Summary

Produção em larga escala de cardiomiócitos a partir de células-tronco pluripotentes humanas utilizando um altamente reprodutível pequeno-Based Molecule Protocolo de Diferenciação

Published: July 25, 2016
doi:

Summary

Here, we present a robust, fast and scalable cardiomyocyte differentiation protocol for human pluripotent stem cells (hPSCs). Cardiomyocytes derived using this large-scale method can provide sufficient cell numbers for their effective use in human cardiovascular disease modeling, high-throughput drug screening, and potentially clinical applications.

Abstract

Maximizando o benefício de células estaminais pluripotentes humanas (hPSCs) para a investigação, modelagem doença, farmacêutica e aplicações clínicas requer métodos robustos para a produção em larga escala de tipos de células funcionais, incluindo cardiomiócitos. Aqui demonstramos que a manipulação temporal da WNT, TGF-β, e SHH vias de sinalização leva a linhas HPSC diferenciação de cardiomiócitos altamente eficiente de uma única célula passadas em ambos suspensão estática e sistemas de suspensão biorreactor agitado. Empregando esta estratégia resultou em ~ 100% de bater esferóides, contendo consistentemente> 80% de células T-positivos de troponina cardíaca após 15 dias de cultura, validados em várias linhas HPSC. Nós também um relatório sobre a variação deste protocolo para uso com linhas celulares não está adaptado para passaging de uma única célula, o sucesso do que foi verificado em 42 linhas HPSC. Cardiomiócitos gerados usando estes protocolos expressam marcadores de linhagem específica e show esperado electrophysfuncionalidades iological. Nosso protocolo apresenta uma plataforma simples, eficiente e fiável para a produção em larga escala de cardiomiócitos humanos.

Introduction

As células humanas pluripotentes estaminais (hPSCs), incluindo células estaminais embrionárias humanas (hESCs) e células-tronco pluripotentes induzidas (hiPSCs), têm a capacidade de auto-renovação e a capacidade de se diferenciar em células dos três folhetos embrionários 1,2. Devido a estas características, hPSCs fornecer uma fonte valiosa e ilimitado para a geração e escalonável de produção de tipos de células doenças relevantes para a modelagem de doenças humanas 3-5, para high-throughput screening de drogas e de toxicidade ensaios 6,7 e, potencialmente, para aplicações clínicas 8 . Geração de cardiomiócitos de hPSCs proporciona a oportunidade de investigar especificamente os mecanismos de doenças cardiovasculares humanas complexas e as suas possíveis tratamentos anteriormente, para além do âmbito dos nossos recursos devido à falta de modelos animais relevantes e / ou a disponibilidade de tecidos primários afectadas.

Todas as aplicações acima mencionadas de N hPSCsecessitate a produção de um enorme número de cardiomiócitos altamente enriquecido e funcionais. Assim, a disponibilidade de uma forma eficiente, reprodutível e escalonável protocolo in vitro diferenciação cardíaca adequada para várias linhas HPSC é crucial. Protocolos de diferenciação de cardiomiócitos convencionais têm empregado estratégias diferentes, tais como formação de corpos de embryoid 9, técnicas de co-cultura 10, indução com cocktails de citocinas 11 e métodos de transdução de proteína 12. Apesar dos avanços nestas técnicas, a maioria ainda sofrem de baixa eficiência, necessitam de fatores de crescimento caros, ou oferecer universalidade limitada ao tentar usar várias linhas HPSC. Até à data, estes desafios estabeleceram limites para a produção de cardiomiócitos HPSC derivadas de estudos de terapia celular em modelos animais, bem como na indústria farmacêutica para a descoberta de medicamentos 13. Portanto, o desenvolvimento de técnicas robustas e acessíveis para grandeprodução -scale de cardiomiócitos HPSC derivados funcionais em sistemas de cultura escaláveis ​​seria em grande medida facilitar as suas aplicações comerciais e clínicas.

Neste artigo, é relatado o desenvolvimento de um sistema de diferenciação cardíaca custo-eficaz e integrado com uma elevada eficácia, a reprodutibilidade e a aplicabilidade para hESCs e hiPSCs gerados a partir de uma variedade de fontes e métodos de cultura, incluindo um método para a produção em larga escala de altamente populações enriquecidas de cardiomiócitos HPSC-derivadas utilizando um bioreactor. Além disso, temos aperfeiçoado este protocolo para linhas HPSC não adaptadas ao alimentador de cultura de células livres e / ou único, como hiPSCs recém-criadas ou grandes grupos de linhas HPSC relevantes para análise do mecanismo da doença.

Protocol

1. Preparação de Meios de Cultura, revestimento de placas de cultura celular e Manutenção de Undifferentiated hPSCs Preparação de mídia Nota: Esterilizar mídia usando um dispositivo de 0,22 filtração e armazenar a 4 ° C ao abrigo da luz por até 4 semanas. Nomes de reagentes, fornecedores e números de catálogo estão listadas na Tabela de Materiais. Para embrionárias de camundongos Fibroblastos (MEF) médio, combinar 445 ml de DM…

Representative Results

A fim de estabelecer um método simples para a diferenciação em larga escala de cardiomiócitos de hPSCs, criámos um protocolo em que as células foram tratadas inicialmente com um activador da via Wnt / β-catenina (CHIR99021) 16 e subsequentemente com inibidores da via Wnt / β- catenina e vias de crescimento factor de transformação de-β (TGF-β) (IWP2 16 e SB431542 17, respectivamente) e, finalmente, um activador do sonic hedgehog (SHH) via (purm…

Discussion

Os cardiomiócitos derivados de hPSCs são uma fonte extremamente atraente para uso em modelagem doença humana, os testes de triagem / toxicidade do fármaco e, talvez, no futuro, as terapias de regeneração. Um dos principais obstáculos para a utilização destas células no entanto, é a capacidade de fornecer o material de alta qualidade suficiente para a sua utilização eficaz. Usando nosso protocolo descrito, oferecemos um método que supera essa limitação.

Recentemente, pequenas …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study was funded by grants provided from Royan Institute, Iranian Council of Stem Cell Research and Technology, the Iran National Science Foundation (INSF), the National Health and Medical Research Council of Australia (NHMRC; 354400), the National Heart Foundation of Australia/Heart Kids Australia (G11S5629), and the New South Wales Cardiovascular Research Network. HF was supported by a University International Postgraduate Scholarship from the University of New South Wales, Australia. RPH was supported by a NHMRC Australia Fellowship. The authors express their gratitude to the human subjects who participated in this research.

Materials

Knockout DMEM Life Technologies 10829018
Knockout Serum Replacement (KO-SR) Life Technologies 10828028
Glutamax Life Technologies 35050061
MEM Non-essential Amino Acids Life Technologies 11140-050
β-Mercaptoethanol Life Technologies 21985-023
Basic Fibroblast Growth Factor (bFGF) Miltenyi Biotec 130-093-843
RPMI1640 Life Technologies 11875093
DPBS, no calcium, no magnesium Life Technologies 14190144
DPBS Life Technologies 14287072
Attachment Factor (AF) Life Technologies S006100
ECM Gel Sigma-Aldrich E1270
Laminin Invitrogen 23017-015
DMEM Life Technologies 11965-092                                                                                                       
Fatal Bovine Serum (FBS) Life Technologies 16140-071
B27 minus insulin Gibco A18956-01
Penicillin/Streptomycin Life Technologies 15070063
0.05% Trypsin/EDTA Life Technologies 25300-054
Collagenase Type IV Life Technologies 17140-019
Calcium Chloride (CaCl2) Sigma-Aldrich C7902
Mitomycin C Bioaustralis BIA-M1183
CHIR99021 Miltenyi Biotec 130-104-172
IWP2 Miltenyi Biotec 130-105-335
SB431542 Miltenyi Biotec 130-095-561
Purmorphamine Miltenyi Biotec 130-104-465
ROCK inhibitor Y-27632 Miltenyi Biotec 130-104-169
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) Sigma-Aldrich E6758
Poly Vinyl Alcohol (PVA) Sigma-Aldrich 363073
Gelatin Sigma-Aldrich G1890
Trypan Blue Bio-Rad 145-0013
Accumax  Innovative Cell Technologies Inc. AM105
Sigmacote  Sigma-Aldrich SL2 
CELLSPIN Integra Biosciences 183 001
Spinner flask with 1 pendulum, 100 ml  Integra Biosciences 182 023
Mouse Embryonic Fibroblasts (MEF) Prepared in-house (or commercially available)
Human pluripotent stem cell (hPSC) lines Prepared in-house (or commercially available)

Referenzen

  1. Thomson, J. A., et al. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science. 282, 1145-1147 (1998).
  2. Takahashi, K., et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell. 131, 861-872 (2007).
  3. Carvajal-Vergara, X., et al. Patient-specific induced pluripotent stem-cell-derived models of LEOPARD syndrome. Nature. 465, 808-812 (2010).
  4. Vitale, A. M., Wolvetang, E., Mackay-Sim, A. Induced pluripotent stem cells: a new technology to study human diseases. Int. J. Biochem. Cell Biol. 43, 843-846 (2011).
  5. Sharma, A., et al. Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes as an in vitro model for coxsackievirus B3-induced myocarditis and antiviral drug screening platform. Circ Res. 115, 556-566 (2014).
  6. Zimmer, B., et al. Evaluation of developmental toxicants and signaling pathways in a functional test based on the migration of human neural crest cells. Environ Health Perspect. 120, 1116-1122 (2012).
  7. Diecke, S., Jung, S. M., Lee, J., Ju, J. H. Recent technological updates and clinical applications of induced pluripotent stem cells. Korean J Intern Med. 29, 547-557 (2014).
  8. Kimbrel, E. A., Lanza, R. Current status of pluripotent stem cells: moving the first therapies to the clinic. Nat. Rev. Drug Discov. 14, 681-692 (2015).
  9. Kehat, I., et al. Human embryonic stem cells can differentiate into myocytes with structural and functional properties of cardiomyocytes. J Clin Invest. 108, 407-414 (2001).
  10. Mummery, C., et al. Differentiation of human embryonic stem cells to cardiomyocytes: role of coculture with visceral endoderm-like cells. Circulation. 107, 2733-2740 (2003).
  11. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nat Biotechnol. 25, 1015-1024 (2007).
  12. Fonoudi, H., et al. ISL1 protein transduction promotes cardiomyocyte differentiation from human embryonic stem cells. PLoS One. 8, e55577 (2013).
  13. Zhu, W. Z., Hauch, K. D., Xu, C., Laflamme, M. A. Human embryonic stem cells and cardiac repair. Transplant Rev (Orlando). 23, 53-68 (2009).
  14. Jozefczuk, J., Drews, K., Adjaye, J. Preparation of mouse embryonic fibroblast cells suitable for culturing human embryonic and induced pluripotent stem cells. J Vis Exp. (64), e3854 (2012).
  15. Stover, A. E., Schwartz, P. H. Adaptation of human pluripotent stem cells to feeder-free conditions in chemically defined medium with enzymatic single-cell passaging. Methods Mol Biol. 767, 137-146 (2011).
  16. Lian, X., et al. Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling. Proc Natl Acad Sci. 109, E1848-E1857 (2012).
  17. Gonzalez, R., Lee, J. W., Schultz, P. G. Stepwise chemically induced cardiomyocyte specification of human embryonic stem cells. Angew Chem Int Ed Engl. 50, 11181-11185 (2011).
  18. Fonoudi, H., et al. A Universal and Robust Integrated Platform for the Scalable Production of Human Cardiomyocytes From Pluripotent Stem Cells. Stem Cells Transl Med. , (2015).
  19. Abbasalizadeh, S., Larijani, M. R., Samadian, A., Baharvand, H. Bioprocess development for mass production of size-controlled human pluripotent stem cell aggregates in stirred suspension bioreactor. Tissue Eng Part C Methods. 18, 831-851 (2012).
  20. Larijani, M. R., et al. Long-term maintenance of undifferentiated human embryonic and induced pluripotent stem cells in suspension. Stem Cells Devt. 20, 1911-1923 (2011).
  21. Baharvand, H., Larijani, M. R., Yousefi, M. Protocol for expansion of undifferentiated human embryonic and pluripotent stem cells in suspension. Methods Mol Biol. 873, 217-226 (2012).
  22. Burridge, P. W., et al. Chemically defined generation of human cardiomyocytes. Nat Methods. 11, 855-860 (2014).
  23. Minami, I., et al. A small molecule that promotes cardiac differentiation of human pluripotent stem cells under defined, cytokine- and xeno-free conditions. Cell reports. 2, 1448-1460 (2012).
  24. Buskirk, A. R., Liu, D. R. Creating small-molecule-dependent switches to modulate biological functions. Chem Bio. 12, 151-161 (2005).
  25. McKinsey, T. A., Kass, D. A. Small-molecule therapies for cardiac hypertrophy: moving beneath the cell surface. Nat Rev Drug Discov. 6, 617-635 (2007).
  26. Niebruegge, S., et al. Generation of human embryonic stem cell-derived mesoderm and cardiac cells using size-specified aggregates in an oxygen-controlled bioreactor. Biotechnol Bioeng. 102, 493-507 (2009).
  27. Bauwens, C. L., et al. Geometric control of cardiomyogenic induction in human pluripotent stem cells. Tissue Eng Part A. 17, 1901-1909 (2011).
  28. Hwang, Y. S., et al. Microwell-mediated control of embryoid body size regulates embryonic stem cell fate via differential expression of WNT5a and WNT11. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 16978-16983 (2009).
  29. Nguyen, D. C., et al. Microscale generation of cardiospheres promotes robust enrichment of cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells. Stem Cell Reports. 3, 260-268 (2014).
  30. Kempf, H., et al. Controlling expansion and cardiomyogenic differentiation of human pluripotent stem cells in scalable suspension culture. Stem Cell Reports. 3, 1132-1146 (2014).
  31. Hemmi, N., et al. A massive suspension culture system with metabolic purification for human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Stem Cells Transl Med. 3, 1473-1483 (2014).
  32. Tohyama, S., et al. Distinct metabolic flow enables large-scale purification of mouse and human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Cell stem cell. 12, 127-137 (2013).
  33. Nunes, S. S., et al. Biowire: a platform for maturation of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Nat meth. 10, 781-787 (2013).
  34. Devalla, H. D., et al. Atrial-like cardiomyocytes from human pluripotent stem cells are a robust preclinical model for assessing atrial-selective pharmacology. EMBO Mol Med. 7, 394-410 (2015).
check_url/de/54276?article_type=t

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Diesen Artikel zitieren
Fonoudi, H., Ansari, H., Abbasalizadeh, S., Blue, G. M., Aghdami, N., Winlaw, D. S., Harvey, R. P., Bosman, A., Baharvand, H. Large-Scale Production of Cardiomyocytes from Human Pluripotent Stem Cells Using a Highly Reproducible Small Molecule-Based Differentiation Protocol. J. Vis. Exp. (113), e54276, doi:10.3791/54276 (2016).

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