Summary

Non-retenue EEG télémesure: péridurale et Deep intracérébrale stéréotaxique EEG Placement des électrodes

Published: June 25, 2016
doi:

Summary

Non-retenue EEG radiotélémétrie est une approche méthodologique précieux pour enregistrer les électroencéphalogrammes in vivo à long terme des rongeurs qui se déplacent librement. Ce protocole détaillé décrit péridurale stéréotaxique et le placement des électrodes intracérébrales profondément dans différentes régions du cerveau afin d'obtenir des enregistrements fiables de CNS rythmicité et des étapes comportementales liées au SNC.

Abstract

Radiotélémétrie implantable EEG est d'une importance centrale dans la caractérisation neurologique des modèles de souris transgéniques de maladies neuro-psychiatriques et les maladies neurodégénératives ainsi que des épilepsies. Cette technique puissante ne fournit pas seulement des indications précieuses sur les mécanismes physiopathologiques sous – jacents, à savoir., L'étiopathogénie des maladies liées au SNC, il facilite également le développement de nouveaux translationnelle, ie., Approches thérapeutiques. Considérant que des techniques concurrentes qui utilisent des systèmes d'enregistrement utilisés dans des vestes ou des systèmes captifs souffrent de leur retenue à caractère non physiologique semi-retenue, les enregistrements EEG radiotélémétrique surmonter ces inconvénients. Techniquement, implantable radiotélémétrie EEG permet une mesure précise et très sensible, EEGs intracérébrales péridurale et profondes dans diverses conditions physiologiques et physiopathologiques. Tout d'abord, nous présentons un protocole détaillé d'une avant droite, avec succès,technique rapide et efficace pour les enregistrements péridurale (surface) EEG résultant en electrocorticograms de haute qualité. Deuxièmement, nous montrons comment implanter profondes, des électrodes EEG intracérébrale, par exemple, dans l'hippocampe (electrohippocampogram). Pour les deux approches, un système informatisé 3D électrode d'implantation stéréotaxique est utilisée. L'émetteur radiofréquence lui-même est implanté dans une poche sous-cutanée chez les souris et les rats. Une attention particulière doit aussi être accordée à pré-, péri- et traitement post-opératoire des animaux de laboratoire. préparation préopératoire des souris et des rats, l'anesthésie appropriés ainsi que la gestion du traitement et de la douleur post-opératoire sont décrits en détail.

Introduction

Radiotélémétrie est une approche méthodologique plus utile pour mesurer une variété de paramètres comportementaux et physiologiques conscients, des animaux non de tailles différentes, en particulier dans le contexte de l' EEG, ECG, EMG, la pression artérielle, la température corporelle centrale ou des mesures d'activité 1-7. Théoriquement, toutes les espèces peuvent être analysées à l' aide implantable radiotélémétrie EEG des rongeurs de laboratoire tels que les souris et les rats à chats, les chiens, les porcs et les primates 3,8. Même les poissons, les reptiles et les amphibiens font l' objet d' une enquête radiotélémétrique 9. Au cours des deux dernières décennies, radiotélémétrie implantable selon l' EEG est avérée être utile dans la caractérisation des divers modèles animaux transgéniques de maladies humaines, telles que l' épilepsie, les troubles du sommeil, les maladies neurodégénératives et des troubles neuropsychiatriques 7,10-12. Dans le passé, de nombreuses approches méthodologiques de collecte des données physiologiques, y compris biopotentiels des souris et des rats ont été described. Porté dans les systèmes de veste de l' enregistreur, les méthodes de contention physique, radioémetteurs non implantés et des systèmes captifs ont reçu toute l'attention principale dans le passé 13,14. Aujourd'hui, divers systèmes pour l'implantation radiotélémétrique sont disponibles dans le commerce. Cependant, un écran de la littérature a également révélé 29 publications qui décrivent le développement de systèmes radiotélémétrique 15-40 self-made. Alors que les systèmes faits maison sont susceptibles d'être moins coûteux et plus facile à utiliser adaptés, commercialement systèmes disponibles sont simples, relativement facile à installer et peut être installé rapidement.

Implantable radiotélémétrie EEG a un certain nombre d'avantages par rapport aux techniques concurrentes telles que les méthodes de contention physique, porté dans les systèmes de veste ou d'approches attachés. Ces derniers sont par définition retenue, ie., L'animal est incapable de se déplacer ou de son comportement normal est altérée. Il pourrait même être nécessaire pour anesthésier l'animal pour l'acquisition de reles données susceptibles. systèmes captifs modernes sont toutefois susceptibles d'être moins restrictive, mais cela doit être validé scientifiquement. Télémesure d'autre part permet aux animaux d'exposer pleinement leur répertoire de comportements sans restrictions spatio – temporelles et donc, est considéré comme supérieur à restreindre les approches et être plus prédictive des résultats qui pourraient être acquises chez les humains 1,3. Il est connu pour un bon moment que les approches de retenue peuvent considérablement modifier les paramètres physiologiques fondamentaux, par exemple., La consommation alimentaire, la température centrale du corps, la pression artérielle et la fréquence cardiaque et de l' activité physique par exemple 3. Systèmes Tethered représentent l' approche d' une retenue classique encore largement utilisé 13,14. Les électrodes sont des électrodes soit épidurale ou profondes sont généralement connectés à une prise miniature qui est ancrée sur le crâne. La douille elle-même est exposée pour la fixation d'un câble qui permet un mouvement relativement libre de l'animal. AlthOugh aujourd'hui les systèmes captifs sont devenus extrêmement filigranes et très flexible, l'un de ses principaux inconvénients est, qu'il est encore semi-retenue. En outre, il pourrait y avoir un risque d'infection sur le site électrode d'implantation que les animaux ont tendance à manipuler les périphériques externes provenant de leur corps (tête). Bien que la technologie sans fil radiotélémétrie dans diverses espèces a déjà été décrite à la fin des années 60 et a donc existé pendant des décennies, il n'a que récemment devenu abordable, fiable et relativement facile à utiliser 10,41,42, en particulier chez les petits rongeurs de laboratoire tels comme les souris et les rats. Petits émetteurs miniatures EEG implantables sont maintenant disponibles dans le commerce et peuvent être implantées chez des souris supérieures à 20 g (~ 10 semaines). Ainsi, la caractérisation électrophysiologique des modèles de souris transgéniques, en particulier, est devenu un champ prédominant d'application de implantable radiotélémétrie EEG ces jours-ci. la taille des animaux est plus une restric expérimentale absoluetion alors que la durée de vie de la batterie des émetteurs est en effet. En dépit de sa durée de vie limitée, les systèmes d'émission implantables sont capables de minimiser la plupart des inconvénients liés au stress d'enregistrement associé potentiel par des systèmes de retenue. Les rongeurs peuvent présenter leur arsenal complet de comportement physiologique , y compris le repos, l' activité locomotrice (exploration) et le sommeil (REM, sommeil lent) 43,44. Fait important, la radiotélémétrie implantable peut fortement réduire l' utilisation des animaux 3. À l'heure actuelle, il y a une intense discussion sur la façon de limiter le nombre d'animaux de laboratoire en sciences et réduire leur souffrance. De toute évidence, l'expérimentation animale et les modèles animaux de maladies humaines et animales sont essentielles pour notre compréhension de la physiopathologie ligne de fond et de progrès ultérieurs dans la thérapie. En outre, les expérimentations animales sont essentielles dans la recherche et le développement de médicaments. Ils ne contribuent sensiblement à des études précliniques / toxicologiques dans l'homologation des médicamentsengageant ainsi à la fois les soins humains et des animaux. Il est à noter, qu'à l'heure actuelle aucune solution de rechange ne sont pas encore disponibles à la recherche des animaux pour comprendre les mécanismes physiopathologiques complexes qui seraient autrement impossibles à être déclenchée. Dans le même temps, le 3R, ie., Le remplacement, la réduction et la stratégie de raffinement dans l'UE et aux Etats – Unis encourage fortement la recherche de méthodes alternatives et complémentaires. Télémesure est un exemple important d'une stratégie 3R réussie car elle peut réduire le nombre d'animaux de laboratoire et leurs souffrances par rapport aux autres techniques.

Ici, nous fournissons une approche détaillée et contigu étape par étape pour réaliser une poche implantation sous-cutanée d'un émetteur radiofréquence chez les souris et les rats. Cette première séquence est suivie d'une description de péridurale stéréotaxique et intracérébrale positionnement des électrodes EEG profonde. Une attention particulière est portée aux conditions de logement, l'anesthésie, péri- et la douleur postopératoirela gestion et un éventuel traitement anti-infectieux. L'accent est mis sur l'approche stéréotaxique 3D informatisée pour cibler de manière fiable les structures intracérébrales péridurale et profondes. Nous commentons également sur les pièges expérimentaux fréquents dans l'implantation d'électrodes EEG et des stratégies pour la réduction des traumatismes et de l'optimisation de la gestion de la douleur lors de la récupération postopératoire. Enfin, des exemples de surface et enregistrements EEG profonds sont présentés.

Protocol

Déclaration éthique: Tout l'expérimentation animale a été réalisée selon les directives du Conseil local et institutionnel de protection des animaux (Université de Bonn, BfArM, LANUV, Allemagne). En outre, toute expérimentation animale a été réalisée conformément à la législation supérieure, par exemple., Communautés européennes Directive du Conseil du 24 Novembre 1986 (86/609 / CEE) ou individuelle législation régionale ou nationale. effort spécifique est fait pour réduire au minimum…

Representative Results

Cette section présente des exemples obtenus à partir de la surface et de profondeur, enregistrements EEG intracérébrale. Initialement , il convient de préciser que les enregistrements de base dans des conditions physiologiques sont obligatoires avant les enregistrements ultérieurs suivants , par exemple, le traitement pharmacologique. Ces enregistrements de base peuvent fournir des informations précieuses sur l'interdépendance fonctionnelle du cerveau rythmicité ave…

Discussion

Implantable radiotélémétrie EEG est d' une importance centrale car elle est une technique non-retenue permettant des animaux de laboratoire pour effectuer leur répertoire complet du comportement 1,3. Ceci est d'un intérêt majeur que l'approche télémétrique permet non seulement des enregistrements EEG spontanée, mais aussi des enregistrements sous tâches cognitives et configurations analytiques circadiens, tels que T-labyrinthe, labyrinthe radial, labyrinthe d'eau, les tâches de pri…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to thank Dr. Christina Ginkel (German Center for Neurodegenerative Diseases, DZNE), Dr. Michaela Möhring (DZNE) and Dr. Robert Stark (DZNE) for assistance in animal breeding and animal health care. This work was financially supported by the Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM) Bonn, Germany.

Materials

Carprofen (Rimadyl VET – InjektionA2:D43slösung) Pfizer PZN 0110208 20 ml
binocular surgical magnification microscope  Zeiss Stemi 2000 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
bulldog serrefine F.S.T. 18051-28 28mm
cages (Macrolon) Techniplast 1264C, 1290D
cold light source Schott KL2500 LCD 9.705 202 ordered at Th.Geyer
cotton tip applicators (sterile) Carl Roth  EH12.1
Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe) Bayer PZN: 1578818
drapes (sterile) Hartmann PZN 0366787
70% ethanol Carl Roth  9065.5
0.3% / 3% hydrogene peroxide solution Sigma 95321 30% stock solution 
gloves (sterile) Unigloves 1570
dental glas ionomer cement KentDental /NORDENTA 957 321
2% glutaraldehyde solution Sigma G6257
Graefe Forceps-curved, serrated F.S.T. 11052-10
Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide F.S.T. 12500-12 12.5 cm
heat-based surgical instrument sterilizer F.S.T. 18000-50
heating pad AEG HK5510 520010 ordered at myToolStore
high-speed dental drill Adeor SI-1708
Iris scissors extra thin  F.S.T. 14058-09 9 cm
Inhalation narcotic system (isoflurane) Harvard Apparatus GmbH 34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
Isoflurane Baxter 250 ml PZN 6497131
Ketamine Pfizer PZN 07506004
lactated Ringer’s solution (sterile) Braun L7502
Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm F.S.T. 14078-10 10 cm
Nissl staining solution Armin Baack BAA31712159
non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile) SABANA (Sabafil) N-63123-45
Covidien (Sofsilk) S1172, S1173
Halsey Needle Holder F.S.T. 12001-13 13 cm
pads (sterile) ReWa Krankenhausbedarf 2003/01
0.9% saline (NaCl, sterile) Braun PZN:8609255
scalpel blades with handle (sterile) propraxis 2029/10
Standard Pattern Forceps F.S.T. 11000-12, 11000-14 12 cm and 14.5 cm length
Steel and tungsten electrodes parylene coated  FHC Inc., USA) UEWLGESEANND
stereotaxic frame Neurostar 51730M ordered at Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
tapes (sterile) BSN medical GmbH & Co. KG 626225
TA10ETA-F20  DSI 270-0042-001X Radiofrequency transmitter 3.9 g, 
3.9 g, 1.9 cc, input voltage range ± 2.5 mV,
channel bandwidth (B) 1-200 Hz, 
nominal sampling rate (f) 1000 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34-41 °C
warranted battery life 4 months
TL11M2-F20EET  DSI 270-0124-001X Radiofrequency transmitter 
3.9 g, 1.9 cc, input voltage range ± 1.25 mV,
channel bandwidth (B) 1-50 Hz, 
nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B)
temperature operating range 34-41 °C
warranted battery life 1.5 months
Tissue Forceps- 1×2 Teeth 12 cm F.S.T. 11021-12 12 cm length
Tungsten carbide iris scissors F.S.T. 14558-11 11.5 cm
Vibroslicer 5000 MZ Electron Microscopy Sciences 5000-005
Xylazine (Rompun) Bayer PZN: 1320422

Referenzen

  1. Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
  2. Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
  5. Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
  6. Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
  7. Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
  8. Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
  9. Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
  10. Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
  11. Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
  12. Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
  13. Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
  14. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
  15. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
  16. Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
  17. Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
  18. Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
  19. Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
  20. Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
  21. De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
  22. Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
  23. Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
  24. Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
  25. Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
  26. Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
  27. Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
  28. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  29. Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
  30. Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
  31. Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
  32. Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
  33. Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
  34. Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
  35. Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM–AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
  36. Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
  37. Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
  38. Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
  39. Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
  40. Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
  41. Cotugno, M., Mandile, P., D’Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
  42. Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
  43. Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
  44. Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
  45. Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
  46. Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
  47. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
  48. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
  49. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
  50. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
  51. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
  52. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
  53. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
  54. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
  55. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
  56. Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
  57. Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
  58. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  59. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , (2008).
  60. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
  61. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
  62. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Papazoglou, A., Lundt, A., Wormuth, C., Ehninger, D., Henseler, C., Soós, J., Broich, K., Weiergräber, M. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. J. Vis. Exp. (112), e54216, doi:10.3791/54216 (2016).

View Video