Implantation och inspelning av Wireless elektroretinogram och Visual Evoked Potential hos råttor vid medvetande
Summary
Vi visar kirurgiska implantation och inspelning förfaranden för att mäta visuella elektrofysiologiska signaler från ögat (elektroretinogram) och hjärna (visuell evoked potential) hos råttor vid medvetande, vilket är mer analogt med det mänskliga tillståndet där inspelningar görs utan bedövning blandar ihop.
Abstract
Den fullständiga fält elektroretinogram (ERG) och visuellt framkallat potential (VEP) är användbara verktyg för att bedöma retinal och visuella vägen integritet i både laboratorie- och kliniska miljöer. För närvarande är prekliniska ERG och VEP mätningar utfördes med anestesi att säkerställa stabila elektrodplaceringar. Emellertid har mycket närvaro av anestesi visats förorena normala fysiologiska responser. För att övervinna dessa anestesi blandar ihop, utvecklar vi en ny plattform för att analysera ERG och VEP i råttor vid medvetande. Elektroder inopererade under conjunctivally på ögat för att analysera ERG och epiduralt över syncentrum för att mäta VEP. En rad amplitud och känslighet / tidsparametrar analyseras för både ERG och VEP öka självlysande energier. ERG och VEP signaler visas sig vara stabil och repeterbar under åtminstone 4 veckor efter kirurgisk implantation. Denna förmåga att spela ERG och VEP signaler utan bedövning confounds i prekliniska sKomma bör ge överlägsen översättning till kliniska data.
Introduction
ERG och VEP är minimalt invasiva in vivo verktyg för att bedöma integriteten av retinala och visuella vägar respektive i både laboratoriet och kliniken. Den fullständiga fält ERG ger en karakteristisk vågform som kan brytas ner i olika komponenter, med varje element representerar olika cellklasser näthinnans vägen 1,2. Den klassiska fullständiga fältet ERG vågform består av en initial negativ lutning (a-vågen), vilket har visat sig representera fotoreceptoraktivitet inlägget ljusexponering 2-4. A-vågen följs av en betydande positiv vågform (b-vågen) som avspeglar elektrisk aktivitet i medel näthinnan, främst de ON-bipolära celler 5-7. Dessutom kan man variera ljusenergi och inter stimulus-intervall för att isolera kon från stav svar 8.
Blixten VEP representerar elektriska potentialerna syncentrum och hjärnstammen som svar på näthinnan ljus stimulering9,10. Denna vågform kan delas upp i tidiga och sena komponenter, med den tidiga komponenten reflekterande aktivitet av nervceller i Retino-geniculo-striate väg 11-13 och den sena komponenten representerar kortikala behandlingen som utförs i olika V1 lamellerna hos råttor 11,13. Därför samtidig mätning av ERG och VEP returnerar omfattande bedömning av de strukturer som deltar i den visuella vägen.
För närvarande, för att spela in elektrofysiologi i djur, är anestesi används för att möjliggöra en stabil placering av elektroderna. Det har gjorts försök att mäta ERG och VEP i medvetna råttor 14-16 men dessa studier användes en fast installation, som kan vara besvärligt och kan leda till djur stress genom att begränsa djurförflyttningar och naturliga beteende 17. Med de senaste framstegen inom trådlös teknik, inklusive förbättrad miniatyrisering och batteritid, är det nu möjligt att genomföra en telemetri strategi för ERG end VEP inspelning, minskar stress i samband med trådbundna inspelningar och förbättra lång sikt. Fullt interna stabila implantationer av telemetri sonder har visat sig vara framgångsrik för kronisk övervakning av temperatur, blodtryck 18, aktivitet 19 liksom elektroencefalografi 20. Sådana tekniska framsteg kommer också att hjälpa med repeterbarhet och stabilitet vid medvetande inspelningar, öka plattformens verktyg för kroniska studier.
Protocol
Representative Results
Discussion
På grund av den minimalinvasiv karaktär visuell elektro är ERG och VEP inspelningar i humanpatienter genomförs under medvetna förhållanden och endast kräver användning av lokalbedövningsmedel för elektrodplacering. Däremot är visuell elektro i djurmodeller konventionellt utförs under narkos för att möjliggöra en stabil elektrodplacering genom att eliminera frivilliga ögon och kroppsrörelser. Men vanligen använda narkos ändra ERG och VEP svar som framgår av vår tidigare publikation 24 och…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).
Materials
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~0.7mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 watt and one 1 watt LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3-0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 mL |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1×5, 30cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
Referenzen
- Frishman, L. J. . Origins of the Electroretinogram. , (2006).
- Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
- Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
- Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
- Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
- Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
- Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
- Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
- Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
- Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
- Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
- Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
- Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
- Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
- Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
- Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
- Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
- Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
- Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
- Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
- He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
- Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
- Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
- Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
- Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
- Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
- Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
- Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
- Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).
