Использование метода рукав в мышиной модели аортальной трансплантации - обучающее видео
Summary
Мы представляем ортотопическая аорты трансплантации модель с помощью метода рукав мышей. Это очень быстрое анастомоза метод, который может использоваться в исследованиях сосудистых заболеваний.
Abstract
Ортотопическая аорты трансплантации с использованием метода рукав уменьшает повреждения в аорту с отказов лишь 10-20%. Время для анастомозируют аорты у мышей с использованием метода рукав был короткий и простой в среднем 20 минут, позволяя исследования iso/Алло графтов. Следующей статье описывается процедура трансплантации аорты, используемая в нашей лаборатории. Мышей были под наркозом с смесь изофлюрановая объем 1,5% и 100% кислорода через маску. На данный момент, сегмент между почечных артерий и его бифуркации аорты была отделена от верхней полой вены, свободно подготовлен и clampedat проксимальных и дистальных сегментах с одной Шелковый шов. До удаления аорты физиологический раствор, содержащий гепарина было впрыснуто в нижней полой вены. Затем был сокращен аорты между зажимами и физиологическим Гепарин раствор была использована для промойте просвет. Рукав технику с Мононить швы было использовано для пересадки брюшной аорты в положении ортотопическая.
Introduction
Как указывалось в предыдущем исследовании, большое внимание было уделено мышиных трансплантации аорты модели, допускающие дискриминацию между конкретными сосудистой ответы, вызванные трансплантата, сам и некоторых системных факторов, связанных с окружающей средой АРТЕРИОГЕННОЙ 1 , 2 , 3. основным фактором, который играет решающую роль здесь является наличие Выбивное и трансгенных мышей. Их участие в такой модели дает возможность выявления и определения новых патофизиологические пути, связанные с развитием дегенеративные заболевания сосудов, таких как атеросклероз и аневризмы формирования4, 5.
Стоит отметить, что во время прививки внутренней ишемии/реперфузии может появиться травмы для судов, предназначенных для пересадки. Таким образом нельзя исключить возникновение конкретных проблем с трансплантата целостности или неожиданный воспалительная реакция в послеоперационный период возможно исключающих патофизиологических изменений в дегенеративные заболевания сосудов3 ,4,5,6,7. Рукав анастомоза альтернативный метод конца в конец для артериальной анастомоза с диаметром менее одного миллиметра судов и успешно применяется в почечной и сердечной трансплантации в крыс, которая впоследствии была адаптирована для аорты Пересадка в мышей, Dambrin и др. 8 , 9 , 10 , 11.
Аорты ущерб, используя метод трансплантации рукав свернуто с очень низкой технической отказов, из-за его в среднем длится всего 20 минут. Наши предыдущие результаты продемонстрировали отличные функциональные и структурные свойства isograft в естественных условиях после трансплантации, используя технику рукав1. Dambrin et al. описывают, что после короткой кривой обучения успеха было свыше 78%10. Осложнений, таких как тромбоз редки, например Энгельбрехт et al. не наблюдали тромбоз, используя технику рукав в почечной трансплантации в крыса8.
Мышиных трансплантации аорты модель с рукавом анастомозов является быстрый и простой инструмент для изучения реакции iso/аллотрансплантата в трансплантированы судна. Это видео демонстрирует процедуру трансплантации аорты, проведенные в нашей лаборатории. Эта модель пересадки могут быть полезны в определении основных патологических механизмов дегенеративные заболевания сосудов и может способствовать дальнейшей оценки молекулярной и фармакологического вмешательства12.
Protocol
Representative Results
Discussion
До этого исследования различных других трансплантации модели мышей были тщательно проанализированы3,6,7,10,,1314. Модели аортальной трансплантации, с использованием метода рукав с изменениями, Dambrin et al. был выбран как это соответствует нашим критериям и показали высокую надежность рукав анастомоза по сравнению с обычными end-to-end шовные методы 1 , 10.
Эта техника выгодно во многих отношениях с кросс зажим время значительно сократилось минимизации ущерба в аорту во время операции. Низкая заболеваемость тромбоза было отмечено в дополнение к избегая потенциальных несоответствие калибра судна между донором и получателем. Приведенные выше замечания делают этот метод хорошо подходит для исследования сосудистых заболеваний аорты трансплантации в мышей.
В последовавшем исследовании, в котором УЗИ проводилось 8 недель после пересадки существенных изменений не были обнаружены. Это подтвердил предположения, что любой ущерб в аорту во время операции будет минимальным1.
Прививочных процедуры, представленные в этой статье гарантии не нарушения целостности трансплантата и его функции. Таким образом можно сделать вывод о том, что эта модель экспериментальной трансплантации может служить ценным инструментом для будущих молекулярной и фармакологические исследования дегенеративных судна заболевания в генной инженерии мышей.
Мы считаем, что видео руководство может функционировать в качестве учебных материалов, иллюстрирующих использование этой простой модели артерио артериальная и что она будет способствовать дальнейшей плодотворные дискуссии по многим важным вопросам в сосудистой патологии. Этот метод очень быстрое анастомоза может использоваться для изучения сосудистого заболевания в генной инженерии мышей. Он может также использоваться как модификация модели аневризмы, в сочетании с трансплантацией.
Во время процедуры являются критическими точками. Размещение шовный материал сам является наиболее важным этапом. Хирург должен заботиться, чтобы избежать любых кручения аорты по надлежащему применению доноров и получателей. Зажимы, тщательно удаляются после осмотра анастомоза. Дистальная зажим, всегда должны быть освобождены сначала обусловило проведение стены вместе до выпуска проксимальной стороне низкого давления. Следствие не должным образом после последовательность выпуска будет кровотечение.
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Мы хотели бы поблагодарить Вечорек Roma и Питер Kurdybacha за их прекрасную редактирования помощь и Леон Decker и Uli Heuter за их прекрасную техническую помощь.
Materials
| Halsey Needle Holder | Fine Science Tools | 12001-13 | |
| Dumont #5-45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #5 Forceps – | Fine Science Tools | 11254-20 | |
| Lexer-Baby Scissors | Fine Science Tools | 14079-10 | |
| Castroviejo Micro Needle Holder | Fine Science Tools | 12060-01 | |
| Vannas Scissors | Aesculap, Germany | Typ OC498R | |
| Castroviejo Suture Forceps | Geuder, Germany | 19015 | |
| 6-0 silk black (Silk) | Deknatel, Research Triangle Park NC, USA | 18020-60- FST | |
| 11-0 monofilament (Ethilon) | Ethicon, Norderstedt, Germany | EH7438G | |
| 3-0 polyglycolic acid suture (Serafit) | Serag-Wiessner, Naila, Germany | 60203214 | |
| Isofluorane | Any genericon | ||
| Heparin | Any genericon | ||
| 0.9% saline | Any genericon | ||
| Buprenorphine | Any genericon | ||
| Bepanthene eye and nose cream | Bayer, Germany | ||
| Microscop | Zeiss | Opmi MDO/S5 | |
| Vaporiser | Eickemeyer | TEC3 | |
| Ultrasound | Vevo, Canada | 770,2100 |
Referenzen
- Rowinska, Z., et al. Non- invasive in vivo analysis of a murine aortic graft using high resolution ultrasound microimaging. Eur J Radiol. 81 (2), 244-249 (2012).
- Daugherty, A. Mouse models of atherosclerosis. Am J Med Sci. 323 (1), 3-10 (2002).
- Xu, Q. Mouse models of arteriosclerosis: from arterial injuries to vascular grafts. Am J Pathol. 165 (1), 1-10 (2004).
- Daugherty, A., Cassis, L. A. Mouse models of abdominal aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc .Biol. 24 (3), 429-434 (2004).
- Zernecke, A., Shagdarsuren, E., Weber, C. Chemokines in atherosclerosis: an update. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (11), 1897-1908 (2008).
- Chereshnev, I., et al. Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation. J Surg Res. 111 (2), 171-176 (2003).
- Koulack, J., McAlister, V. C., Giacomantonio, C. A., Bitter-Suermann, H., MacDonald, A. S., Lee, T. D. Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection. Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).
- Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. New rapid technique for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).
- Baxter, K., Hao, P. M., Howden, B. O., Saunder, A., Jablonski, P. Modified technique of abdominal heart transplantation in the rat. J Heart Lung Transplant. 17 (11), 1057-1064 (1998).
- Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis. J Heart Lung Transplant. 18 (10), 946-951 (1999).
- Siemionow, M. Histopathology of microarterial anastomoses: end-to-end versus end-in-end (sleeve) technique. J Hand Surg Am. 15, 619-625 (1990).
- Charo, I. F., Ransohoff, R. M. The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation. N Engl J Med. 354 (6), 610-621 (2006).
- Sun, H., et al. Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation. Microsurgery. 18 (6), 368-371 (1998).
- Guo, L., Agarwal, A., George, J. F. Orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease. J Vis Exp. (69), e4338 (2012).
