JoVE Journal > Developmental Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Ergebnisse
Discussion
Offenlegungen
Acknowledgements
Materials
Referenzen
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Entwicklungsbiologie

مضان المجهر المعيشة أو الثابتة والملون على أساس ورقة الخفيفة<em> خنفساء الدقيق الحمراء</em> الأجنة

Published: April 28, 2017
doi:
10.3791/55629
, ,
1Physical Biology,Buchmann Institute for Molecular Life Sciences (BMLS), 2Cluster of Excellence Frankfurt,Macromolecular Complexes, 3Goethe-Universität Frankfurt am Main – Campus Riedberg

Summary

أصبح تصوير التشكل للأجنة الحشرات مع ضوء على أساس ورقة مضان المجهر الدولة من الفن. ويحدد هذا البروتوكول ويقارن ثلاث تقنيات التركيب المناسبة للأجنة خنفساء الدقيق الحمراء، ويدخل اثنين من رواية خطوط المعدلة وراثيا حسب الطلب مناسبة تماما لتصوير العيش، ويناقش ضوابط الجودة الأساسية ويشير إلى القيود التجريبية الحالية.

Abstract

أصبح الدقيق الحمراء خنفساء خنفساء الدقيق الحمراء هام كائن نموذج حشرة في علم الوراثة التنموية والبيولوجيا التطورية التطوري. مراقبة الأجنة خنفساء مع خفيفة على أساس ورقة مضان المجهر لها مزايا متعددة على widefield التقليدية ومتحد البؤر المجهري مضان. نظرا لخصائص فريدة من نوعها المجهر القائم على ورقة خفيفة، وثلاث صور ثلاثية الأبعاد من العينات الحية يمكن تسجيلها مع نسب عالية إشارة إلى الضجيج وانخفاض كبير في الصورة تبيض وكذلك صور سمية على طول عدة اتجاهات على مدى فترات تدوم عدة أيام. مع أكثر من أربع سنوات من التطوير المنهجي وزيادة مستمرة من البيانات، والوقت يبدو مناسبا لوضع إجراءات التشغيل القياسية لاستخدام التكنولوجيا ورقة الخفيفة في المجتمع خنفساء وكذلك في المجتمع الحشرات بشكل عام. يصف هذا البروتوكول ثلاث تقنيات التركيب مناسبة وأو لأغراض مختلفة، تقدم خطين خنفساء المعدلة وراثيا جديدة مصنوعة خصيصا مناسبا للتصوير الحية على المدى الطويل، وتشير خمسة الأصباغ الفلورية لتسمية هياكل داخل الخلايا من الأجنة ثابتة وتوفر معلومات عن ما بعد معالجة البيانات للتقييم في الوقت المناسب من البيانات المسجلة. تركز ممثل النتائج على التصوير الحي على المدى الطويل، باجتزاء البصرية ومراقبة من نفس الجنين على طول عدة اتجاهات. يتم توفير قواعد البيانات منها كمورد للتحميل. وأخيرا، يناقش بروتوكول مراقبة الجودة لفحوصات التصوير الحية، والقيود الحالية وتطبيق الإجراءات المحددة لأنواع الحشرات الأخرى.

ويهدف هذا البروتوكول في المقام الأول لعلماء البيولوجيا التطورية الذين يسعون حلول التصوير التي يتفوق المعدات المختبرية القياسية. وهي تشجع محاولة مستمرة لإغلاق الفجوة بين المختبرات / المجتمعات الموجه من الناحية الفنية، والذي تطوير وصقل مايكرويننسخ منهجيا، ومختبرات علوم الحياة / المجتمعات، والتي تتطلب حلولا "التوصيل والتشغيل" للتحديات التقنية. وعلاوة على ذلك، فإنه يدعم هذا النهج البديهي أن يتحرك الأسئلة البيولوجية في مركز الاهتمام.

Introduction

الطحين خنفساء خنفساء الدقيق الحمراء الأحمر، الذي ينتمي إلى عائلة كبيرة من الخنافس darkling (Tenebrionidae)، لديها تاريخ طويل في مجال العلوم الزراعية والحياة وهو ثاني أفضل درس كائن نموذج نموذج حشرة بعد ذبابة الفاكهة ذبابة الفاكهة. خلال العقود الأربعة الماضية، أصبحت قوية وشعبية نموذج حشرة كائن في علم الوراثة التنموية في البيولوجيا التطورية التطوري، وخلال السنوات العشرين الماضية، في التشكل الجنيني لمجموعة متنوعة من الأسباب:

ذبابة الفاكهة وخنفساء على حد سواء تنتمي إلى كاملات الانسلاخ، ولكن تباينت ما يقرب من 300 مليون سنة مضت 1، 2، 3، 4. في حين أن التطور الجنيني ذبابة الفاكهة يعتبر عادة على النحو المستمد للغاية، خنفساء يظهر الوضع القابل للأجداد جمعةopment التي وجدت في نسبة كبيرة من أنواع الحشرات 5، 6، 7، 8، 9. أولا، خنفساء يسلك تنمية رأس غير ملتف، أي فمها وهوائيات تظهر بالفعل خلال مرحلة التطور الجنيني 10، 11، 12، 13، 14، 15. ثانيا، خنفساء يتبع مبادئ التنمية قصيرة من الجراثيم، أي تضاف شرائح البطن بالتتابع من منطقة النمو الخلفي خلال germband استطالة 16 و 17 و 18 و 19. ثالثا، خنفساء تطور ويحط في وقت لاحقاثنين من الأغشية الجنينية، أي خارج السلى، والذي يغطي الجنين فقط البطني، والمصلية، الذي يغلف الجنين تماما 20 و 21 و 22. كل من الأغشية تلعب مخلق حاسما 23 وكذلك دور وقائي ضد الكائنات الدقيقة 24 و 25 و 26 جفاف. رابعا، والساقين embryonically النامية تعمل بكامل طاقتها خلال مرحلة الحياة اليرقات وبمثابة براعم للأرجل الكبار خلال التحول العذراء 27، 28، 29، 30، 31.

نظرا لحجم ومطالبهم متواضعة صغيرة، وزراعة خنفساء في المختبر هي اضحة إلى حد ما. ثقافات البرية من نوع (WT) سلالات أو خطوط المعدلة وراثيا تتكون عادة من حوالي 100-300 البالغين ويمكن أن تظل داخل زجاجات سعة لتر واحد من الزجاج (البصمة 80 سم 2) شغل 3-4 سم عالية (حوالي 50 غ) مع متوسط النمو التي تتكون من القمح والحبوب الكاملة الطحين تستكمل مع الخميرة الجافة الخاملة. A إمدادات المياه ليست ضرورية. وهذا يسمح حتى معامل صغيرة للحفاظ على العشرات من الثقافات خنفساء داخل حاضنات الحشرات الصغيرة أو متوسطة الحجم متوفرة تجاريا. يتم فصل مراحل تطور لاحقة من خنفساء (اليرقات بعد حوالي رابع الطور، الشرانق والكبار) بسهولة من وسط النمو عن طريق النخل. ويتم الحصول على أجنة متزامنة التي يحتضنها البالغين لفترات قصيرة على وسط وضع البيض. لتحقيق تنمية سريعة، يتم الاحتفاظ الثقافات خنفساء في 32 ° C (حوالي أربعة أسابيع في الجيل)، في حين يتم تنفيذ حفظ الأوراق المالية عادة في 22-25 درجة مئوية (حوالي عشرة أسابيع في جيل).

خلال العقد الماضي، العديد من تك القياسيةوقد تم تكييف hniques تدريجيا والأمثل للخنفساء، على النحو الموجز في كتب الناشئة نموذج الكائنات 32. من أهمية كبيرة ومتقدمة أساليب وراثية مثل الجنينية 33، اليرقات 34، 35 أو الوالدين 36 و 37 RNA القائم على التدخل إسقاط الموروثة، والتحول سلالة الجرثومية سواء مع piggyBac 38، 39 أو نظام ترانسبوزاز مينوس 40 و كريسبر / الجينوم أساس Cas9- الهندسة 41. وعلاوة على ذلك، تم التسلسل الجينوم خنفساء قبل نحو عقد من الزمن 42، والآن في الجولة الثالثة من الجينوم الافراج عن التجمع 43، والذي يسمح تحديد كفاءة والجينوم على نطاق والتحليل المنهجي للجينات 44 </sتصل> أو عناصر وراثية أخرى 45 و 46. بالإضافة إلى ذلك، تتوفر للنهج الوراثية النسبية 47، 48، 49، 50 جينومات أربعة أنواع coleopteran أخرى. بالتعاون مع تسلسل الجينوم، تم إجراء تحليلين الوراثية على نطاق واسع، أي شاشة الطفرات إقحامي 51 و جين ضربة قاضية شاشة أساس التدخل RNA منهجي 52 و 53.

مضان التصوير الحي مع widefield، متحد البؤر أو ضوء المجهر القائم على ورقة (LSFM) يسمح لمراقبة التشكل الجنيني للخنفساء بوصفها وظيفة من الزمن (أي التشكل) في سياق متعدد الأبعاد (الجدول 1). في widefield ومضان المجهري متحد البؤر، وكسكيتويسترشد أوجه وانبعاث الضوء من خلال العدسة نفسها موضوعية. في كلا النهجين، يضيء العينة كامل لكل طائرة ثنائية الأبعاد المسجلة. وبالتالي، يتم إخضاع العينات إلى مستويات طاقة عالية جدا. في LSFM، إلا أن fluorophores في المستوى البؤري متحمسون بسبب فصل الإضاءة والكشف باستخدام اثنين من العدسات موضوعية مرتبة عموديا (الشكل 1). LSFM يأتي في اثنين من تطبيقات شريعي – في طائرة واحدة إضاءة المجهر (SPIM) والرقمية الممسوحة ضوئيا ضوء الليزر على أساس ورقة مضان المجهر (DSLM، الشكل 2) – وتقدم العديد من المزايا الهامة على الأساليب التقليدية: (ط) الجوهرية القدرة باجتزاء البصرية، (ب) قرار محوري جيد، (ج) انخفاض بقوة مستوى الصورة تبيض، (د) منخفضة جدا صور سمية، (ت) ارتفاع نسبة الإشارة إلى الضوضاء، (السادس) عالية نسبيا سرعة الاستحواذ، (السابع) التصوير على طول عدة اتجاهات و (السادسب) اختراق الأنسجة أعمق بسبب استخدام منخفضة العددية فتحة إضاءة العدسات الهدف 54 و 55 و 56.

وقد تم بالفعل تطبيق LSFM بنجاح في خنفساء لتوثيق ما يقرب من التشكل الجنيني كامل 57 وتحليل مبادئ تمزق الغشاء خارج الجنينية في بداية إغلاق الظهرية 23. لزيادة جاذبية LSFM في المجتمع خنفساء وللعلوم الحشرات بشكل عام، فإنه من الأهمية بمكان وضع إجراءات التشغيل القياسية وتحسين الطرق والبروتوكولات ومجموعة الموارد إلى المستوى الذي يصبح المجهر وسهولة -استخدام أداة قياسية في مختبرات البيولوجيا التنموية، والأسئلة البيولوجية البقاء في مركز الاهتمام.

يبدأ هذا البروتوكول مع أساسيات خنفساء </ م> زراعة، أي صيانة، والاستنساخ وجمع الأجنة. بعد ذلك، موضحة استراتيجيتين التجريبية: (ط) التصوير المباشر لخطوط المعدلة وراثيا حسب الطلب و (ب) تصوير الأجنة الثابتة التي كانت ملطخة الأصباغ الفلورية (الجدول 2). وفي وقت لاحق، وشرح ثلاث تقنيات المتصاعدة مع أغراض مختلفة قليلا في التفاصيل (الشكل 3 والجدول 3): (ط) عمود الاغاروز، (ب) نصف الكرة الاغاروز و (ج) صاحب بيت العنكبوت رواية. بروتوكول ثم يشرح الإجراء الحصول على البيانات مع LSFM. وترد طرائق التصوير والاعتبارات الرئيسية. وأخيرا، أوضح استرجاع الجنين ويتم تقديم اقتراحات لمعالجة البيانات الأساسية. في نتائج تمثيلية، بيانات التصوير على الهواء مباشرة من اثنين من الرواية وترد 58 خطوط المعدلة وراثيا الدبقية الأزرق ويتم توفير قواعد البيانات التصوير منها كمورد للتحميل حسب الطلب. بالإضافة إلى ذلك، صورةوتعرض البيانات للأجنة الثابتة التي كانت ملطخة مع مجموعة متنوعة من الأصباغ مضان. وتركز النقاش على مراقبة الجودة، والقيود الحالية للنهج التصوير الحي والتكيف البروتوكول إلى الأنواع الأخرى.

هو مكتوب على بروتوكول لالمجاهر مضان القائم على ورقة الخفيفة التي تكون مجهزة مع غرفة العينة وآلية المشبك للتدوير لحاملي موحد عينة 54، 59، 60، والتي عادة ما تكون العناصر على شكل اسطوانة مصنوعة من المعدن والبلاستيك أو الزجاج مع قطر في نطاق ملليمتر. البروتوكول هو أيضا مناسبة لكلا تطبيقات شريعي، أي SPIM وDSLM، فضلا عن الاجهزة مع اثنين أو أكثر إضاءة والكشف عن الأسلحة 61 و 62 و 63. نتائج تمثيلية تظهر البيانات في قناتين الطيفية، الأخضر (ايلlumination مع ليزر 488 نانومتر، والكشف من خلال 525/50 ممر الموجة فلتر) والأحمر (الإضاءة مع ليزر 561 نانومتر، والكشف من خلال 607/70 ممر الموجة مرشح)، ولكن بروتوكول يمكن توسيعها إلى ثلاث أو أربع قنوات الطيفية.

Protocol

1. تربية الثقافات خنفساء ملاحظة: يتم تحديد الشروط القياسية باعتباره درجة حرارة الحضانة من 25 درجة مئوية، والرطوبة النسبية 70٪ في 12 ساعة مشرق / 12 ساعة دورة الظلام. لمزيد من المعلومات حول خنفساء تربية، تتوفر 64 الم…

Representative Results

يصف هذا البروتوكول في إطار تجريبي للتصوير مضان المعيشة أو ثابتة وملطخة الأجنة خنفساء مع LSFM. ويرجع ذلك إلى انخفاض مستويات الصورة تبيض والصور سمية، وهي نتيجة مباشرة لقدرتها باجتزاء البصرية، LSFM بشكل خاص مناسبة تماما لتصوير حي على المدى الطويل. …

Discussion

رقابة جودة

في فحوصات التصوير الحية، يجب أن تكون إجراءات إعداد وتسجيل غير الغازية، أي لا الميكانيكية والتعامل مع المواد الكيميائية (جمع، dechorionation و التركيب على حامل العينة) ولا تحميل الطاقة المتكاملة خلال الملاحظة أ…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نشكر سفين بلاث للدعم التقني. وكان خط المعدلة وراثيا، الدبقية الأزرق هدية عينية من جريجور بوشر (غوتنغن، ألمانيا). وقد تم تمويل هذا البحث من قبل الكتلة التميز فرانكفورت للالمجمعات ضخم (CEF-MC، EXC 115، المتحدث فولكر دوتشش) الممنوحة في جزء منه إلى EHKS في معهد BUCHMANN لعلوم الحياة الجزيئية (BMLS، مدير إنريكو شليف) في Goethe UNIVERSITAT فرانكفورت قبل جمعية الألمانية للبحوث (DFG).

Materials

full grain wheat flour Demeter e.V. 1.13E+08 US: whole wheat flour, UK: whole meal flour
405 fine wheat flour Demeter e.V. 1.13E+08 US: pastry flour, UK: soft flour
inactive dry yeast Flystuff / Genesee Scientific 62-106
phosphate-buffered saline (PBS), pH 7.4 Thermo Fisher Scientific 10010-023
sodium hypochlorite, ~12% active Cl Sigma Aldrich 425044-250ML Caution: sodium hypochlorite is corrosive
low-melt agarose Carl Roth 6351.2
6-well plate Orange Scientific 4430500
24-well plate Orange Scientific 4430300
glass capillaries, internal Ø 0.46 mm Brand GmbH + Co KG 7087 09
SYTOX Green Thermo Fisher Scientific 57020 Staining solution preparation is explained in Table 2
YOYO-1 Iodide Thermo Fisher Scientific Y3601 Staining solution preparation is explained in Table 2
BOBO-3 Iodide Thermo Fisher Scientific B3586 Staining solution preparation is explained in Table 2
Alexa Fluor 488 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A12379 Staining solution preparation is explained in Table 2
Alexa Fluor 546 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A22283 Staining solution preparation is explained in Table 2
sieve, 800 µm mesh size VWR International 200.025.222-051
sieve, 710 µm mesh size VWR International 200.025.222-050 for growth medium preparation (step 1.1)
sieve, 300 µm mesh size VWR International 200.025.222-040
sieve, 250 µm mesh size VWR International 200.025.222-038 for egg laying medium preparation (step 1.2)
glass dish, Ø 100 mm × 20 mm Sigma Aldrich CLS70165102
cell strainer, 100 µm mesh size BD Biosciences 352360
paint brush, head Ø 2 mm VWR International 149-2121
syringe, 1.0 ml B. Braun Medical AG 9166017V
scintillation vials Sigma Aldrich M1152-1000EA
paraformaldehyde Sigma Aldrich 158127 Caution: paraformaldehyde is toxic and corrosive
n-heptane ≥ 99% Carl Roth 8654.1 Caution: n-heptane is flammable and toxic
Triton X-100 Sigma Aldrich X100-100ML Caution: Trition X-100 is corrosive
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referenzen

  1. Brown, S. J., Denell, R. E., Beeman, R. W. Beetling around the genome. Genet. Res. 82, 155-161 (2003).
  2. Misof, B., et al. Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 346, 763-767 (2014).
  3. Tong, K. J., Duchêne, S., Ho, S. Y. W., Lo, N. INSECT PHYLOGENOMICS. Comment on “Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 349, 487 (2015).
  4. Kjer, K. M., et al. INSECT PHYLOGENOMICS. Response to Comment on “Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 349, 487 (2015).
  5. Klingler, M. Tribolium. Curr Biol. 14, 639-640 (2004).
  6. Savard, J., Marques-Souza, H., Aranda, M., Tautz, D. A segmentation gene in tribolium produces a polycistronic mRNA that codes for multiple conserved peptides. Cell. 126, 559-569 (2006).
  7. Yang, X., Zarinkamar, N., Bao, R., Friedrich, M. Probing the Drosophila retinal determination gene network in Tribolium (I): The early retinal genes dachshund, eyes absent and sine oculis. Dev. Biol. 333, 202-214 (2009).
  8. Peel, A. D. Forward genetics in Tribolium castaneum: opening new avenues of research in arthropod biology. J. Biol. 8, 106 (2009).
  9. Lynch, J. A., El-Sherif, E., Brown, S. J. Comparisons of the embryonic development of Drosophila, Nasonia, and Tribolium. Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol. 1, 16-39 (2012).
  10. Schröder, R., Jay, D. G., Tautz, D. Elimination of EVE protein by CALI in the short germ band insect Tribolium suggests a conserved pair-rule function for even skipped. Mech. Dev. 80, 191-195 (1999).
  11. Posnien, N., Schinko, J. B., Kittelmann, S., Bucher, G. Genetics, development and composition of the insect head–a beetle’s view. Arthropod Struct. Dev. 39, 399-410 (2010).
  12. Posnien, N., Koniszewski, N. D. B., Hein, H. J., Bucher, G. Candidate gene screen in the red flour beetle Tribolium reveals six3 as ancient regulator of anterior median head and central complex development. PLoS Genet. 7, 1002416 (2011).
  13. Angelini, D. R., Smith, F. W., Aspiras, A. C., Kikuchi, M., Jockusch, E. L. Patterning of the adult mandibulate mouthparts in the red flour beetle, Tribolium castaneum. Genetik. 190, 639-654 (2012).
  14. Coulcher, J. F., Telford, M. J. Cap’n’collar differentiates the mandible from the maxilla in the beetle Tribolium castaneum. Evodevo. 3, 25 (2012).
  15. Peel, A. D., et al. Tc-knirps plays different roles in the specification of antennal and mandibular parasegment boundaries and is regulated by a pair-rule gene in the beetle Tribolium castaneum. BMC Dev. Biol. 13, 25 (2013).
  16. Bucher, G., Klingler, M. Divergent segmentation mechanism in the short germ insect Tribolium revealed by giant expression and function. Development. 131, 1729-1740 (2004).
  17. Handel, K., Basal, A., Fan, X., Roth, S. Tribolium castaneum twist: gastrulation and mesoderm formation in a short-germ beetle. Dev. Genes Evol. 215, 13-31 (2005).
  18. Roth, S., Hartenstein, V. Development of Tribolium castaneum. Development Genes and Evolution. 218, 115-118 (2008).
  19. Schröder, R., Beermann, A., Wittkopp, N., Lutz, R. From development to biodiversity–Tribolium castaneum, an insect model organism for short germband development. Dev. Genes Evol. 218, 119-126 (2008).
  20. Sharma, R., Beermann, A., Schröder, R. The dynamic expression of extraembryonic marker genes in the beetle Tribolium castaneum reveals the complexity of serosa and amnion formation in a short germ insect. Gene Expr. Patterns. 13, 362-371 (2013).
  21. Benton, M. A., Pavlopoulos, A. Tribolium embryo morphogenesis: may the force be with you. Bioarchitecture. 4, 16-21 (2014).
  22. Horn, T., Hilbrant, M., Panfilio, K. A. Evolution of epithelial morphogenesis: phenotypic integration across multiple levels of biological organization. Front. Genet. 6, 303 (2015).
  23. Hilbrant, M., Horn, T., Koelzer, S., Panfilio, K. A. The beetle amnion and serosa functionally interact as apposed epithelia. Elife. 5, (2016).
  24. Jacobs, C. G. C. C., vander Zee, M. Immune competence in insect eggs depends on the extraembryonic serosa. Dev. Comp. Immunol. 41, 263-269 (2013).
  25. Jacobs, C. G. C., Spaink, H. P., vander Zee, M. The extraembryonic serosa is a frontier epithelium providing the insect egg with a full-range innate immune response. Elife. 3, (2014).
  26. Jacobs, C. G. C., Rezende, G. L., Lamers, G. E. M., vander Zee, M. The extraembryonic serosa protects the insect egg against desiccation. Proc. Biol. Sci. 280, 20131082 (2013).
  27. Lewis, D. L., DeCamillis, M., Bennett, R. L. Distinct roles of the homeotic genes Ubx and abd-A in beetle embryonic abdominal appendage development. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4504-4509 (2000).
  28. Beermann, A., et al. The Short antennae gene of Tribolium is required for limb development and encodes the orthologue of the Drosophila Distal-less protein. Development. , 287-297 (2001).
  29. Grossmann, D., Scholten, J., Prpic, N. -. M. Separable functions of wingless in distal and ventral patterning of the Tribolium leg. Dev. Genes Evol. 219, 469-479 (2009).
  30. Angelini, D. R., Smith, F. W., Jockusch, E. L. Extent With Modification: Leg Patterning in the Beetle Tribolium castaneum and the Evolution of Serial Homologs. G3. 2, 235-248 (2012).
  31. Grossmann, D., Prpic, N. -. M. Egfr signaling regulates distal as well as medial fate in the embryonic leg of Tribolium castaneum. Dev. Biol. 370, 264-272 (2012).
  32. . . Emerging Model Organisms: A Laboratory Manual, Volume 2. , (2010).
  33. Brown, S. J., Mahaffey, J. P., Lorenzen, M. D., Denell, R. E., Mahaffey, J. W. Using RNAi to investigate orthologous homeotic gene function during development of distantly related insects. Evol. Dev. 1, 11-15 (1999).
  34. Tomoyasu, Y., Denell, R. E. Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development. Dev. Genes Evol. 214, 575-578 (2004).
  35. Linz, D. M., Clark-Hachtel, C. M., Borràs-Castells, F., Tomoyasu, Y. Larval RNA interference in the red flour beetle, Tribolium castaneum. J. Vis. Exp. , e52059 (2014).
  36. Bucher, G., Scholten, J., Klingler, M. Parental RNAi in Tribolium (Coleoptera). Curr. Biol. 12, 85-86 (2002).
  37. Posnien, N., et al. RNAi in the red flour beetle (Tribolium). Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  38. Lorenzen, M. D., et al. piggyBac-mediated germline transformation in the beetle Tribolium castaneum. Insect Mol. Biol. 12, 433-440 (2003).
  39. Berghammer, A. J., Weber, M., Trauner, J., Klingler, M. Red flour beetle (Tribolium) germline transformation and insertional mutagenesis. Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  40. Pavlopoulos, A., Berghammer, A. J., Averof, M., Klingler, M. Efficient transformation of the beetle Tribolium castaneum using the Minos transposable element: quantitative and qualitative analysis of genomic integration events. Genetik. 167, 737-746 (2004).
  41. Gilles, A. F., Schinko, J. B., Averof, M. Efficient CRISPR-mediated gene targeting and transgene replacement in the beetle Tribolium castaneum. Development. 142, 2832-2839 (2015).
  42. Richards, S., et al. The genome of the model beetle and pest Tribolium castaneum. Nature. 452, 949-955 (2008).
  43. Kim, H. S., et al. BeetleBase in 2010: revisions to provide comprehensive genomic information for Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 38, 437-442 (2010).
  44. Stappert, D., Frey, N., von Levetzow, C., Roth, S. Genome-wide identification of Tribolium dorsoventral patterning genes. Development. 143, 2443-2454 (2016).
  45. Pavlek, M., Gelfand, Y., Plohl, M., Meštrović, N. Genome-wide analysis of tandem repeats in Tribolium castaneum genome reveals abundant and highly dynamic tandem repeat families with satellite DNA features in euchromatic chromosomal arms. DNA Res. 22, 387-401 (2015).
  46. Vlahović, I., Glunčić, M., Rosandić, M., Ugarković, &. #. 2. 7. 2. ;., Paar, V. Regular higher order repeat structures in beetle Tribolium castaneum genome. Genome Biol. Evol. , (2016).
  47. Keeling, C. I., et al. Draft genome of the mountain pine beetle, Dendroctonus ponderosae Hopkins, a major forest pest. Genome Biol. 14, 27 (2013).
  48. Vega, F. E., et al. Draft genome of the most devastating insect pest of coffee worldwide: the coffee berry borer, Hypothenemus hampei. Sci. Rep. 5, 12525 (2015).
  49. Cunningham, C. B., et al. The Genome and Methylome of a Beetle with Complex Social Behavior, Nicrophorus vespilloides (Coleoptera: Silphidae). Genome Biol. Evol. 7, 3383-3396 (2015).
  50. Meyer, J. M., et al. Draft Genome of the Scarab Beetle Oryctes borbonicus on La Réunion Island. Genome Biol. Evol. 8, 2093-2105 (2016).
  51. Trauner, J., et al. Large-scale insertional mutagenesis of a coleopteran stored grain pest, the red flour beetle Tribolium castaneum, identifies embryonic lethal mutations and enhancer traps. BMC Biol. 7, 73 (2009).
  52. Schmitt-Engel, C., et al. The iBeetle large-scale RNAi screen reveals gene functions for insect development and physiology. Nat. Commun. 6, 7822 (2015).
  53. Dönitz, J., et al. iBeetle-Base: a database for RNAi phenotypes in the red flour beetle Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 43, 720-725 (2015).
  54. Keller, P. J., Stelzer, E. H. K. Digital scanned laser light sheet fluorescence microscopy. Cold Spring Harb. Protoc. 2010, (2010).
  55. Weber, M., Huisken, J. Light sheet microscopy for real-time developmental biology. Curr. Opin. Genet. Dev. 21, 566-572 (2011).
  56. Stelzer, E. H. K. Light-sheet fluorescence microscopy for quantitative biology. Nat. Methods. 12, 23-26 (2015).
  57. Strobl, F., Stelzer, E. H. K. Non-invasive long-term fluorescence live imaging of Tribolium castaneum embryos. Development. , 1-8 (2014).
  58. Koniszewski, N. D. B., et al. The insect central complex as model for heterochronic brain development-background, concepts, and tools. Dev. Genes Evol. , (2016).
  59. Gualda, E. J., et al. OpenSpinMicroscopy: an open-source integrated microscopy platform. Nat. Methods. 10, 599-600 (2013).
  60. Pitrone, P. G., et al. OpenSPIM: an open-access light-sheet microscopy platform. Nat. Methods. 10, 598-599 (2013).
  61. Tomer, R., Khairy, K., Amat, F., Keller, P. J. Quantitative high-speed imaging of entire developing embryos with simultaneous multiview light-sheet microscopy. Nat. Methods. 9, 755-763 (2012).
  62. Krzic, U., Gunther, S., Saunders, T. E., Streichan, S. J., Hufnagel, L. Multiview light-sheet microscope for rapid in toto imaging. Nat. Methods. 9, 730-733 (2012).
  63. Chhetri, R. K., et al. Whole-animal functional and developmental imaging with isotropic spatial resolution. Nat. Methods. 12, 1171-1178 (2015).
  64. Brown, S. J., et al. The red flour beetle, Tribolium castaneum (Coleoptera): a model for studies of development and pest biology. Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  65. Strobl, F., Schmitz, A., Stelzer, E. H. K. Live imaging of Tribolium castaneum embryonic development using light-sheet-based fluorescence microscopy. Nat. Protoc. 10, 1486-1507 (2015).
  66. Engelbrecht, C. J., Stelzer, E. H. Resolution enhancement in a light-sheet-based microscope (SPIM). Opt. Lett. 31, 1477-1479 (2006).
  67. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).
  68. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).
  69. Pietzsch, T., Saalfeld, S., Preibisch, S., Tomancak, P. BigDataViewer: visualization and processing for large image data sets. Nat. Methods. 12, 481-483 (2015).
  70. Preibisch, S., Saalfeld, S., Schindelin, J., Tomancak, P. Software for bead-based registration of selective plane illumination microscopy data. Nat. Methods. 7, 418-419 (2010).
  71. Preibisch, S., et al. Efficient Bayesian-based multiview deconvolution. Nat. Methods. 11, 645-648 (2014).
  72. Amat, F., et al. Fast, accurate reconstruction of cell lineages from large-scale fluorescence microscopy data. Nat. Methods. 11, 951-958 (2014).
  73. Stegmaier, J., et al. Real-Time Three-Dimensional Cell Segmentation in Large-Scale Microscopy Data of Developing Embryos. Dev. Cell. 36, 225-240 (2016).
  74. Siebert, K. S., Lorenzen, M. D., Brown, S. J., Park, Y., Beeman, R. W. Tubulin superfamily genes in Tribolium castaneum and the use of a Tubulin promoter to drive transgene expression. Insect Biochem. Mol. Biol. 38, 749-755 (2008).
  75. Greger, K., Swoger, J., Stelzer, E. H. K. Basic building units and properties of a fluorescence single plane illumination microscope. Rev. Sci. Instrum. 78, 23705 (2007).
  76. El-Sherif, E., Averof, M., Brown, S. J. A segmentation clock operating in blastoderm and germband stages of Tribolium development. Development. , (2012).
  77. Panfilio, K. a., Oberhofer, G., Roth, S. High plasticity in epithelial morphogenesis during insect dorsal closure. Biol. Open. 2, 1108-1118 (2013).
  78. Koelzer, S., Kölsch, Y., Panfilio, K. A. Visualizing late insect embryogenesis: extraembryonic and mesodermal enhancer trap expression in the beetle Tribolium castaneum. PLoS One. 9, 103967 (2014).
  79. Nakamoto, A., et al. Changing cell behaviours during beetle embryogenesis correlates with slowing of segmentation. Nat. Commun. 6, 6635 (2015).
  80. Horn, T., Panfilio, K. A. Novel functions for Dorsocross in epithelial morphogenesis in the beetle Tribolium castaneum. Development. 143, 3002-3011 (2016).
  81. Benton, M. A., Akam, M., Pavlopoulos, A. Cell and tissue dynamics during Tribolium embryogenesis revealed by versatile fluorescence labeling approaches. Development. 140, 3210-3220 (2013).
  82. van der Zee, M., et al. Innexin7a forms junctions that stabilize the basal membrane during cellularization of the blastoderm in Tribolium castaneum. Development. 142, 2173-2183 (2015).
  83. Macaya, C. C., Saavedra, P. E., Cepeda, R. E., Nuñez, V. A., Sarrazin, A. F. A Tribolium castaneum whole-embryo culture protocol for studying the molecular mechanisms and morphogenetic movements involved in insect development. Dev. Genes Evol. 226, 53-61 (2016).
  84. Sarrazin, A. F., Peel, A. D., Averof, M. A Segmentation Clock with Two-Segment Periodicity in Insects. Science. 336, 338-341 (2012).
  85. Nollmann, F. I., et al. A photorhabdus natural product inhibits insect juvenile hormone epoxide hydrolase. Chembiochem. 16, 766-771 (2015).
  86. Strobl, F., Stelzer, E. H. Long-term fluorescence live imaging of Tribolium castaneum embryos: principles, resources, scientific challenges and the comparative approach. Curr. Opin. Insect Sci. 18, 17-26 (2016).
  87. Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Digital scanned laser light-sheet fluorescence microscopy (DSLM) of zebrafish and Drosophila embryonic development. Cold Spring Harb. Protoc. 2011, 1235-1243 (2011).
  88. Reynaud, E. G., Peychl, J., Huisken, J., Tomancak, P. Guide to light-sheet microscopy for adventurous biologists. Nat. Methods. 12, 30-34 (2015).
  89. Cerny, A. C., Bucher, G., Schröder, R., Klingler, M. Breakdown of abdominal patterning in the Tribolium Krüppel mutant jaws. Development. 132, (2005).
  90. Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Reconstruction of zebrafish early embryonic development by scanned light sheet microscopy. Science. 322, 1065-1069 (2008).
  91. Sulston, I. A., Anderson, K. V. Embryonic patterning mutants of Tribolium castaneum. Development. 122, (1996).
  92. Berghammer, A., Bucher, G., Maderspacher, F., Klingler, M. A system to efficiently maintain embryonic lethal mutations in the flour beetle Tribolium castaneum. Dev. Genes Evol. 209, 382-389 (1999).
  93. Brown, S., et al. Implications of the Tribolium Deformed mutant phenotype for the evolution of Hox gene function. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4510 (2000).
  94. Wu, Y., et al. Inverted selective plane illumination microscopy (iSPIM) enables coupled cell identity lineaging and neurodevelopmental imaging in Caenorhabditis elegans. Proc. Natl. Acad. Sci. 108, 17708-17713 (2011).
  95. Kumar, A., et al. Dual-view plane illumination microscopy for rapid and spatially isotropic imaging. Nat. Protoc. 9, 2555 (2014).
  96. McGorty, R., et al. Open-top selective plane illumination microscope for conventionally mounted specimens. Opt. Express. 23, 16142-16153 (2015).
  97. Amat, F., et al. Efficient processing and analysis of large-scale light-sheet microscopy data. Nat. Protoc. 10, 1679-1696 (2015).
  98. Shcherbakova, D. M., Verkhusha, V. V. Near-infrared fluorescent proteins for multicolor in vivo imaging. Nat. Methods. 10, 751-754 (2013).
  99. Supatto, W., McMahon, A., Fraser, S. E., Stathopoulos, A. Quantitative imaging of collective cell migration during Drosophila gastrulation: multiphoton microscopy and computational analysis. Nat. Protoc. 4, 1397-1412 (2009).
  100. Royer, L. A., et al. Adaptive light-sheet microscopy for long-term, high-resolution imaging in living organisms. Nat. Biotechnol. , (2016).
  101. Keller, P. J., et al. Fast, high-contrast imaging of animal development with scanned light sheet-based structured-illumination microscopy. Nat. Methods. 7, 637-642 (2010).
  102. Caroti, F., Urbansky, S., Wosch, M., Lemke, S. Germ line transformation and in vivo labeling of nuclei in Diptera: report on Megaselia abdita (Phoridae) and Chironomus riparius (Chironomidae). Dev. Genes Evol. 225, 179-186 (2015).
  103. Handler, A. M. Use of the piggyBac transposon for germ-line transformation of insects. Insect Biochem. Mol. Biol. 32, 1211-1220 (2002).
  104. Schulte, C., Theilenberg, E., Müller-Borg, M., Gempe, T., Beye, M. Highly efficient integration and expression of piggyBac-derived cassettes in the honeybee (Apis mellifera). Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111, 9003-9008 (2014).
  105. Tamura, T., et al. Germline transformation of the silkworm Bombyx mori L. using a piggyBac transposon-derived vector. Nat. Biotechnol. 18, 81-84 (2000).
  106. Marcus, J. M., Ramos, D. M., Monteiro, A. Germline transformation of the butterfly Bicyclus anynana. Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 271, 263-265 (2004).
  107. Catteruccia, F., et al. Stable germline transformation of the malaria mosquito Anopheles stephensi. Nature. 405, 959-962 (2000).
  108. Grossman, G. L., et al. Germline transformation of the malaria vector, Anopheles gambiae, with the piggyBac transposable element. Insect Mol. Biol. 10, 597-604 (2001).
  109. Labbé, G. M. C., Nimmo, D. D., Alphey, L. piggybac- and PhiC31-mediated genetic transformation of the Asian tiger mosquito Aedes albopictus (Skuse). PLoS Negl. Trop. Dis. 4, 788 (2010).
  110. Patel, N. H. It’s a bug’s life. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4442-4444 (2000).

Tags

Light Sheet-based Fluorescence MicroscopyTribolium CastaneumEmbryo DevelopmentNoninvasive ObservationCell MigrationCell ProliferationAgarose ColumnAgarose HemisphereSample ChamberPhotobleachingPhototoxicity

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Diesen Artikel zitieren
Strobl, F., Klees, S., Stelzer, E. H. K. Light Sheet-based Fluorescence Microscopy of Living or Fixed and Stained Tribolium castaneum Embryos. J. Vis. Exp. (122), e55629, doi:10.3791/55629 (2017).
Zitat herunterladen
Nachdrucke und Berechtigungen

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image