После удаления из организма, нервной ткани в значительной степени зависит от условий окружающей среды, что приводит к возможному ухудшению ткани после того, как 6 – 8 ч. Используя уникальный метод инкубации, который внимательно следит и регулирует внеклеточный среду ткани, жизнеспособность тканей может быть значительно расширена в течение> 24 ч.
Острые препараты нервной ткани, мозг ломтиками и Wholemount сетчатки глаза, как правило, может сохраняться только в течение 6 – 8 ч после рассечения. Это ограничивает время эксперимента, а также увеличивает количество животных, которые используются в исследовании. Это ограничение конкретно влияет на протоколы, такие как изображения кальция, которые требуют длительной предварительной инкубации с ванной-прикладному красителей. Экспоненциальный рост бактерий в течение 3 – 4 ч после того, как нарезка тесно коррелировало с уменьшением здоровья ткани. В данном исследовании описан способ ограничения распространения бактерий в острых препаратах для поддержания жизнеспособных невральной ткани в течение длительного периода времени (> 24 ч) без необходимости антибиотиков, стерильных процедур или тканевой культуральной среде, содержащей факторы роста. Велосипедным внеклеточную жидкость через УФ-облучения и поддержание ткани в пользовательской удерживающей камере при 15 – 16 ° С, ткань не показывает никакой разницы в электрофизиологических свойств, или си кальцияgnaling через внутриклеточных красители кальция в> 24 ч postdissection. Эти методы не только продлить время эксперимента для тех, кто использует острый невральной ткани, но уменьшит количество животных, необходимых для завершения экспериментальных целей, и устанавливает золотой стандарт для профилактики острой инкубации нервной ткани.
Электрофизиологии и функциональной визуализации (кальций, напряжение чувствительных красителей) являются одними из наиболее часто используемых экспериментальных методик в области неврологии. Мозговые препараты срезов и Wholemount сетчатки глаза, который будет рассмотрен здесь, служат средством изучения электрофизиологических свойств и синаптические соединения без загрязнения от анестетиков или мышечных релаксантов. Мозговые срезы и сетчатки глаза Wholemount сохраняют свою структурную целостность, в отличие от культур клеток или гомогенатах, что позволяет изучение конкретных цепей и сетей мозга 1. Записи из изолированной ткани имеют преимущества по сравнению с записями в естественных условиях , как движений , связанных с сердцебиением и дыханием устраняются. Кроме того, прямая визуализация позволяет определенные классы ячеек для адресных и местное применение фармакологических средств 2, 3.
Патч-зажим записи и известковоНМУ краситель загрузкой в Wholemount сетчатки глаза осложняется наличием внутренней ограничивающей мембраны (ILM), который покрывает слой ганглиозных клеток сетчатки (ГКС) и предотвращает прямой доступ к клеткам. Как правило, эта мембрана разгреб со стеклянной пипеткой для прямого применения заплатки пипеткой и формирования gigaohm печатью на одной ячейке. Кроме того, ванны с нанесенным красители кальция не пересекают ILM и либо должен быть введен под этой мембраной 4, ретроградно транспортируются после инъекции в зрительный нерв 5 или электропорации через ткань 6. Кроме того, при использовании грызуна модель пигментный ретинит, то й / й мышь, ILM толще и более непроницаемой. Здесь мы используем технику для удаления ILM с ферментативным расщеплением 7, чтобы обеспечить как вездесущий кальция краситель-налива, а также прямой доступ к ганглиозных клеток сетчатки для патч-зажим recordiNGS 8.
Успешные записи либо из срезов головного мозга или Wholemount сетчатки зависят от рассечения и инкубации жизнеспособной нервной ткани. Как правило, ткань извлекают утром эксперимента и инкубируют в искусственной цереброспинальной жидкости (ACSF) до тех пор, пока используется для записей. Как правило, ткань остается жизнеспособной в течение 6 – 8 ч, со значительным ухудшением следующего временного окна. Тем не менее, оба срезах мозга и Wholemount препараты сетчатке обычно производят больше ткани, чем может быть записан с в течение этого короткого периода времени. Следовательно, ткань часто отбрасываются в конце дня и рассечение завершается снова в последующие дни. Это означает, что используется другое животное и ~ 2 ч установки и рассечение / окрашивания повторяется. Следующий протокол описан способ продления срока службы нервной ткани в течение более 24 ч, а это означает меньше животных используются, и более экспериментальное время доступно. Ткань жизнеспособность шкак оценено посредством записи электрофизиологических свойств и динамики кальция, и эти свойства были неотличимы от <4 ч и> 24 ч postdissection.
Эти результаты указывают на то, что не только единичные свойства ячеек нетронутыми и функциональный после длительной инкубации, но сетевую активность, как оценено с помощью кальций-визуализации и Электрофизиологические записи, неизменна> 24 ч postdissection. Кроме того, показано, что красители кальция может оставаться в клетках в течение длительных периодов, не вызывая каких-либо отрицательных последствий. Применение этого протокола свидетельствует о том, что функциональная активность нейронов в острой нервной ткани может сохраняться в течение длительного времени после того, как внешняя среда сильно регулируется. Кроме того, как жизнеспособность тканей очень широк и варьируется между лабораториями в связи с различными протоколами инкубации, этот метод устанавливает золотой стандарт для идеальных параметров, которые должны применяться для снижения изменчивости в здоровье острого NeuRonal ткани.
В данной статье описывается способ инкубации продлить жизнеспособность острой нервной ткани для работы с изображениями и электрофизиологических экспериментов, тем самым снижая число животных, необходимых для завершения экспериментальных целей. Два основных процесса определяют уху…
The authors have nothing to disclose.
We thank Colin Symons and James Wright for technical assistance. This work was supported by seed funding grant (WSU) to Y.B. and the innovation office at Western Sydney University. M.C. is supported by ARC fellowship (DECRA).
Sodium Chloride | Sigma Aldrich VETEC | V800372 | |
Potassium chloride | Sigma Aldrich | P9333 | |
N-Methyl-D-glucamine | Sigma Aldrich | M2004 | |
D-glucose | Sigma Aldrich | G5767 | |
Sodium bicarbonate | Sigma Aldrich | S6014 | |
Sodium phosphate monobasic | Sigma Aldrich | S2554 | |
Magnesium chloride | Sigma Aldrich | M9272 | |
Calcium chloride | Sigma Aldrich | 223506 | |
Papain Dissociation System | Worthington | LK003150 | |
Dimethyl sulfoxide anhydrous | Sigma Aldrich | 276855 | |
Pluronic F-127 Low UV absorbance* | Life technologies | P-6867 | 20% solution in DMSO |
Fura-2 AM | Anaspec | 84017 | |
Fluo-4 AM | Life Technologies | F23917 | |
Fluo-8 AM | Abcam | Ab142773 | |
Vibrating blade microtome | Leica Biosystem | VT1200 S | Equiped with Leica’s Vibrocheck™ measurement device |
Antivibration table | Kinetic Systems Vibraplane | Vibraplane 9100/9200 | |
Fixed Stage Upright Microscope | Olympus | BX51WI | |
Microscope Objective | Olympus | XLUMPlanFLN 20x/1.00w | 20X |
Microscope Objective | Olympus | LUMPlanFLN 60x/1.00w | 60X |
CCD Camera | Andor | Ixon + | |
High speed wavelength switcher | Sutter instrument | Lambda DG-4 | |
Patch clamp amplifier | Molecular Devices | MultiClamp 700B | |
Data acquisition system | Molecular Devices | Digidata 1440A | Axon Digidata® System |
Borosilicate glass capillaries | Sutter Instrument Co | BF150-86-10 | |
Microelectrode puller | Sutter Instrument Co | P-97 | Flaming/Brown type micropipette puller |
Recording/perfusion chamber | Warner Instruments | RC-40LP | Low Profile Open Bath Chambers |
Software | Molecular Devices | pClamp 10.2 | |
Andor iQ Live Cell Imaging Software | Andor | Andor iQ3 | |
Braincubator | Payo Scientific | BR26021976 | www.braincubator.com.au |
Peltier-Thermoelectric Cold Plate Cooler | TE Technology | CP-121 | |
Temperature Controller | TE Technology | TC-36-25 RS232 |