Summary

Femur Vindu Chamber modell for<em> I Vivo</em> Cell sporing i Murine Bone Marrow

Published: July 28, 2016
doi:

Summary

The protocol describes a novel murine femur window chamber model that can be used to track movement of cells in the femoral bone marrow in vivo. Intravital multiphoton fluorescence microscopy is used to image three components of the femoral bone marrow (vasculature, collagen matrix, and neutrophils) over time.

Abstract

Bone marrow is a complex organ that contains various hematopoietic and non-hematopoietic cells. These cells are involved in many biological processes, including hematopoiesis, immune regulation and tumor regulation. Commonly used methods for understanding cellular actions in the bone marrow, such as histology and blood counts, provide static information rather than capturing the dynamic action of multiple cellular components in vivo. To complement the standard methods, a window chamber (WC)-based model was developed to enable serial in vivo imaging of cells and structures in the murine bone marrow. This protocol describes a surgical procedure for installing the WC in the femur, in order to facilitate long-term optical access to the femoral bone marrow. In particular, to demonstrate its experimental utility, this WC approach was used to image and track neutrophils within the vascular network of the femur, thereby providing a novel method to visualize and quantify immune cell trafficking and regulation in the bone marrow. This method can be applied to study various biological processes in the murine bone marrow, such as hematopoiesis, stem cell transplantation, and immune responses in pathological conditions, including cancer.

Introduction

Benmargs er et viktig organ som er involvert i hematopoiesis og immunregulering. Den består av en komponent som inneholder hematopoetisk hematopoietiske stamceller og forløperceller (HSPCs), og en stromal komponent inneholdende ikke-hematopoetiske stamceller som gir opphav til mesenchymale celler 1. To tredjedeler av blodkreft aktivitet er dedikert til produksjon av myeloide celler 2. Særlig er et stort antall nøytrofile celler som produseres i benmargen, med 1-2 x 10 11 celler ble generert per dag i et normalt voksent menneske 2. Neutrophils er den første forsvarslinje mot mikrobielle infeksjoner og er stort sett reservert i benmargen til stress utløser deres mobilisering for å supplere perifere nøytrofile 1,3. I tillegg til sine antimikrobielle effekter, nyere studier tyder på en viktig rolle nøytrofile i kreft biologi, har både pro- og anti-tumorigen fenotyper avhengig av trans vekstfaktor beta (TGF-β) signalering i svulsten mikromiljøet 4,5. Videre studier viste at neutrofiler som akkumuleres i primære svulster utøve pro-tumorigene og metastatiske virkninger ved å undertrykke den cytotoksiske funksjon av T-celler 6,7, mens nøytrofile i omløp utøve en cytotoksisk, anti-metastatisk effekt 8. Som sådan, er undersøkelse av hematopoetiske celler i benmargen, særlig neutrofiler, avgjørende for å belyse deres rolle i immunsystemet og tumor regulering.

Histopatologi og en fullstendig perifer blodtelling blir rutinemessig anvendt for å vurdere celle og strukturelle forandringer i benmargen 9. Imidlertid har disse fremgangsmåter bare gir statisk informasjon fra forskjellige cellepopulasjoner eller vev mikrostrukturer. Langsgående in vivo avbildning kan anvendes i kombinasjon med standard metoder for å vurdere dynamikken i flere cellulære, vaskulære og stromale komponenter samt celle-til-cell interaksjoner i en langsgående måte. Intravital mikroskopi (IVM), definert som avbildning av levende dyr ved mikroskopisk oppløsning 10, er spesielt nyttig for å vurdere dynamiske cellulære prosesser over tid i den samme prøven, å redusere antall forsøksdyr nødvendig. IVM er ofte kombinert med en kronisk transplantert vindu kammer (WC) for å få tilgang til orgel av interesse for avbildning over en varighet på uker til måneder. Hjerne og rygg-skinfold WC modellene har den lengste historien til bruk dateres tilbake til midten av 1990-tallet. I den senere tid har andre organspesifikke WC-modeller, slik som de i melkefettpute og forskjellige abdominale organer blitt utviklet 11.

Den typiske tilnærming for å avbilde benmarg in vivo har hovedsakelig involvert eksponering av calvaria mus, der tynnet bein muliggjør direkte visualisering av enkeltceller med minimal kirurgiske inngrep 12-14. Imidlertid kan calvarial benmargen be forskjellig fra andre ben, slik som den lange ben, som vist ved et lavere antall HSPCs og hypoksiske celler i calvaria, noe som indikerer redusert vedlikehold og utvikling av HSPCs 15. Derfor har alternative metoder for vurdering av cellulære komponenter i det lange ben blitt undersøkt. Disse inkluderer direkte eksponering av femoral benmarg 16 og ektopisk transplantasjon av split femur i rygg skinfold WC 17. Imidlertid er den tidligere en terminal prosedyre som ikke tillater sporing av cellulære, strukturelle og funksjonelle forandringer over lengre tidsperioder, og den sistnevnte sannsynligvis forstyrrer normale benmargsfunksjon på grunn av transplantasjon av femur til en ektopisk område inne i dorsal skinfold WC. En annen metode som gjør det mulig ortotopisk serie avbildning av femoral benmarg over tid er bruken av en WC i lårbenet. En tidligere rapport viste langsiktig avbildning av mikrosirkulasjon i femoral benmarg ved hjelp av enfemur WC i mus 18. I tillegg forfatterne viste visualisering av kreftceller i femur, noe som indikerer dens nytte i overvåkingsbenmargsmetastasering. Men dette WC motivet er begrenset av sin store størrelse (1,2 cm diameter) og relativt små bildeområdet (4 mm i diameter), som var bare egnet for stor-mus (26-34 g, 3-6 måneder gamle) og dermed gjøre nærme seg upraktisk for rutinemessig bruk.

Derfor ble et nytt toalett med en mindre total størrelse og større indre bildeområdet utformet for formålet med denne studien. Målet med denne studien var å tilveiebringe en fremgangsmåte for avbildning av forskjellige celletyper i den femorale benmargen. Femur WC Modellen ble utviklet i huset og ble brukt til å visualisere og spore nøytrofile innen 3D-vaskulære nettverket. Ved hjelp av denne modellen, kan IVM i benmargen utføres i serie over 40 dager. Denne tilnærmingen kan brukes på en rekke felt for å belyse de prosesser hematopoiesis, immunregulering ennd svulst utvikling.

Protocol

MERK: All dyr arbeidet ble utført under protokollen # 2615 godkjent av University Health Network Institutional Animal Care og bruk komité. 1. Kirurgisk Utarbeidelse av Mouse Før kirurgi, sterilisere alle kirurgiske instrumenter og vinduet kammeret (WC) ved autoklavering. Supplere drikkevannet med 50 mg / kg kroppsvekt av amoksicillin 2 dager før kirurgi. Injisere mus med 0,1 mg / kg kroppsvekt av buprenorfin intraperitonealt 4 timer før operasjonen. Anesthetize atymiske nakne mus ved in…

Representative Results

Murine femoral benmarg er vellykket åpnes ved hjelp av WC for å muliggjøre visualisering av individuelle neutrofiler og vaskulære nettverk. Figur 1 viser WC instrumentet og beskriver den kirurgiske prosedyre, som innebærer eksponering av lårbenet og tynning av kortikalt ben til å skaffe optiske tilgang inne i bein. Operasjonen er godt tolerert hos mus; de ble vurdert for uheldige fysiske reaksjoner som hind lem hevelse, ikke-vektbærende på lem, selvskading, cell…

Discussion

Real-time, serie avbildning av de dynamiske cellulære prosesser i beinmarg inneholder informasjon som ellers er vanskelig å oppnå med konvensjonelle teknikker som histologi og totale blodverdier. Femur WC modellen beskrevet her gir unike muligheter til å undersøke cellulære og strukturelle endringer i benmargen over tid. Selv om en femur WC-modellen har tidligere blitt rapportert, vår romanen design gir en større bilde synsfelt og mindre generell WC størrelse, noe som er mer kompatible for bruk hos voksne mus. …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne ønsker å takke Avansert optisk mikros Facility (www.aomf.ca) ved University Health Network for å få hjelp med mikroskopi, og Mr. Jason Ellis fra Princess Margaret Cancer Center Machine Shop for produksjon av WC og bilde scenen. Vi ønsker også å takke Dr. Iris Kulbatski for manuskript redigering.

Materials

NRCNU-F athymic nude mice Taconic Ncr nude 8-10 weeks old, female
Saline Baxter JB1302P
Ketamine hydrochloride Bioniche Animal Health Canada, Inc.  DIN 01989529
Xylazine Bayer HealthCare, Bayer Inc. DIN 02169592
Surgical drape Proxima DYNJP2405
Electric heating pad Life Brand 57800827375
Stereomicroscope Leica Leica M60
Eye ointment (tear gel) Novartis  T296/2
7.5% betadine Purdue Frederick Co 67618-151-16
70% isopropyl alcohol GreenField P010IP7P
10% betadine Purdue Frederick Co 67618-150-05
Scalpel handle (#3) Fine Science Tools 10003-12
Scalpel blade (#15) VWR 89176-368
Spring Scissors curved Fine science Tools 15023-10
Baby-Mixter Hemostat Fine science Tools 13013-14
Fine Scissors Fine science Tools 14094-11
Extra Fine Graefe Forceps Fine science Tools 11151-10
Halsted-Mosquito Hemostats Fine science Tools 13008-12
Micro-drill Harvard Apparaus 72-6065
Micro-drill burrs Fine Science Tools 19007-14
Femur window chamber PMCC machine shop custom design 9.1mm- 8.5mm- 7.5 mm (outer to inner diameter), 2.16 mm (radius of two holes), 13.9mm (distance between two holes), 0.7mm (thickness)
U-shaped bar PMCC machine shop custom design 13.8mm (length), 1.6 mm (width), 3.7mm (height)
Coverglass (8mm) Warner Instruments  HBIO 64-0701 CS-8R
Retaining ring (8mm) ACKLANDS GRAINGER UNSPSC # 31163202
Nuts (hexagon stainless steel) Fastenal 70701
Dental cement 3M RelyX U200
Suture (5-0 Monosof black) Covioien SN-5698
Halsey needle holder Fine Science Tools 12501-13
Buprenorphine (Temgesic) Reckitt Benckiser DIN 0281251
Meloxicam (Metacam) Boehringer Ingelheim DIN 02240463
Amoxicillin (Clamavox) Pfizer DIN 02027879
FITC-Dextran Sigma-Aldrich FD2000S
APC- Anti-Mouse Ly-6G (Gr-1)  eBioscience 17-9668
Two-photon microscope LSM 710 Carl Zeiss Zeiss LSM 710 NLO
Imaging stage PMCC machine shop custom design 15.9cm (length), 11cm (width), 0,9cm (height)
Imaris software Bitplane Imaris 8.0 Image analysis software described in Section 3 of the Protocol 
Zen 2012 Zeiss Zen 2012 Image acqusition software described in Section 2 of the Protocol 

Referenzen

  1. Zhao, E., et al. Bone marrow and the control of immunity. Cell Mol Immunol. 9 (1), 11-19 (2012).
  2. Borregaard, N. Neutrophils, from marrow to microbes. Immunity. 33 (5), 657-670 (2010).
  3. Boxio, R., Bossenmeyer-Pourie, C., Steinckwich, N., Dournon, C., Nusse, O. Mouse bone marrow contains large numbers of functionally competent neutrophils. J Leukoc Biol. 75 (4), 604-611 (2004).
  4. Fridlender, Z. G., Albelda, S. M. Tumor-associated neutrophils: friend or foe?. Carcinogenesis. , (2012).
  5. Fridlender, Z. G., et al. Polarization of tumor-associated neutrophil phenotype by TGF-beta: ‘N1’ versus ‘N2 TAN. Cancer Cell. 16 (3), 183-194 (2009).
  6. Coffelt, S. B., et al. IL-17-producing [ggr][dgr] T cells and neutrophils conspire to promote breast cancer metastasis. Nature. 522 (7556), 345-348 (2015).
  7. Kitamura, T., Qian, B. Z., Pollard, J. W. Immune cell promotion of metastasis. Nat Rev Immunol. 15 (2), 73-86 (2015).
  8. Granot, Z., et al. Tumor entrained neutrophils inhibit seeding in the premetastatic lung. Cancer Cell. 20 (3), 300-314 (2011).
  9. Travlos, G. S. Normal structure, function, and histology of the bone marrow. Toxicol Pathol. 34 (5), 548-565 (2006).
  10. Pittet, M. J., Weissleder, R. Intravital Imaging. Cell. 147 (5), 983-991 (2011).
  11. Alieva, M., Ritsma, L., Giedt, R. J., Weissleder, R., van Rheenen, J. Imaging windows for long-term intravital imaging. IntraVital. 3 (2), e29917 (2014).
  12. Hamon, P., Rodero, M. P., Combadiere, C., Boissonnas, A. Tracking mouse bone marrow monocytes in vivo. J Vis Exp. (96), e52476 (2015).
  13. Mazo, I. B., et al. Hematopoietic Progenitor Cell Rolling in Bone Marrow Microvessels: Parallel Contributions by Endothelial Selectins and Vascular Cell Adhesion Molecule 1. J. Exp. Med. 188 (3), 465-474 (1998).
  14. Scott, M. K., Akinduro, O., Lo Celso, C. In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow. J. Vis. Exp. (91), e51683 (2014).
  15. Lassailly, F., Foster, K., Lopez-Onieva, L., Currie, E., Bonnet, D. Multimodal imaging reveals structural and functional heterogeneity in different bone marrow compartments: functional implications on hematopoietic stem cells. Blood. 122 (10), 1730-1740 (2013).
  16. Kohler, A., Geiger, H., Gunzer, M. Imaging hematopoietic stem cells in the marrow of long bones in vivo. Methods Mol Biol. 750, 215-224 (2011).
  17. Balan, M., Kiefer, F. A novel model for ectopic, chronic, intravital multiphoton imaging of bone marrow vasculature and architecture in split femurs. IntraVital. 4 (2), e1066949 (2015).
  18. Hansen-Algenstaedt, N., et al. Femur window–a new approach to microcirculation of living bone in situ. J Orthop Res. 23 (5), 1073-1082 (2005).
  19. Xu, N., Lei, X., Liu, L. Tracking Neutrophil Intraluminal Crawling, Transendothelial Migration and Chemotaxis in Tissue by Intravital Video Microscopy. J. Vis. Exp. (55), e3296 (2011).
  20. Mizuno, R., et al. In vivo imaging reveals PKA regulation of ERK activity during neutrophil recruitment to inflamed intestines. J. Exp. Med. 211 (6), 1123-1136 (2014).
  21. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  22. Yipp, B. G., Kubes, P. Antibodies against neutrophil LY6G do not inhibit leukocyte recruitment in mice in vivo. Blood. 121 (1), 241-242 (2013).
  23. Bucher, K., et al. Fluorescent Ly6G antibodies determine macrophage phagocytosis of neutrophils and alter the retrieval of neutrophils in mice. J Leukoc Biol. 98 (3), 365-372 (2015).
  24. Lammermann, T., et al. Neutrophil swarms require LTB4 and integrins at sites of cell death in vivo. Nature. 498 (7454), 371-375 (2013).
  25. Progatzky, F., Dallman, M. J., Lo Celso, C. From seeing to believing: labelling strategies for in vivo cell-tracking experiments. Interface Focus. 3 (3), (2013).
  26. Koewler, N. J., et al. Effects of a Monoclonal Antibody Raised Against Nerve Growth Factor on Skeletal Pain and Bone Healing After Fracture of the C57BL/6J Mouse Femur. J. Bone Miner Res. 22 (11), 1732-1742 (2007).
  27. Garcia, P., et al. Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review. Eur Cell Mater. 26, 1-12 (2013).
  28. Liu, K., et al. A murine femoral segmental defect model for bone tissue engineering using a novel rigid internal fixation system. J Surg Res. 183 (2), 493-502 (2013).
  29. Morrison, S. J., Scadden, D. T. The bone marrow niche for haematopoietic stem cells. Nature. 505 (7483), 327-334 (2014).
  30. Ellis, S. L., et al. The relationship between bone, hemopoietic stem cells, and vasculature. Blood. 118 (6), 1516-1524 (2011).
  31. Vacaru, A., Vitale, J., Nieves, J., Baron, M., Singh, S. R., Coppola, V. Mouse Genetics. Methods in Molecular Biology. 1194, 289-312 (2014).
check_url/de/54205?article_type=t

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Chen, Y., Maeda, A., Bu, J., DaCosta, R. Femur Window Chamber Model for In Vivo Cell Tracking in the Murine Bone Marrow. J. Vis. Exp. (113), e54205, doi:10.3791/54205 (2016).

View Video