VacuSIP, un metodo migliorato per Inex<em> In Situ</em> Misura di particolato e sciolto composti elaborati da Alimentatori sospensioni attive

Alimentatori sospensione bentonici giocano un ruolo essenziale nel funzionamento degli ecosistemi marini ^1. Filtrando grandi volumi di acqua ^2,3, rimuovono e espellono particolato (plancton e detriti) e composti disciolti ¹ (e riferimenti) e sono un importante agente di bentonica-pelagica accoppiamento ^4,5 e il ciclo dei nutrienti ^6,7. Misurare accuratamente la presenza di particelle e composti disciolti rimossi ed escreto dal alimentatori sospensione bentonici (come spugne, ascidie, policheti, e bivalvi) è fondamentale per capire la loro fisiologia, metabolismo, e l'ecologia alimentazione. Insieme con pompaggio misurazione della frequenza, ma consente anche una quantificazione dei flussi di nutrienti mediate da questi organismi e il loro impatto ecologico sulla qualità delle acque, nonché sui processi scala ecosistema.

La scelta del metodo appropriato di misurazione di rimozione e di produzione tassi di particolato e com discioltochili di sospensione filtratori è fondamentale per ottenere dati affidabili relativi alla loro attività di alimentazione ^8. Come sottolineato da Riisgård e altri, non appropriate metodologie di polarizzazione risultati, falsare le condizioni sperimentali, la produzione di stime errate di ingestione ed escrezione di determinate sostanze, e può portare a quantificazione errata dei flussi di nutrienti elaborati da questi organismi.

I due metodi più frequentemente utilizzati per misurare le particelle e flussi di nutrienti disciolti in filtratori coinvolgere sia incubazione (tecniche indirette) o la raccolta simultanea di ambiente e acqua espirata (tecniche dirette). Tecniche di incubazione si basano sulla misura della velocità di variazione della concentrazione di particelle e nutrienti disciolti nell'acqua incubate, e stima dei tassi di produzione o rimozione rispetto ai controlli adeguati ^8. Tuttavia, allegando un organismo in una camera di incubazione può modificare la sua Feeding e pompaggio comportamento a causa di cambiamenti nel regime di flusso naturale, a causa di un calo di ossigeno e / o della concentrazione di cibo, o a causa di accumulo di composti di escrezione del ^7,9 acqua incubazione (e riferimenti). Oltre agli effetti di isolamento e fornitura di acqua modificato, una grande polarizzazione di tecniche di incubazione deriva da effetti ri-filtrazione (vedi ad esempio ^10). Sebbene alcuni di questi problemi metodologici sono stati superati utilizzando il giusto volume e la forma del recipiente di incubazione ¹¹ o con l'introduzione di un sistema di campana ricircolo in situ ^12, questa tecnica spesso sottostima asportazione e di produzione. Quantificare il metabolismo dei composti disciolti quali azoto organico disciolto (DON) e carbonio (DOC) o nutritivi inorganici, ha dimostrato di essere particolarmente inclini a distorsioni causate da tecniche di incubazione ^13.

Alla fine degli anni '60 e primi anni '70, Henry Reiswig^9,14,15 aperto la strada all'applicazione di tecniche dirette per quantificare la rimozione di particelle da giganti spugne caraibiche, campionando separatamente l'acqua inspirato ed espirato dagli organismi in situ. A causa della difficoltà di applicare la tecnica di Reiswig su sospensivori piccole e in condizioni subacquee più impegnative, la maggior parte della ricerca in questo campo è stata limitata al laboratorio (in vitro) impiegando lo più tecniche di incubazione indirette ^16. Yahel e colleghi rimontati Reiswig di diretta in situ tecnica di lavorare in condizioni di minori dimensioni. Il loro metodo, chiamato Inex ^16, si basa sul campionamento simultaneo subacquea dell'acqua per via inalatoria (In) e esalato (Ex) da organismi indisturbati. La diversa concentrazione di una sostanza (ad esempio, batteri) tra una coppia di campioni (INEX) fornisce una misura della ritenzione (o produzione) della sostanza da parte dell'animale. La tecnica Inex impiega tubi aperti esi basa sul jet excurrent prodotte dall'attività di pompaggio dell'organismo studiata per sostituire passivamente all'acqua ambiente nel tubo di raccolta. Mentre Yahel e colleghi hanno applicato con successo questa tecnica per lo studio di oltre 15 sospensione di diversi alimentatori taxa (ad esempio, ^17), il metodo è vincolato per l'elevato livello di pratica e l'esperienza necessarie, dalla dimensione minuscola di alcuni orifizi excurrent, e condizioni del mare.

Per superare questi ostacoli, abbiamo sviluppato una tecnica alternativa basata su aspirazione controllata dell'acqua campionato attraverso tubi minute (diametro esterno <1,6 mm). Il nostro scopo era quello di creare un dispositivo semplice, affidabile ed economico che consenta pulita e controllata in campionamento dell'acqua situ da un punto molto specifico, come l'orifizio excurrent di alimentatori sospensione bentonici. Per essere efficace, il metodo deve essere non-intrusivo in modo da non influenzare il regime di flusso ambiente o modificare il behavior degli organismi studiati. Il dispositivo presentato qui è chiamato VacuSIP. È una semplificazione del sistema SIP sviluppato da Yahel et al. (2007) ¹⁸ per il campionamento punto ROV-based nel mare profondo. Il VacuSIP è notevolmente più conveniente che il SIP originale ed è stato adattato per il lavoro SCUBA-based. Il sistema è stato progettato secondo i principi presentati e testati da Wright e Stephens (1978) ¹⁹ e Møhlenberg e Riisgård (1978) ²⁰ per le impostazioni di laboratorio.

Sebbene il sistema VacuSIP stato progettato per studi situ del metabolismo di alimentatori sospensione bentonici, può essere utilizzato anche per studi di laboratorio e ovunque sia richiesto un campione di acqua da sorgente puntiforme controllata e pulita. Il sistema è particolarmente utile quando è richiesto l'integrazione per periodi prolungati (min-ore) o in filtrazioni situ. Il VacuSIP è stato utilizzato con successo presso il laboratorio Yahel a partire dal 2011, e ha anchestato impiegato in due recenti studi dei flussi di nutrienti mediati da specie di spugne caraibiche e mediterranee ²¹ (Morganti et al. submitted).

L'utilizzo di campionatori specifici, la durata di campionamento prolungato, e le condizioni del campo, in cui si applica VacuSIP, comporta alcune differenze rispetto a protocolli standard di oceanografici per la raccolta, il filtraggio e la conservazione dei campioni per analiti sensibili. Per ridurre il rischio di contaminazione da parte del sistema VacuSIP o il rischio di modificazione dell'acqua campionata dall'attività batterica dopo la raccolta, abbiamo testato varie procedure di filtrazione e stoccaggio situ. Diversi dispositivi di filtraggio, recipienti di raccolta e procedure memorizzazione sono stati esaminati per conseguire la tecnica più adatta per l'analisi dei disciolto inorganico (PO ₄ ^3-, NO _x ^-, NH ₄ ^+, SiO ₄₎ ed organici (DOC + DON) composti, e ultra-plancton (<1081; m) e il particolato organico (POC + campionamento PON). Per ridurre ulteriormente il rischio di contaminazione, in particolare in condizioni di campo, il numero di fasi di manipolazione è stato ridotto al minimo. Il formato visivo in cui è presentato il metodo è orientato per facilitare riproducibilità e per ridurre il tempo necessario per applicare efficacemente la tecnica.

Panoramica del sistema

Per campionare in situ pompata acqua sospensivori con orifizi exhalant piccole 2 mm, l'attività di pompaggio di ciascun campione viene prima visualizzata rilasciando filtrata fluoresceina tinti acqua di mare accanto all'orifizio inalante (s) e osservando il suo flusso dall'apertura excurrent ¹⁶ (vedi anche figura 2B in ^18). L'acqua inalato ed espirato dal campione di studio (incurrent e excurrent) vengono quindi simultaneamente campionati con l'impiego di una coppia di tubi minute installati sul manipolatore fuoriserie o due dei "arms "di un treppiede portatile flessibile capovolta (Figura 1 e complementare Video 1). L'acqua inalata dall'organismo studio viene raccolto posizionando accuratamente l'estremità prossimale di un tubo all'interno o vicino all'apertura inalazione dell'organismo studio. Un identico tubo viene quindi posizionato all'interno dell'orifizio excurrent. Questa operazione richiede cura per evitare il contatto o disturbo dell'animale, per esempio, mediante risospensione dei sedimenti. per iniziare il campionamento, un subacqueo perfora un setto nel recipiente di raccolta con una siringa attaccata alla estremità distale di ciascun tubo, consentendo la pressione dell'acqua esterna di forzare l'acqua campionata nel vaso attraverso il tubo di campionamento. l'aspirazione viene iniziata dal vuoto creato in precedenza nei flaconi e dalla differenza di pressione tra l'acqua esterna e il contenitore del campione evacuato .

Per garantire una raccolta di acqua pulita espirata e per evitare l'aspirazione accidentale di ambiacqua ent ^16, la frequenza di campionamento dell'acqua deve essere mantenuto a un tasso significativamente più basso (<10%) rispetto alla portata excurrent. Il tasso di aspirazione è controllata dalla lunghezza del tubo e il diametro interno (ID). Il piccolo diametro interno garantisce inoltre un volume morto trascurabile (<200 ml per metro di tubo). Campionamento per periodi prolungati (minuti a ore) permette di integrare il patchiness intrinseca della maggior parte delle sostanze di interesse. Per assicurare che i campioni siano adeguatamente conservati in sessioni di campionamento subacqueo prolungati nonché per il trasporto al laboratorio, una in situ filtrazione è raccomandato per analiti sensibili. La selezione di vasi di campionamento, il montaggio di filtraggio, e tubi sono dettate dagli organismi di studio e la domanda di ricerca specifica. Il protocollo descritto di seguito presuppone che un profilo metabolico completo è di interesse (per una panoramica si veda la Figura 2). Tuttavia, la natura modulare del protocollo consente fo facile modifica per accogliere i metodi di campionamento più semplici o anche molto diverse. Per un profilo metabolico completo, il protocollo di campionamento dovrebbe comprendere le seguenti fasi: (1) la visualizzazione di flusso; (2) l'alimentazione di campionamento ultra-plancton (plancton <10 micron); (3) Il campionamento nutrienti inorganici assorbimento e l'escrezione (usando filtri in linea); (4) Campionamento disciolto assorbimento organico e l'escrezione (usando filtri in linea); (5) di alimentazione particolato e l'escrezione (usando filtri in linea); (6) Ripetere il punto 2 (ultra-plancton alimentazione come controllo della qualità); (7) Portata visualizzazione.

Quando logisticamente fattibile, si raccomanda che le misurazioni profilo metabolico sono combinati con pompaggio rate (ad esempio, il metodo a velocità fronte del colorante, in ^16), nonché con le misurazioni respirazione. Queste misure devono essere prese all'inizio e alla fine della sessione di campionamento. Per la misurazione della respirazione, optodes subacquee o micro-elettrodi sono preferibili.