Implantation og Registrering af Wireless elektroretinogrammet og visuelt fremkaldt potentiale i vågne rotter
Summary
Vi viser kirurgisk implantation og Optagelse procedurer til at måle visuelle elektrofysiologiske signaler fra øjet (elektroretinogrammet) og hjerne (visuelt fremkaldt potentielle) i rotter ved bevidsthed, hvilket er mere analogt med den menneskelige tilstand, hvor optagelserne foregår uden anæstesi andre variable.
Abstract
Den fulde-field elektroretinogram (ERG) og visuelt fremkaldt potentiale (VEP) er nyttige redskaber til at vurdere retinal og visuel vej integritet i både laboratoriet og kliniske omgivelser. I øjeblikket er prækliniske ERG og VEP målinger udført med anæstesi at sikre stabile elektrode placeringer. Men selve tilstedeværelsen af anæstesi er blevet vist, at forurene normale fysiologiske responser. For at overvinde disse anæstesi andre variable, udvikler vi en ny platform til at analysere ERG og VEP i bevidste rotter. Elektroder er kirurgisk implanteret sub-conjunctivally på øjet til at analysere ERG og epiduralt over visuelle cortex at måle VEP. En række amplitude og sensitivitet / timing parametre analyseres for både ERG og VEP ved stigende lysende energier. ERG og VEP signaler er vist at være stabile og gentagelig i mindst 4 uger efter kirurgisk implantation. Denne evne til at optage ERG og VEP signaler uden bedøvelse confounds i de prækliniske sGODT bør give overlegen oversættelse til kliniske data.
Introduction
ERG og VEP er minimalt invasiv in vivo værktøjer til at vurdere integriteten af retinale og visuelle veje henholdsvis i både laboratoriet og klinikken. Den fulde-field ERG giver en karakteristisk bølgeform, der kan opdeles i forskellige komponenter, med hvert element repræsenterer forskellige celle klasser i retinal pathway 1,2. Den klassiske fuld-field ERG bølgeform består af en første negativ hældning (a-bølge), som har vist sig at repræsentere fotoreceptorer aktivitet efter lyseksponering 2-4. Den a-bølge er efterfulgt af en betydelig positiv bølgeform (b-bølge), der afspejler elektriske aktivitet i midten nethinden, overvejende de ON-bipolære celler 5-7. Desuden kan man variere lysende energi og inter-stimulus-interval at isolere kegle fra stang reaktioner 8.
Blitzen VEP repræsenterer elektriske potentialer af den visuelle cortex og hjernestammen som respons på retinal lys stimulation9,10. Denne bølgeform kan opdeles i tidlige og sene komponenter, med den tidlige komponent afspejler aktiviteten af neuroner i retino-geniculo-striate vej 11-13 og den sene komponent repræsenterer kortikal behandling udført i forskellige V1 lagene i rotter 11,13. Derfor samtidig måling af ERG og VEP returnerer omfattende vurdering af de involverede i den visuelle pathway strukturer.
Øjeblikket, for at registrere elektrofysiologi i dyr, er anæstesi anvendes til at muliggøre stabil placering af elektroder. Der har været forsøg på at måle ERG og VEP i vågne rotter 14-16, men disse undersøgelser ansat en kabelforbundet setup, som kan være besværlige og kan føre til dyr stress ved at begrænse dyrs bevægelser og naturlige adfærd 17. Med de seneste fremskridt inden for trådløs teknologi, herunder forbedret miniaturisering og batteriets levetid, er det nu muligt at gennemføre en telemetri tilgang til ERG end VEP optagelse, faldende stress i forbindelse med kabelforbundne optagelser og forbedre lang sigt. Fuldt internaliserede stabile implantationer af telemetri sonder har vist sig at være en succes for kronisk overvågning af temperatur, blodtryk 18, aktivitet 19 samt electroencefalografi 20. Sådanne teknologiske fremskridt vil også hjælpe med repeterbarhed og stabilitet bevidste optagelser, øge platformens anvendelighed for kroniske studier.
Protocol
Representative Results
Discussion
På grund af den minimalt invasiv karakter visuel elektrofysiologi, er ERG og VEP optagelser i humane patienter udført under bevidste betingelser og kun kræver anvendelse af topiske anæstetika til placering af elektroder. I modsætning hertil er visuel elektrofysiologi i dyremodeller konventionelt udført under generel anæstesi for at muliggøre en stabil elektrode placering ved at fjerne frivillige øjet og kropsbevægelser. Men almindeligt anvendte generelle anæstetika ændre ERG og VEP reaktioner som det fremgå…
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).
Materials
| Bioamplifier | ADInstruments | ML 135 | Amplifies ERG and VEP signals |
| Carboxymethylcellulose sodium 1.0% | Allergan | CAS 0009000-11-7 | Maintain corneal hydration during surgery |
| Carprofen 0.5% | Pfizer Animal Health Group | CAS 53716-49-7 | Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment |
| Chlorhexadine 0.5% | Orion Laboratories | 27411, 80085 | Disinfection of surgical instrument |
| Cyanoacrylate gel activator | RS components | 473-439 | Quickly dries cyanoacrylate gel |
| Cyanocrylate gel | RS components | 473-423 | Fix stainless screws to skull |
| Dental burr | Storz Instruments, Bausch and Lomb | E0824A | Miniature drill head of ~0.7mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws |
| Drill | Bosch | Dremel 300 series | Automatic drill for trepanning |
| Enrofloxin | Troy Laboratories | Prophylactic antibiotic post surgey | |
| Ganzfeld integrating sphere | Photometric Solutions International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size | |
| Gauze swabs | Multigate Medical Products Pty Ltd | 57-100B | Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery |
| Isoflurane 99.9% | Abbott Australasia Pty Ltd | CAS 26675-46-7 | Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery |
| Kenacomb ointment | Aspen Pharma Pty Ltd | To reduce skin irritation and itching after surgery | |
| Luxeon LEDs | Phillips Lighting Co. | For light stimulation, twenty 5 watt and one 1 watt LEDs, controlled by Scope software | |
| Needle (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501959 | for suturing abdominal and head surgery, used with 3-0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15mm |
| Needle holder (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500224 | To hold needle during abdominal and head surgery |
| Needle holder (microsurgery) | World Precision Instruments | 555419NT | To hold needle during ocular surgery |
| Optiva catheter | Smiths Medical International LTD | 16 or 21 G | Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva |
| Povidone iodine 10% | Sanofi-Aventis | CAS 25655-41-8 | Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 mL |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML 785 | Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter |
| Proxymetacaine 0.5% | Alcon Laboratories | CAS 5875-06-9 | Topical ocular analgesia |
| Restrainer | cutom made | Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. | |
| Scapel blade | R.G. Medical Supplies | SNSM0206 | For surgical incision |
| Scissors (macrosurgery) | World Precision Instruments | 501225 | for cutting tissue on the abodmen and forhead |
| Scissors (microsurgery) | World Precision Instruments | 501232 | To dissect the conjunctiva for electrode attachment |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data |
| Shaver | Oster | Golden A5 | Shave fur from surgical areas |
| Stainless streel screws | MicroFasteners | L001.003CS304 | 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length |
| Stereotaxic frame | David Kopf | Model 900 | A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull |
| Surgical drape | Vital Medical Supplies | GM29-612EE | Ensure sterile enviornment during surgery |
| Suture (macrosurgery) | Ninbo medical needles | 3-0 | for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60cm |
| Suture needle (microsurgery) | Ninbo medical needles | 8-0 or 9-0 | for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1×5, 30cm |
| Telemetry data converter | DataSciences International | R08 | allows telemetry signal to interface with data collection software |
| Telemetry Data Exchange Matrix | DataSciences International | Gathers data from transmitters, pair with receiver | |
| Telemetry data receiver | DataSciences International | RPC-1 | Receives telemetry data from transmitter |
| Telemetry transmitter | DataSciences International | F50-EEE | 3 channel telemetry transmitter |
| Tropicamide 0.5% | Alcon Laboratories | Iris dilation | |
| Tweezers (macrosurgery) | World Precision Instruments | 500092 | Manipulate tissues during abdominal and head surgery |
| Tweezers (microsurgery) | World Precision Instruments | 500342 | Manipulate tissues during ocular surgery |
Referenzen
- Frishman, L. J. . Origins of the Electroretinogram. , (2006).
- Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
- Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
- Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
- Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
- Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
- Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
- Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
- Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
- Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
- Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
- Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
- Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
- Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
- Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
- Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
- Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
- Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
- Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
- Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
- He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
- Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
- Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
- Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
- Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
- Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
- Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
- Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
- Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).
