Summary

Длительная инкубация Острый нейронную ткань для электрофизиологии и кальций-изображений

Published: February 15, 2017
doi:

Summary

После удаления из организма, нервной ткани в значительной степени зависит от условий окружающей среды, что приводит к возможному ухудшению ткани после того, как 6 – 8 ч. Используя уникальный метод инкубации, который внимательно следит и регулирует внеклеточный среду ткани, жизнеспособность тканей может быть значительно расширена в течение> 24 ч.

Abstract

Острые препараты нервной ткани, мозг ломтиками и Wholemount сетчатки глаза, как правило, может сохраняться только в течение 6 – 8 ч после рассечения. Это ограничивает время эксперимента, а также увеличивает количество животных, которые используются в исследовании. Это ограничение конкретно влияет на протоколы, такие как изображения кальция, которые требуют длительной предварительной инкубации с ванной-прикладному красителей. Экспоненциальный рост бактерий в течение 3 – 4 ч после того, как нарезка тесно коррелировало с уменьшением здоровья ткани. В данном исследовании описан способ ограничения распространения бактерий в острых препаратах для поддержания жизнеспособных невральной ткани в течение длительного периода времени (> 24 ч) без необходимости антибиотиков, стерильных процедур или тканевой культуральной среде, содержащей факторы роста. Велосипедным внеклеточную жидкость через УФ-облучения и поддержание ткани в пользовательской удерживающей камере при 15 – 16 ° С, ткань не показывает никакой разницы в электрофизиологических свойств, или си кальцияgnaling через внутриклеточных красители кальция в> 24 ч postdissection. Эти методы не только продлить время эксперимента для тех, кто использует острый невральной ткани, но уменьшит количество животных, необходимых для завершения экспериментальных целей, и устанавливает золотой стандарт для профилактики острой инкубации нервной ткани.

Introduction

Электрофизиологии и функциональной визуализации (кальций, напряжение чувствительных красителей) являются одними из наиболее часто используемых экспериментальных методик в области неврологии. Мозговые препараты срезов и Wholemount сетчатки глаза, который будет рассмотрен здесь, служат средством изучения электрофизиологических свойств и синаптические соединения без загрязнения от анестетиков или мышечных релаксантов. Мозговые срезы и сетчатки глаза Wholemount сохраняют свою структурную целостность, в отличие от культур клеток или гомогенатах, что позволяет изучение конкретных цепей и сетей мозга 1. Записи из изолированной ткани имеют преимущества по сравнению с записями в естественных условиях , как движений , связанных с сердцебиением и дыханием устраняются. Кроме того, прямая визуализация позволяет определенные классы ячеек для адресных и местное применение фармакологических средств 2, 3.

Патч-зажим записи и известковоНМУ краситель загрузкой в ​​Wholemount сетчатки глаза осложняется наличием внутренней ограничивающей мембраны (ILM), который покрывает слой ганглиозных клеток сетчатки (ГКС) и предотвращает прямой доступ к клеткам. Как правило, эта мембрана разгреб со стеклянной пипеткой для прямого применения заплатки пипеткой и формирования gigaohm печатью на одной ячейке. Кроме того, ванны с нанесенным красители кальция не пересекают ILM и либо должен быть введен под этой мембраной 4, ретроградно транспортируются после инъекции в зрительный нерв 5 или электропорации через ткань 6. Кроме того, при использовании грызуна модель пигментный ретинит, то й / й мышь, ILM толще и более непроницаемой. Здесь мы используем технику для удаления ILM с ферментативным расщеплением 7, чтобы обеспечить как вездесущий кальция краситель-налива, а также прямой доступ к ганглиозных клеток сетчатки для патч-зажим recordiNGS 8.

Успешные записи либо из срезов головного мозга или Wholemount сетчатки зависят от рассечения и инкубации жизнеспособной нервной ткани. Как правило, ткань извлекают утром эксперимента и инкубируют в искусственной цереброспинальной жидкости (ACSF) до тех пор, пока используется для записей. Как правило, ткань остается жизнеспособной в течение 6 – 8 ч, со значительным ухудшением следующего временного окна. Тем не менее, оба срезах мозга и Wholemount препараты сетчатке обычно производят больше ткани, чем может быть записан с в течение этого короткого периода времени. Следовательно, ткань часто отбрасываются в конце дня и рассечение завершается снова в последующие дни. Это означает, что используется другое животное и ~ 2 ч установки и рассечение / окрашивания повторяется. Следующий протокол описан способ продления срока службы нервной ткани в течение более 24 ч, а это означает меньше животных используются, и более экспериментальное время доступно. Ткань жизнеспособность шкак оценено посредством записи электрофизиологических свойств и динамики кальция, и эти свойства были неотличимы от <4 ч и> 24 ч postdissection.

Эти результаты указывают на то, что не только единичные свойства ячеек нетронутыми и функциональный после длительной инкубации, но сетевую активность, как оценено с помощью кальций-визуализации и Электрофизиологические записи, неизменна> 24 ч postdissection. Кроме того, показано, что красители кальция может оставаться в клетках в течение длительных периодов, не вызывая каких-либо отрицательных последствий. Применение этого протокола свидетельствует о том, что функциональная активность нейронов в острой нервной ткани может сохраняться в течение длительного времени после того, как внешняя среда сильно регулируется. Кроме того, как жизнеспособность тканей очень широк и варьируется между лабораториями в связи с различными протоколами инкубации, этот метод устанавливает золотой стандарт для идеальных параметров, которые должны применяться для снижения изменчивости в здоровье острого NeuRonal ткани.

Protocol

Протокол ниже описывает получение C57BL / 6 и С3Н / Он (retinally вырожденный) мыши нервной ткани, но подобные методы могут быть применены к другим видам. Все животные были здоровы и обработаны с помощью стандартных условиях температуры, влажности, 12 ч цикл свет / темнота, свободный доступ к пище и воде, а так?…

Representative Results

Жесткое регулирование бактериальной нагрузки и температуры ACSF во время инкубации имеет важное значение для поддержания жизнеспособности нервной ткани. Это может быть оптимизировано с помощью облучения UVC света и поддержания температуры ACSF при 15 – 16 ° С (рисунок 1)…

Discussion

В данной статье описывается способ инкубации продлить жизнеспособность острой нервной ткани для работы с изображениями и электрофизиологических экспериментов, тем самым снижая число животных, необходимых для завершения экспериментальных целей. Два основных процесса определяют уху…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank Colin Symons and James Wright for technical assistance. This work was supported by seed funding grant (WSU) to Y.B. and the innovation office at Western Sydney University. M.C. is supported by ARC fellowship (DECRA).

Materials

Sodium Chloride Sigma Aldrich VETEC V800372
Potassium chloride Sigma Aldrich P9333
N-Methyl-D-glucamine Sigma Aldrich M2004 
D-glucose Sigma Aldrich G5767
Sodium bicarbonate Sigma Aldrich S6014
Sodium phosphate monobasic Sigma Aldrich S2554
Magnesium chloride Sigma Aldrich M9272 
Calcium chloride  Sigma Aldrich 223506
Papain Dissociation System Worthington  LK003150
Dimethyl sulfoxide anhydrous Sigma Aldrich 276855
Pluronic F-127 Low UV absorbance* Life technologies P-6867 20% solution in DMSO 
Fura-2 AM   Anaspec 84017
Fluo-4 AM   Life Technologies F23917
Fluo-8 AM Abcam Ab142773
Vibrating blade microtome  Leica Biosystem VT1200 S Equiped with Leica’s Vibrocheck™ measurement device 
Antivibration table Kinetic Systems Vibraplane  Vibraplane 9100/9200 
Fixed Stage Upright Microscope Olympus BX51WI 
Microscope Objective Olympus XLUMPlanFLN 20x/1.00w 20X 
Microscope Objective Olympus LUMPlanFLN 60x/1.00w 60X
CCD Camera Andor Ixon +
High speed wavelength switcher Sutter instrument Lambda DG-4 
Patch clamp amplifier Molecular Devices MultiClamp 700B
Data acquisition system Molecular Devices Digidata 1440A Axon Digidata® System
Borosilicate glass capillaries Sutter Instrument Co BF150-86-10
Microelectrode puller Sutter Instrument Co P-97 Flaming/Brown type micropipette puller
Recording/perfusion chamber Warner Instruments RC-40LP Low Profile Open Bath Chambers
Software Molecular Devices pClamp 10.2
Andor iQ Live Cell Imaging Software Andor Andor iQ3
Braincubator Payo Scientific BR26021976 www.braincubator.com.au
Peltier-Thermoelectric Cold Plate Cooler TE Technology CP-121
Temperature Controller TE Technology TC-36-25 RS232

Referenzen

  1. Colbert, C. M. Preparation of cortical brain slices for electrophysiological recording. Meth mol biol. 337, 117-125 (2006).
  2. Gibb, A., Edwards, F. Patch clamp recording from cells in sliced tissues. Microelect Techniq. , 255-274 (1994).
  3. Kantevari, S., Buskila, Y., Ellis-Davies, G. C. R. Synthesis and characterization of cell-permeant 6-nitrodibenzofuranyl-caged IP3. Photochem photobiol sci. 11 (3), 508-513 (2012).
  4. Blankenship, A. G., et al. Synaptic and Extrasynaptic Factors Governing Glutamatergic Retinal Waves. Neuron. 62 (2), 230-241 (2009).
  5. Sargoy, A., Barnes, S., Brecha, N. C., Perez De Sevilla Muller, L. Immunohistochemical and Calcium Imaging Methods in Wholemount Rat Retina. J Vis Exp. (92), e51396 (2014).
  6. Kulkarni, M., et al. Imaging Ca2+ dynamics in cone photoreceptor axon terminals of the mouse retina. J Vis Exp. (99), e52588 (2015).
  7. Velte, T. J., Masland, R. H. Action potentials in the dendrites of retinal ganglion cells. J neurophysiol. 81 (3), 1412-1417 (1999).
  8. Cameron, M., et al. Calcium imaging of AM dyes following prolonged incubation in acute neuronal tissue. PLoS ONE. 11 (5), (2016).
  9. Buskila, Y., Morley, J. W., Tapson, J., van Schaik, A. The adaptation of spike backpropagation delays in cortical neurons. Front Cell Neurosci. 7, (2013).
  10. Breen, P. P., Buskila, Y. Braincubator: An incubation system to extend brain slice lifespan for use in neurophysiology. Eng Med Biol Soc. , 4864-4867 (2014).
  11. Buskila, Y., Breen, P., Wright, J. Device for storing a tissue sample. WIPO Patent. , (2015).
  12. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Sci Rep. 4, 4-10 (2014).
  13. Buskila, Y., Farkash, S., Hershfinkel, M., Amitai, Y. Rapid and reactive nitric oxide production by astrocytes in mouse neocortical slices. Glia. 52 (3), 169-176 (2005).
  14. Barreto-Chang, O. L., Dolmetsch, R. E. Calcium imaging of cortical neurons using Fura-2 AM. J Vis Exp. (23), e3-e5 (2009).
  15. Buskila, Y., et al. Enhanced Astrocytic Nitric Oxide Production and Neuronal Modifications in the Neocortex of a NOS2 Mutant Mouse. PLoS ONE. 2 (9), 9 (2007).
  16. Russell, W. M. S., Burch, R. L. . The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Cameron, M. A., Kekesi, O., Morley, J. W., Bellot-Saez, A., Kueh, S., Breen, P., van Schaik, A., Tapson, J., Buskila, Y. Prolonged Incubation of Acute Neuronal Tissue for Electrophysiology and Calcium-imaging. J. Vis. Exp. (120), e55396, doi:10.3791/55396 (2017).

View Video