladores inmunes y drogas antiinflamatorias y otros anti-fibrótico y agentes anti-angiogénicos, tales como inhibidores de COX-2 (ciclooxigenasa-2) 34, agonistas de PPAR-γ (peroxisome proliferator-activado del receptor-γ)35, tamoxifeno36, Paricalcitol (un vitamina D receptor activador que modula la reacción inmune)37,38 de la rapamicina y Nebivolol 39.

Desarrollando el modelo de ratón con un catéter implantado

El objetivo de este modelo es se asemejan, en la medida de lo posible, la técnica utilizada en pacientes humanos con PD, permitiendo realizar tratamientos prolongados de EP en pequeños animales. Hasta ahora, tres técnicas de instilación de líquido de diálisis en el peritoneo se han probado en ratones. El primero de ellos, pinche ciego del frente de la pared abdominal, es polémico debido a los múltiples riesgos que conllevan, como el daño peritoneal, hemorragia y, como es la punción realizada a ciegas, visceral. La segunda técnica es el supuesto “permanente sistema abierto”, en la que el dispositivo para inyectar el líquido se coloca fuera del cuerpo. Este procedimiento es más similar a la realizada en los seres humanos. Sin embargo, no permite el desarrollo de experimentos a largo plazo, ya que puede aumentar las posibilidades de infección y requiere generalmente el uso de anestesia para PDF, que puede interferir con los resultados. La tercera técnica es el “sistema cerrado”. Con este planteamiento, todo el dispositivo utilizado para la instilación del líquido se encuentra dentro del cuerpo del animal. Líquido se inyecta con una aguja a través de un puerto de acceso, que se coloca por vía subcutánea. Este procedimiento reduce el riesgo de infección peritoneal y sangrado, así como la necesidad de anestesia.

Para estudiar el efecto de la uremia en la EP, un modelo murino reciente también ha sido establecido40 basado en el modelo de infusión PDF con catéter. Este modelo trae una novedosa técnica para realizar una nefrectomía en ratones, lo que reduce la función renal. En el presente artículo, se ha desarrollado una modificación del protocolo empleado por Ferrantelli et al. en 201540 . Este nuevo protocolo permite la implantación del catéter durante la nefrectomía, reduce la longitud de la herida infligida durante la cirugía y facilita el acceso a los riñones.

Protocol

Todos los métodos aquí descritos han sido aprobados por el cuidado de Animal institucional y Comité de uso del centro de Biología Molecular Severo Ochoa (Madrid, España). Nota: Se utilizaron ratones hembra C57BL/6J de 12 a 14 semanas de edad y aproximadamente 20 g de peso al inicio del estudio. Todos los animales fueron alojados bajo condiciones estándar y se les dio comida y agua ad libitum. Las condiciones de salud se revisaron diariamente. El material requerido, como guantes…

Representative Results

La figura 1 muestra todos los materiales necesarios para seguir los procedimientos descritos en la sección de protocolo. Para este ejemplo, ratones sometidos o no a nefrectomía (8 animales por grupo) (figura 2) fueron expuestos durante 40 días (dos inyecciones al día, espera al menos 2 horas entre ambos) a una mezcla de dos diferentes PDFs, comúnmente utilizado en la práctica clínica: Extraneal (icodextrina basado en PDF) …

Discussion

Los primeros datos publicados analizando alteraciones PD usando una técnica de “cerrar sistema” fue realizados en el 200929 . Este sistema de cierre significa que todo el dispositivo se encuentra dentro del cuerpo y fluido se inyecta con una aguja a través de un puerto de acceso. El problema técnico más importante en los modelos animales a largo plazo de la infusión de líquido a través de un catéter es la ocurrencia de la obstrucción. Posibles opciones son realizar omentectomy o añadir h…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Autores agradecen Ferrantelli E. y G. Liappas su apoyo establecer el protocolo de nefrectomía 5/6, R. Sánchez-Díaz y P. Martín por la ayuda con las evaluaciones de nitrógeno ureico y Hevia E. y F. Núñez para la asistencia con el cuidado de ratones. Este trabajo fue financiado por becas SAF2016-80648R del “Ministerio de Economía y Competitividad” / Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER/MINECO) a Manuel López Cabrera y PI 15/00598 desde el Fondo de Investigaciones Sanitarias (FIS)-fondos FEDER, a Abelardo Aguilera.

Materials

Minute Mouse Port 4French with retention beads and cross holes Access technologies MMP-4S-061108A
Posi-Grip Huber point needles 25 ga. X 1/2´´  Access technologies PG25-500
High Temperature Cautery Kit Bovie 18010-00
Forane abbVie 880393.4 HO
non absorbable suture 6/0 Laboratorio Agaró 6121
Scissors  Fine Science Tools 14079-10
forceps Fine Science Tools 11002-12
clamp Fine Science Tools 13002-10
Buprenorphine 0,3 mg/ml pharmaceutical product
cotton swabs pharmaceutical product
Dalsy (Ibuprofen) 20mg/mL oral suspension AbbVie S.R.L.  pharmaceutical product

Referenzen

  1. Meyer, T. W., Hostetter, T. H. Uremia. New England Journal of Medicine. 357 (13), 1316-1325 (2007).
  2. Pyper, R. A. Peritoneal Dialysis. Ulster Medical Journal. 17 (2), 179-187 (1948).
  3. Chaimovitz, C. Peritoneal dialysis. Kidney International. 45 (4), 1226-1240 (1994).
  4. Aguilera, A., Yanez-Mo, M., Selgas, R., Sanchez-Madrid, F., Lopez-Cabrera, M. Epithelial to mesenchymal transition as a triggering factor of peritoneal membrane fibrosis and angiogenesis in peritoneal dialysis patients. Current Opinion in Investigational Drugs. 6 (3), 262-268 (2005).
  5. González-Mateo, G. T., et al. Pharmacological modulation of peritoneal injury induced by dialysis fluids: is it an option. Nephrology Dialysis Transplantation. , (2011).
  6. Mateijsen, M. A., et al. Vascular and interstitial changes in the peritoneum of CAPD patients with peritoneal sclerosis. Peritoneal Dialysis International. 19 (6), 517-525 (1999).
  7. Williams, J. D., et al. Morphologic changes in the peritoneal membrane of patients with renal disease. Journal of the American Society of Nephrology. 13 (2), 470-479 (2002).
  8. Dobbie, J. W. Pathogenesis of peritoneal fibrosing syndromes (sclerosing peritonitis) in peritoneal dialysis. Peritoneal Dialysis International. 12 (1), 14-27 (1992).
  9. Loureiro, J., et al. Blocking TGF-beta1 protects the peritoneal membrane from dialysate-induced damage. Journal of the American Society of Nephrology. 22 (9), 1682-1695 (2011).
  10. Aroeira, L., et al. Epithelial to mesenchymal transition and peritoneal membrane failure in peritoneal dialysis patients: pathologic significance and potential therapeutic interventions. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (7), 2004-2013 (2007).
  11. Zhang, J., et al. Regulatory T cells/T-helper cell 17 functional imbalance in uraemic patients on maintenance haemodialysis: A pivotal link between microinflammation and adverse cardiovascular events. Nephrology. 15 (1), 33-41 (2010).
  12. Welten, A. G., et al. Single exposure of mesothelial cells to glucose degradation products (GDPs) yields early advanced glycation end-products (AGEs) and a proinflammatory response. Peritoneal Dialysis International. 23 (3), 213-221 (2003).
  13. De Vriese, A. S., Tilton, R. G., Mortier, S., Lameire, N. H. Myofibroblast transdifferentiation of mesothelial cells is mediated by RAGE and contributes to peritoneal fibrosis in uraemia. Nephrology Dialysis Transplantation. 21 (9), 2549-2555 (2006).
  14. Rodela, H., Yuan, Z., Hay, J., Oreopoulos, D., Johnston, M. Reduced lymphatic drainage of dialysate from the peritoneal cavity during acute peritonitis in sheep. Peritoneal Dialysis International. 16 (2), 163-171 (1996).
  15. Barrell, G. K., McFarlane, R. G., Slow, S., Vasudevamurthy, M. K., McGregor, D. O. CAPD in sheep following bilateral nephrectomy. Peritoneal Dialysis International. 26 (5), (2006).
  16. Schambye, H. T., et al. Bicarbonate- versus lactate-based CAPD fluids: a biocompatibility study in rabbits. Peritoneal Dialysis International. 12 (3), 281-286 (1992).
  17. Garosi, G., Gaggiotti, E., Monaci, G., Brardi, S., Di Paolo, N. Biocompatibility of a peritoneal dialysis solution with amino acids: histological evaluation in the rabbit. Peritoneal Dialysis International. 18 (6), 610-619 (1998).
  18. Elema, J. D., Hardonk, M. J., Koudstaal, J., Arends, A. Acute enzyme histochemical changes in the zona glomerulosa of the rat adrenal cortex. I. The effect of peritoneal dialysis with a glucose 5 percent solution. Acta endocrinologica (Oslo). 59 (3), 508-518 (1968).
  19. Liard, J. Influence of sodium withdrawal by a diuretic agent or peritoneal dialysis on arterial pressure in one-kidney Goldblatt hypertension in the rat. Pflügers Archives. 344, 109-118 (1973).
  20. Beelen, R. H., Hekking, L. H., Zareie, M., vanden Born, J. Rat models in peritoneal dilysis. Nephrology Dialysis Transplantation. 16 (3), 672-674 (2001).
  21. Sun, Y., et al. Treatment of established peritoneal fibrosis by gene transfer of Smad7 in a rat model of PD. American Journal of Nephrology. 30 (1), 84-94 (2009).
  22. Schilte, M. N., et al. Peritoneal dialysis fluid bioincompatibility and new vessel formation promote leukocyte-endothelium interactions in a chronic rat model for peritoneal dialysis. Microcirculation. 17 (4), 271-280 (2010).
  23. Peng, Y. M., et al. A new non-uremic rat model of long-term peritoneal dialysis. Physiological Research. 60 (1), 157-164 (2011).
  24. Stavenuiter, A. W., Farhat, K., Schilte, M. N., Ter Wee, P. M., Beelen, R. H. Bioincompatible impact of different peritoneal dialysis fluid components and therapeutic interventions as tested in a rat peritoneal dialysis model. International Journal of Nephrology. 2011, 742196 (2011).
  25. Loureiro, J., et al. BMP-7 blocks mesenchymal conversion of mesothelial cells and prevents peritoneal damage induced by dialysis fluid exposure. Nephrology Dialysis Transplantation. 25 (4), 1098-1108 (2010).
  26. Duman, S., et al. Does enalapril prevent peritoneal fibrosis induced by hypertonic (3.86%) peritoneal dialysis solution?. Peritoneal Dialysis International. 21 (2), 219-224 (2001).
  27. Duman, S., et al. Intraperitoneal enalapril ameliorates morphologic changes induced by hypertonic peritoneal dialysis solutions in rat peritoneum. Advances in Peritoneal Dialysis. 20, 31-36 (2004).
  28. Duman, S., Sen, S., Duman, C., Oreopoulos, D. G. Effect of valsartan versus lisinopril on peritoneal sclerosis in rats. International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 156-163 (2005).
  29. González-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritoneal Dialysis International. 29 (2), 227-230 (2009).
  30. González-Mateo, G. T., et al. Modelos animales de diálisis peritoneal: relevancia, dificultades y futuro. Nefrología. Supl. 6, 17-22 (2008).
  31. Rodrigues-Diez, R., et al. IL-17A is a novel player in dialysis-induced peritoneal damage. Kidney International. 86 (2), 303-315 (2014).
  32. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Pharmacological modulation of peritoneal injury induced by dialysis fluids: is it an option. Nephrology Dialysis Transplantation. 27 (2), 478-481 (2012).
  33. Liappas, G., et al. Immune-Regulatory Molecule CD69 Controls Peritoneal Fibrosis. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (12), 3561-3576 (2016).
  34. Aroeira, L. S., et al. Cyclooxygenase-2 Mediates Dialysate-Induced Alterations of the Peritoneal Membrane. Journal of the American Society of Nephrology. 20 (3), 582-592 (2009).
  35. Sandoval, P., et al. PPAR-[gamma] agonist rosiglitazone protects peritoneal membrane from dialysis fluid-induced damage. Laboratory Investigation. 90 (10), 1517-1532 (2010).
  36. Loureiro, J., et al. Tamoxifen ameliorates peritoneal membrane damage by blocking mesothelial to mesenchymal transition in peritoneal dialysis. PLoS One. 8 (4), e61165 (2013).
  37. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Paricalcitol reduces peritoneal fibrosis in mice through the activation of regulatory T cells and reduction in IL-17 production. PLoS One. 9 (10), e108477 (2014).
  38. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Rapamycin Protects from Type-I Peritoneal Membrane Failure Inhibiting the Angiogenesis, Lymphangiogenesis, and Endo-MT. BioMed Research International. 2015, 989560 (2015).
  39. Liappas, G., et al. Nebivolol, a beta1-adrenergic blocker, protects from peritoneal membrane damage induced during peritoneal dialysis. Oncotarget. 7 (21), 30133-30146 (2016).
  40. Ferrantelli, E., et al. A Novel Mouse Model of Peritoneal Dialysis: Combination of Uraemia and Long-Term Exposure to PD Fluid. Biomed Research International. 2015, 106902 (2015).
  41. Altmann, C., et al. Early peritoneal dialysis reduces lung inflammation in mice with ischemic acute kidney injury. Kidney International. 92 (2), 365-376 (2017).
  42. Peters, T., et al. Mouse model of foreign body reaction that alters the submesothelium and transperitoneal transport. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 300 (1), F283-F289 (2011).
  43. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
González-Mateo, G. T., Pascual-Antón, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., López-Cabrera, M. Surgical Techniques for Catheter Placement and 5/6 Nephrectomy in Murine Models of Peritoneal Dialysis. J. Vis. Exp. (137), e56746, doi:10.3791/56746 (2018).

View Video