반수체 제브라 피쉬 배아의 생산에 의해<em> 체외</em> 시비
Summary
The zebrafish is a powerful model system for developmental biology and human disease research due to their genetic similarity with higher vertebrates. This protocol describes a methodology to create haploid zebrafish embryos that can be utilized for forward screen strategies to identify recessive mutations in genes essential for early embryogenesis.
Abstract
제브라 피쉬는 과학적 연구의 많은 분야와 관련이 주류 척추의 모델이되고 있습니다. 낭 배기에서 기본적인 실체와 기관 형성에 이르기까지 이벤트의 직접 관찰을 가능하게 특성의 별자리 – 제브라 피쉬는 특히 잘 인해 외부 수정, 태아의 크기, 빠른 개체 발생, 광학 선명도에 발달 과정의 앞으로 유전자 분석에 적합합니다. 또한, 제브라 피쉬 배아는 반수체 상태로 몇 일 동안 살아남을 수 있습니다. 먼저 세대 부모 (P) 세대에서 돌연변이 유발을 다음 (F1) 여성 사업자에 존재하는 열성 돌연변이 대립 유전자의 식별을 가능으로 체외에서 반수체 배아의 생산은, 돌연변이 분석을위한 강력한 도구입니다. 이 방법은, 따라서 감소와 함께 연구자의 시간을 절약, 여러 세대의 돌연변이 가족의 번식을 포함한다 (등 F2, F3 등) 인상의 필요성을 제거제브라 피쉬의 식민지 공간, 노동, 및 사육 비용을 필요로한다. 제브라 피쉬가 지난 수십 년 스크린 순방향 수행하기 위해 사용되었지만, 형질 전환 및 게놈 편집 도구의 꾸준한 확장되고있다. 이 도구는 이제 더 이상 척추 동물의 개체 발생 드라이브 유전자 조절 네트워크를 해부하는 데 사용할 수있는 차세대 스크린의 미묘한 분석을 만들 수있는 방법의 과다를 제공합니다. 여기, 우리는 반수체 제브라 피쉬 배아를 준비하는 방법에 대해 설명합니다. 이 프로토콜은 초기 배아 단계에서 형성 프로세스 및 조직의 넓은 번호를 개발의 메커니즘을 해결하기 위해, 이러한 증강과 억제 화면에서와 같이 새로운 미래 반수체 스크린에 구현 될 수있다.
Introduction
척추 동물의 개발을 조율 기본적인 프로세스는 크게 1 보존됩니다. 개발에 필수적인 역할과 유전자를 식별 할 수있는 강력한 방법은 그 과정에서 표현형 결함으로 이어질 유전성 돌연변이를 분리하는 것이다. 제브라 피쉬, 다니오 rerio는 지난 수십 년 2 이상의 척추 발달 유전학을위한 널리 사용되는 모델 생물이 된 Cyprinidae 물고기 가족에 속하는 작은 민물 경골 종입니다. Zebrafish의 계란은 수정 3의 시작에서 수정란에 대한 액세스를 허용, 외부에서 수정 된 있습니다. 또한, 초기 배아 간단한 실체 3과 발달의 시각화를 가능하게 광학적으로 투명하다. Zebrafish의 개체 발생은 분열, 낭 배기, 크게 개발 3의 첫 번째 날에 완료 등 심장과 신장 등 많은 구조의 기관 형성의 과정과, 빠른입니다. 티그는 성적 성숙에 애벌레 단계에서 시간이 2~3개월 소요되며, 성인의 길이는 약 3 ~ 4 cm의 많은 물고기가 최소한의 공간이 유지 될 수있는 작은 척추 동물이다. 또한, 제브라 피쉬의 성인은 일주일에 2 당 수백 개의 배아를 생산할 수있는 각 물고기, 높은 생산력이있다. 이러한 특성은 순방향 제브라 피쉬의 온순함을 렌더링 및 유전 화면을 반대했다. 제브라 피쉬는 해부학, 세포 생물학, 포유류 2,4와 같은 더 진보 된 척추 동물 종의 생리에 보존의 높은 수준을 가지고 있습니다. 사실, 최근의 서열 분석은 제브라 피쉬의 게놈은 인간 유전자 5의 거의 70 %에 상동이 포함되어 있음을 보여 주었다. 이 보존 배아와 성인 조건 2,4를 모두 포함하여 수많은 인간 질병 모델로 제브라 피쉬를 사용하는 연구원을 가능하게했다. 이와 함께, 이러한 요인은 유전자를 식별하기위한 스크린을위한 우수한 시스템은 제브라 피쉬 만든정상적인 척추 동물의 개체 발생에 필수적인.
대형 스크린의 수는 제브라 피쉬에서 실시 된 발달 유전자 6-8에서 수천 개의 돌연변이를 발견했습니다. 제브라 피쉬의 성인 남성은 돌연변이 유발 의무이며, 염색체 변화는 화학 물질의 돌연변이의 ethylnitrosourea (ENU) 6,7 또는 레트로 바이러스 insertional 돌연변이 유발 9를 사용하여 상대적으로 높은 주파수를 생성 할 수 있습니다. 현재까지 9,000 유전 돌연변이 생성 및 배아의 거의 모든 측면에 영향을 미치는 유전자를 포함하고 있습니다. 제브라 피쉬의 사회는 세계 각국에서 약 5,000 돌연변이와 유전자 변형 대립 유전자를 수집 한 Zebrafish의 국제 자원 센터 (또는 ZIRC) 10 일에이 돌연변이 체의 중앙 은행을 설립했다. 이러한 돌연변이의 대부분은 분석 및 생물 분야에 걸쳐 NUMERO 떨어져 애타게하는 데 사용 된 중요한 정보를 연구자를 제공, 복제 된제브라 피쉬의 실험으로 발생하는 통찰력을 통해 우리 세포의 생리 학적 경로.
앞으로 화면이 중요한 유전자의 인상적인 번호를 확인했지만, 많은 프로세스의 무수한을 중재 유전자 규제 네트워크에 대한 이해 될 아직. 지금까지 수행 많은 스크린은 포화에 도달하지 않은, 따라서 앞으로뿐만 아니라 역 유전 화면은 배아 발생의 메커니즘을 파악하고 분석 할 수있는 초석이 남아있다. 단일 zebrafish의 돌연변이 라인에서 수집 할 수있는 엄청난 통찰력이 있지만, 현장의 주요 제한 요소는 역사적으로 위치 복제에 필요한 시간이 소요되는 노력을하고있다. 이러한 이유로, 많은 화학적으로 유도 된 돌연변이의 신원은 신비에 남아있다. 그러나, 빠른 복제 11-14을 용이하게 전체 게놈 시퀀싱 방법의 최근 출현으로, 유전자 변이의 매우 효율적인 식별 이제 철입니다asible.
제브라 피쉬의 원형 앞으로 화면 (그림 1, 열을 왼쪽) 세 세대 6,7 내 열성 돌연변이를 식별 할 수있는 이배체 화면입니다. 이 기술은 부모 (P) 남성의 생식 세포에서 생성하는 돌연변이를 포함하고 야생 형 여성과 남성이 짝짓기. 이 짝짓기에서 첫 번째 세대 (F1) 자손의 각 변이 아버지의 게놈의 염색체 기여로 인해 하나 이상의 독특한 변이를 항구 것입니다. F1 자손가 발생하고 F2 가족을 만들 수있는 야생 유형 outcrossed됩니다. F2의 가족, 형제 자매는 야생형 또는 이형 사업자가 될 것이며, 그 표현형 (들)에 대한 분석 F3 클러치를 생성하기 위해 무작위로 incrossed됩니다. 이형 사업자의 F3 클러치는 25 % 야생형, 50 % 이형, 25 % 동형 접합 돌연변이 물고기를 포함합니다. 이 다중 세대 검사 스키마는하지만,이 하나의 주요 단점 효과적이다pproach 화면을 준비하기 위해 필요한 시간을 포함한다 : 각 세대는 성적 성숙에 도달 3 개월 주위에 필요로하기 때문에 혼자 물고기 사육의 적어도 1 년, 참여하고있다. 이배체 화면의 이러한 유형의 다른 제한은 작업 공간, 주거 비용이 세대입니다.
반수체 화면 유사한 돌연변이 전략 (15) (도 1, 오른쪽 칼럼)를 사용하여 열성 돌연변이를 확인하고이어서 분리하는 데 사용될 수있는 하나의 대안이다. 반수체 제브라 피쉬 배아의 생산은 처음 30 년 전 16 설명하고, 반수체 염색체 배수체와 함께 며칠 동안 개발하기 위해 일반적으로 이배체 제브라 피쉬의 능력이 시간 이후 수많은 유전자 연구에 활용되고 있습니다. 반수체 화면의 주요 이점은이 방법은 열성 돌연변이 대립 형질을 선별하기 위해 F2 가족을 높이는 포함하지 않습니다. 대신, F1 세대 암컷에 대해 평가된다반수체 상태에서 자신의 F2 자손 (그림 1, 오른쪽 열)을 검사하여 그 과정에서 열성 돌연변이의 이형. 전반적으로, 반수체 배아를 획득하는 단계 (그림 2) 상대적으로 간단합니다. 뱃속에서 (또는 "짜") 계란을 돌출하기 위해 정자의 처리에 필요한 솔루션의 준비를 한 후, 계란은 수동 조작에 의해 F1 세대의 여성에서 얻을 수 있습니다. 계란이 획득되면, 그들은 자외선 (UV) 불 활성화 정자에 노출에 의해 체외에서 수정 된 있습니다. UV 불 활성화 정자 인해 단파장 UV가 아버지 DNA를 가교 결합한다는 사실을 알 가능한 DNA에 기여하는 능력이다. 그러나, 정자는 난자 여전히 활동하고 접합체 개발과 관련된 이벤트를 트리거링 할 수있다. 신진 대사 활성화되면, 계란 세포의 감수 분열 II를 완료하고, 각 chromoso 만 한 모체 입금 사본을 개발하기 위해 진행됩니다나. 그것은 어머니의 염색체에 존재하는 경우이 때문에 1N의 배수체의 배아는 열성 돌연변이 대립 유전자의 개발 결과에 따라 달라질 수 있습니다. 어머니가 완전히 침투 열성 대립 유전자의 이형 캐리어 경우 따라서 각 F2 반수체 클러치는 50 % 야생형 50 % 돌연변이 배아를 포함합니다. 배아 유전자형이 분포는 그 돌연변이 표현형 (들)의 존재에 대한 클러치를 평가 측면에서 상대적으로 쉽게 할 수 있습니다. 이러한 표현형이 감지되면, F1 세대 여성 창업자는 이후 더 이형 캐리어를 만들고 인상 야생형 남성 제브라 피쉬에 outcrossed된다. 이 화면을 수행하기 위해 여러 세대를 올릴 필요가 없기 때문에, 연구원은 상당한 시간, 노동 및 수족관 공간을 절약하지만, 여전히 조사 F1 암컷의 수에 따라 게놈의 상당한 수를 조사하는 능력을 가지고있다. 따라서, 반수체 화면 absenc에서 시작 작은 실험실이나 프로젝트 특히 실현 가능상당한 자금의 전자.
그러나 haploids의 사용에 몇 가지 제한과 단점이 있습니다. 첫째, 반수체 제브라 피쉬 배아는 몇 일 동안 살고, 일반적으로 3에서 5 사이의 일 포스트 수정 (DPF) 15 다이. 반수체 제브라 피쉬 배아는 무엇보다도 그들이 그럼에도 불구하고 체절 세그먼트 15,17의 정상적인 번호가 짧은 땅딸막 한 몸되는 가운데, 여러 가지 특성에 따라 diploids 구별 될 수있다. 개발이 진행됨에 따라, 일반적으로 2 ~ 3 DPF 및 부종 15,17에 의해 혈액 풀링과 관련된 뇌의 전시는 세포 죽음을 증가하고 혈액 순환이 좋지 않습니다. 또한, haploids 수영 방광 15,17 팽창하지 못한다. 에 관계없이 이러한 형태 학적 차이, 대부분의 주요 장기와 조직은 심장, 눈, 및 척색 15, 17를 포함하여 형성된다. 하나의 기능은 반수체 클러치에 대한 언급은 결함 배아 & #의 다양성 측면에서 표현형의 범위를 포함하는 것입니다8212; 기능은 제브라 피쉬의 변종에 걸쳐 관찰했다. 조직 (들)와 그 시점은 야생형 반수체 변형에 합리적으로 정상적인 발달을 보여주는 경우에 따라서, 하나는 확인해야하기 때문에 화면 또는 다른 연구 프로젝트에 유전 적 결함에 대해 평가 될 가능성이있다.
이러한 문제에도 불구하고, 반수체 화면은 제브라 피쉬의 초기 개발 과정에 필요한 유전자를 확인하기 위해 성공적으로 구현되었으며, 반수체 프로토콜은 물론 몇 년 15-19를위한 지역 사회 자원을 설립되었습니다. 최근 반수체 물고기 배아를 생성하는 과정은 반수체 배아 줄기 송사리 (20, 21)에서 (ES) 세포 배양을 만드는 연구자들에 의해 사용되어왔다. 체외에서 송사리 반수체 배아의 생산 후, 배아는 반수체 세포의 순수한 클론과를 생성하는 또 다른 5~8주 다음에 약 15 주 동안 계대 배양 된 차 세포 배양을 유도하는 데 사용 된ES 세포의 특성 15-19. 물고기 반수체 ES 세포주의 생성은 척추 동물의 세포 계통에 열성 표현형 분석을위한 광범위한 미래의 약속을 보유하고, 앞으로 유전자 분석을위한 새로운 접근 방식을 나타냅니다. 따라서, 반수체 물고기 배아의 생성은 생물 의학 연구 커뮤니티에서 응용 프로그램을 성장하고있다. 이 비디오 문서 설립 프로토콜 15-19,22에 따라 UV-불 활성화 된 정자를 이용하여 체외에서 반수체 제브라 피쉬 배아의 생산과 관련된 단계의 시각적 데모를 제공합니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
반수체 검사는 초기 개발 단계에 대한 필요한 필수적인 유전자를 발견 할 수있는 유용한 기술입니다. 또한, 송사리로부터 반수체 세포의 배양은 반수체 세포는 척추 동물 유전자 연구 (20, 21)의 다른 유형의 가치있는 미래의 장소를 제공 할 수 있다는 것을 보여주는 수많은 연구 어플리케이션과 잠재력을 가지고 ES 같은 세포주를 분리하는 데 사용되었다. 이 프로토콜은 UV 불 활성화 정자와 체외 수정을 통해 반수체 제브라 피쉬 배아의 생산을 수행과 관련된 방법의 데모를 제공합니다. 이 방법론은 야생형 형질 전환 또는 증강 / 억제 검사에 대한 돌연변이 균주를 사용하여 만들 수 있습니다 돌연변이 된 F1 물고기, 앞으로 반수체 화면을 수행 할 수 있습니다.
반수체 전략을 사용하여 검사 시간이 크게 배체 검사에 비해 단축되어 있지만, 그럼에도 불구하고 완료하는 데 몇 개월이 걸릴 것입니다. 우리는 descri으로이전에 침대, 발달 이벤트의 수에 대한 현재의 지식에 새로운 기여를 만드는 데 도움이 될 수 모두의 반수체 스키마를 사용하여 화면을 수행하여 존재하는 많은 혜택이 있습니다. 반수체 화면 방법론 인해 시간, 공간, 및 필요한 물고기의 수의 감소에 기반 이배체 화면보다 열성 돌연변이 대립 유전자 식별을 위해 더 효율적이다. 그러나, 반수체 화면에 몇 가지 함정이있다. 배아는 반수체 게놈으로 제한된 시간 동안 생존 수 반수체 화면에는, 발전의 처음 며칠 이내에 활성 유전자에 돌연변이를 확인할 수있다. 나중에 개발에서 발현되는 유전자는 이배체 화면 같은 다른 방법으로 식별 될 필요가있을 것이다. 또한, 일부 기관은 반수체 유기체에서 제대로 개발하지 않습니다. 돌연변이가 반수체 검사 기술에 의해 누락 될 수 있습니다 해부학 적 이상, 또는 개발의 지연 시간이있을 수 있습니다. 나는N 추가, 물고기의 일부 변종은 반수체 상태 (15)에뿐만 아니라 개발하지 않습니다. Haploids는 배아 축에 결함이 배아를 지정하는 가장 일반적인, B되는, 좋은 중간 가난한 배아 기능의 등급을 매기는 시리즈로 분류 될 수 있지만 분명 머리와 꼬리, 그리고 C / D가 인식 할 수없는과 배아를 지정하는 기능 (노른자 공 꼭대기 세포의 질량) 15, 17. 이러한 범주 내에서 배아의 비율은 특정 유전 적 배경 15,17에서 더 널리 더 나은 품질의 haploids의 증가 숫자, 제브라 피쉬의 변형에 따라 달라집니다. 이러한 요인으로 인해, 그것은 돌연변이 유발 및 후속 교차를 수행하는 제브라 피쉬의 적절한 변형을 찾을 필요가있다. 우리의 최근 경험에 의하면, 야생형 튀빙겐 균주를 선별 가능한 haploids 생산 (그림 3과 같이 4) 역사적으로 제브라 피쉬 연구진은 반수체 experim의 AB 또는 AB * 변종을 사용했다하더라도[슬라이드 쇼 15.
이러한 전술 한 문제점에 더하여, 모든 프라이머 성인 지브라 피쉬 암컷 압착 기법을 수행 할 때 클러치를 생성 할 것이다. 예를 들어, ENU-돌연변이 튀빙겐 스트레인 여성과 함께 일하는 모든 여성의 약 절반 압박시에 클러치를 생산하고, 이들 중 일부 비율 (일반적으로 30 %)가 가난한 배아의 질 않았거나 수정 된 할 수 없습니다. 따라서, 반수체 화면을 수행하는 하나의 게놈의 원하는 번호를 (각 여성이 하나의 게놈 검사를 나타냄) 화면을 필요에 따라 두 배 이상 많은 물고기를 높이기 위해 계획해야합니다. 분석은 반수체 상태로 의무가있는 경우에 관계없이이 고려, 대규모 동물 시설없이 게놈의 큰 숫자를 충당하기 위해 심사의 반수체 방법의 장점은 참으로 매우 중요합니다. 그러나, 그것은 또한 반수체 클러치에서 식별 돌연변이 (들)의 추가 연구가 성공적 기모에 완전히 의존하고 있음에 유의해야한다여성의 설립자 N의 교배. 모든 화면에서와 같이, 배체 상태를 다시 확인해야합니다 초기 심사 과정에서 확인 된 '히트'.
반수체 화면을 사용하는 함정에도 불구하고, 과학 분야 15 통찰력 이익과 깊이 분석 된 돌연변이 체를 식별하는 매우 성공적인 것으로 나타났습니다. 반수체 화면 척추 개발의 다른 불완전하게 이해 과정을 조사하기 위해 구현 될 수있다. 증강과 억제 화면에 haploids를 사용하여 활동과 관심의 유전자의 규제 네트워크에 더 많은 통찰력을 얻을 수있는 하나의 방법입니다. 반수체 스크리닝 기술은 또한 인핸서와 이미 화학적 또는 insertional 돌연변이 유발과 같은 방법에 의해 분리 또는 역 유전학 경운 또는 TALENs 같은 접근 된 돌연변이 체의 억제제를 식별하는 데 사용될 수있다. 즉, 이전에 고립 ENU 돌연변이로 돌연변이 될 수 있고 인핸서 또는 S 스크리닝원래 돌연변이 표현형의 uppressors. 돌연변이는 성숙한 단계에 도달 할 수 있어야한다, 그래서 그것은 그러나 형질 전환의 최근 발전은 연구자들이이 문제를 둘러싼 할 수있다,이 화면을 수행하기 위해 이형 동물이나 약한 동형 접합 돌연변이 물고기를해야 할 필요가있다. 개발 경로를 조작하는 방법을 배우는 것은 질병 상태를 치료하기가 혼란 경로의 전망 등 많은 흥미로운 가능성으로 이어질 수 있습니다.
Offenlegungen
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 작품은 다음에서 RAW로 자금에 의해 지원되었다 : NIH 보조금 K01 DK083512, DP2 OD008470 및 R01 DK100237; 천 바질 오코너 초보 학술 수상 # 5 – 2012 년 – 75 년 3 월; 과학 및 생물 과학학과의 노트르담 대학의 대학에서 기금을 시작; 그리고 갤러거 가족 대신에 엘리자베스와 마이클 갤러거의 노트르담 대학에 관대 한 선물은 줄기 세포 연구를 육성한다. 출자자는 연구 설계, 데이터 수집 및 분석, 게시 할 수있는 의사 결정, 또는 원고의 준비에 역할을했다. 우리는 그들의 지원을 위해 생명 과학학과의 직원을 감사하고, 우리의 제브라 피쉬 식민지의 보호와 복지에 탁월한 헌신 노트르담 Zebrafish의 연구 센터. 우리는 그림 4에서 제공하는 사진을 촬영하기 위해 GF Gerlach에서 감사합니다. 마지막으로, 우리는 자신의 의견, 토론과 insig에 대한 우리의 연구 실험실의 모든 구성원을 감사이 작품에 대한 HTS.
Materials
| Name of Reagent/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Hank's Stock Solution #1 | 8.0 g NaCl, 0.4 g KCl in 100 ml ddH2O | ||
| Hank's Stock Solution #2 | 0.358 g Na2HPO4 anhydrous; 0.60 g K2H2PO4 in 100 ml ddH2O | ||
| Hank's Stock Solution #4 | 0.72 g CaCl2 in 50 ml ddH2O | ||
| Hank's Stock Solution #5 | 1.23 g MgSO4-7H2O in 50 ml ddH2O | ||
| Hank's Premix | Combine in the following order: (1) 10.0 ml HS#1, (2) 1.0 ml HS#2, (3) 1.0 ml HS#4, (4) 86 ml ddH2O, (5) 1.0 ml HS#5. Store all HS Solutions and Premix at 4 degrees Celcius. | ||
| Hank's Stock Solution #6 | 0.35 g NaHCO3 in 10.0 mls ddH2O; make fresh on day of use. | ||
| Hank's Final working solution | Combine 9.9 ml of Hank's Premix with 0.1 ml HS Stock #6 | ||
| XX-Series UV Bench lamp | UVP | 95-0042-05 | Model XX-15S Bench Lamp |
| XX Bench Stand (Adjustable) | UVP | 18-0062-01 | Model XX-15 Stand |
| Embryo incubation dish | Falcon | 35-1005 | |
| 50 X E3 | 250 mM NaCl, 8.5 mM KCL, 16.5 mM CaCl2, 16.5 mM MgSO4 in distilled water. Supplement with methylene blue (1 x 10-5 M) (Sigma M9140) to inhibit contamination. | ||
| 1 X E3 | Dilute 50 X E3 in distilled water | ||
| Stereomicroscope | Nikon | SMZ645; SMZ1000 |
Referenzen
- Haffter, P., Nüsslein-Volhard, C. Large scale genetics in a small vertebrate, the zebrafish. Int J Dev Biol. 40, 221-227 (1996).
- Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8, 353-367 (2007).
- Kimmel, C. B., et al. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203, 253-310 (1995).
- Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! Modeling human disease in zebrafish. J Clin Invest. 122, 2337-2343 (2012).
- Howe, K., et al. The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome. Nature. 496, 498-503 (2013).
- Haffter, P., et al. The identification of genes with unique and essential functions in the development of the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 1-26 (1996).
- Driever, W., et al. A genetic screen for mutations affecting embryogenesis in zebrafish. Development. 123, 37-43 (1996).
- Eisen, J. S. Zebrafish make a big splash. Cell. 87, 969-977 (1996).
- Amsterdam, A., et al. A large-scale insertional mutagenesis screen in zebrafish. Genes Dev. 13, 2713-2724 (1999).
- Bradford, Y., et al. ZFIN: enhancements and updates to the zebrafish model organism database. Nucleic Acids Res. 39, (2011).
- Bowen, M. E., et al. Efficient mapping and cloning of mutations in zebrafish by low-coverage whole-genome sequencing. Genetik. 190, 1017-1024 (2012).
- Leshchiner, I., et al. Mutation mapping and identification by whole-genome sequencing. Genome Res. 22, 1541-1548 (2012).
- Obholzer, N., et al. Rapid positional cloning of zebrafish mutations by linkage and homozygosity mapping using whole-genome sequencing. Development. 139, 4280-4290 (2012).
- Voz, M. L., et al. Fast homozygosity mapping and identification of a zebrafish ENU-induced mutation by whole-genome sequencing. PLoS ONE. 7, (2012).
- Walker, C. Haploid screens and gamma ray mutagenesis. Meth Cell Biol. 60, 43-70 (1999).
- Steisinger, G., et al. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291, 293-296 (1981).
- Westerfield, M. Chapter 2, Embryo Production by in vitro fertilization.”. The Zebrafish Book 4th ed. , (2000).
- Walker, C., et al. Making gynogenetic diploid zebrafish by early pressure. (28), (2009).
- Westerfield, M. Chapter 10: Recipes.”. The Zebrafish Book 4th ed. , (2000).
- Yi, M., Hong, N., Hong, Y. Generation of medaka fish haploid embryonic stem cells. Science. 326, 430-433 (2009).
- Yi, M., Hong, N., Hong, Y. Derivation and characterization of haploid embryonic stem cell cultures in medaka fish. Nat Protoc. 5, 1418-1430 (2010).
- Layton, J. E. . Undertaking a successful gynogenetic haploid screen in zebrafish.” Zebrafish, Methods and Protocols. 1st ed. , (2009).
- Wingert, R. A., et al. The cdx genes and retinoic acid control the positioning and segmentation of the zebrafish pronephros. PLoS Genet. 3, 1922-1938 (2007).
- Wingert, R. A., Davidson, A. J. Zebrafish nephrogenesis involves dynamic spatiotemporal expression changes in renal progenitors and essential signals form retinoic acid and irx3b. Dev Dyn. 240, 2011-2027 (2011).
